不同干燥方式對發芽青稞活性成分的影響

廖超，謝勇，覃小麗，葉正榮，陳沁濱，劉雄,*

1(西南大學 食品科學學院，重慶，400715)2(昌都市農業科學研究所，西藏 昌都，854000) 3(淮安嘉穗食品科技有限公司，江蘇 淮安，223400)

青稞是我國西藏地區的主要糧食作物，在青藏高原的農業生產和經濟發展中起著重要的作用[1]。發芽青稞中含有豐富的營養成分，如碳水化合物、蛋白質、脂肪、維生素、礦物質等，同時還包含一些植物化學成分，如β-葡聚糖、酚類化合物、黃酮、γ-氨基丁酸、類胡蘿卜素等[2]。發芽青稞已被證明是一種具有抗氧化活性、降低膽固醇、控制血糖和輔助降血脂等功能的雜糧[3-4]。但是，新鮮發芽的青稞水分含量較高，呼吸活性較強，極易腐敗變質，導致營養損失,需要干燥保藏。

食品的干燥技術對食品的理化品質有著重要的影響[5-8]。但目前，關于發芽青稞干燥工藝的研究鮮見報道，特別是不同干燥條件下發芽青稞的活性化學成分的變化還未研究清楚。

本實驗選取熱風干燥、微波干燥、冷凍干燥、熱泵干燥和真空干燥5種干燥方式，以收縮率、復水率、色澤、質構、微觀結構、黃酮、多酚、核黃素、β-葡聚糖和γ-氨基丁酸為指標，考察不同干燥方法對發芽青稞的品質和功能性成分的影響，并采用綜合系數法進行綜合評分，以期選出合適的干燥方法，為發芽青稞的生產加工提供合理的科學依據。

1 材料和方法

1.1 材料和儀器

材料：青稞，昌都市農業科學研究所。

試劑：色譜級甲醇、乙腈、乙酸鈉，美國Sigma Aldrich公司；次氯酸鈉、甲醇、NaNO2、AlCl3、NaOH、正己烷、乙酸乙酯、三氯乙酸、硼酸鈉及其他常規試劑(分析純)，重慶躍翔化工有限公司。

儀器設備：HWS-128型恒溫培養箱，寧波江南儀器廠；U -B型中波紫外線燈管，北京中儀博騰科技有限公司；U -B型紫外輻照計，北京師范大學光電儀器廠；FD-1A-50型真空冷凍干燥機，北京松源華興科技發展有限公司；DZF-6090Z電熱恒溫真空干燥箱，上海躍進醫療器械有限公司；WB-KQ01型熱泵 (移動除濕烘干機),廣州溫伴節能熱泵有限公司；EG823LA6-NR型微波爐，美的公司；DHG-9070型電熱恒溫鼓風干燥箱, 上海齊欣科學儀器有限公司；Phenom Pro-17A00403型掃描電鏡，荷蘭Phenom World公司；TA-XT plus質構儀，英國Stable Micro Systems公司；UltraScan PRO型測色儀，美國HunterLab公司;U -2450型紫外分光光度計、LC-20A型高效液相色譜，日本島津公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 青稞的發芽

挑選優質的青稞種子，按1∶5(g∶mL)的比例在5 g/L 的次氯酸鈉中浸泡15 min,達到滅菌的目的，并用純凈水洗滌至中性。將種子和純凈水以1∶5(g∶mL)的比例浸泡6 h。然后將浸泡后的種子用純凈水沖洗2次。將種子放入帶有2層加濕濾紙的培養箱中，在25 ℃下發芽。在發芽期間每天利用中波紫外線(20 μW/cm2)輻照6 h[9-10]，以提高活性成分的含量。同時每4 h噴1次純水，使濾紙保持濕潤。

1.2.2 干燥處理

取新鮮發芽的青稞80 g，采用熱風干燥、微波干燥、冷凍干燥、熱泵干燥和真空干燥進行干燥處理，使樣品的水分含量低于10%。參考何玉倩等[11]和XU等[12]的干燥方法，真空干燥的溫度為50 ℃，壓力為15 Pa；熱泵干燥的溫度為50 ℃，相對濕度為40%；熱風干燥的溫度為50 ℃；微波干燥的功率為500 W；冷凍干燥的冷阱溫度為-55 ℃，真空壓力為45 Pa。

1.2.3 復水率

根據WANG等[13]的方法，將一定量干燥樣品顆粒浸入60 ℃的蒸餾水中，時間間隔為30 min記錄樣品的質量，直至恒重為止。復水率按公式(1)計算，每組樣品至少重復測定3次，取其平均值。

(1)

式中：R，復水率；m1，復水前青稞的質量，g；m2，復水后青稞粒質量，g。

1.2.4 收縮率

根據SONG等[14]的珠粒位移法確定青稞樣品收縮引起的體積變化，樣品收縮率按公式(2)計算，每組樣品至少重復測定3次，取其平均值。

(2)

式中:0,干燥前青稞體積;d,干燥后青稞體積。

1.2.5 色差

使用色差儀測定干燥青稞粉末色度值L*、a*、b*，其中L*代表明度指數，a*是紅綠值，b*是黃藍值，每個樣品至少重復測定3次，取其平均值[12]。

1.2.6 質構

使用質構儀在TPA模式下測定干燥青稞的硬度。采用P/2探頭，測定前速度2 mm/s，測定中速度1 mm/s，測定后速度1 mm/s，樣品承受力為5.0 g，記錄樣品的硬度[11]。

1.2.7 微觀結構

將干燥的青稞樣品固定在銅樁上，在鍍金之后，通過掃描電子顯微鏡在高真空條件下以10 k 的加速電壓進行觀察,使用300倍捕獲放大圖像[12]。

1.2.8 黃酮含量測定

根據TOHIDI等[15]的方法，稱取1.00 g發芽青稞樣品置于試管中，加8 mL甲醇溶液(體積分數80%)。超聲振蕩1 h后，8 000 r/min離心10 min，取上清液置于10 mL的容量瓶中，定容至刻度線。取250 μL的樣品液和50 g/L 的NaNO2溶液150 μL混合，放置6 min。加100 g/L的AlCl3溶液300 μL，搖勻，放置5 min。加1 mol/L的NaOH 1.50 mL，水2.80 mL。振蕩混勻后，靜置15 min，在波長510 nm下，測定吸光度。總黃酮的含量以每克干物質中蘆丁當量計算。

1.2.9 多酚含量的測定

根據MA等[4]的方法并稍做修改，將1.00 g樣品溶解于20 mL正己烷當中，于黑暗處振搖15 min。將混合液在4 ℃，8 000 r/min的條件下離心20 min。除去上清液，得到殘渣，重復以上步驟2次。用體積分數80%的甲醇8 mL萃取離心的殘渣， 在室溫下晃動1 h。以4 ℃，8 000 r/min的條件離心20 min，得到上清液，重復以上步驟3次，將3次得到的上清液定容至25 mL，作為游離酚提取物。甲醇萃取后收集的殘余物在室溫下用 20 mL濃度2 mol/L的NaOH水解2 h。使用搖床在室溫和黑暗條件下搖動混合物,用6 mol/L的HCl溶液將其pH調節至1.5～2.0。使用25 mL正己烷將上清液脫脂，8 000 r/min離心10 min，棄去上清液。并用 25 mL乙酸乙酯萃取3次(總共75 mL)，8 000 r/min離心10 min，收集上清液。將合并的乙酸乙酯在35 ℃下用旋轉真空蒸發器在真空下蒸發至干。將干燥的提取物重新溶解在體積分數80%的甲醇中，并定容至10 mL，作為結合酚提取物。

將400 μL適當稀釋的粗提取物與3.0 mL 10倍新鮮稀釋的福林酚試劑混合，將溶液渦旋并平衡5 min。然后加入75 g/L的Na2CO3溶液3.0 mL并充分混合。在室溫和黑暗條件下靜置2 h， 使用分光光度計在765 nm 波長處測量吸光度。總酚含量以每克干物質中沒食子酸的當量計算。

1.2.10 核黃素含量的測定

根據參考文獻[16]和GB 5009.85—2016的方法，稱取2～10 g(精確至0.01 g)干燥后的樣品粉末于100 mL具塞錐形瓶中，加入60 mL 0.1 mol/L HCl溶液，充分搖勻，塞好瓶塞。將錐形瓶放入高壓滅菌鍋內，在121 ℃下保持30 min，冷卻至室溫后取出。用1 mol/L NaOH溶液將樣品液的pH調至6.0～6.5，加入2 mL木瓜蛋白酶和高峰淀粉酶混合酶溶液，搖勻后，置于37 ℃恒溫水浴鍋中酶解。將酶解液轉移至100 mL容量瓶中，加水定容至刻度,使用濾紙過濾得到濾液，濾液再通過0.45 μm 水相濾膜作為待測液。

色譜柱：C18柱(250 mm×4.6 mm，5 μm)；流動相A：0.05 mol/L乙酸鈉溶液，流動相B：甲醇；洗脫程序：流動相A∶流動相B=65∶35( ∶ )；流速1 mL/min；柱溫30 ℃；檢測波長：激發波長462 nm，發射波長522 nm；進樣體積20 μL。

1.2.11 β-葡聚糖含量的測定

根據美國谷物化學家協會(American Association of Cereal Chemists，AACC)(AACC 32-23.01)和美國分析化學家協會 (Association of Official Analytical Chemists，AOAC)(AOAC 995.16)的方法，取0.200 g樣品，加入5 mL 體積分數50%乙醇，沸水浴5 min，渦旋片刻，再加入體積分數50%乙醇5 mL，于1 800×g下，離心10 min,棄去上清液。加入4.00 mL pH 6.5的磷酸緩沖液，于50 ℃下水浴5 min，再加入0.20 mL 10U的β-葡聚糖苷酶，并在50 ℃下水浴1 h,其中在水浴過程中渦旋3～4次。水浴結束后，加入2.00 mL pH 4.0磷酸緩沖液，于1 000×g的條件下離心10 min。取3份0.10 mL的上清液和1份0.1 mL的葡萄糖標準液置于反應試管中，其中在2個樣品液和葡萄糖標準液中加入0.10 mL的β-葡萄糖苷酶，第3個樣品液做為空白對照，于50 ℃下水浴10 min。再加入3.00 mL的葡萄糖氧化酶和過氧化物酶的混合液，于50 ℃下水浴20 min。在510 nm波長處測定吸光度。

1.2.12 γ-氨基丁酸含量的測定

根據LIU等[17]的方法，將0.500 g的干燥樣品與5 mL 100 g/L三氯乙酸混合，并將樣品提取物在振蕩器上振搖1 min，以充分混勻。將混合物在40 ℃下保持2 h以提取γ-氨基丁酸。將振搖后的混合物以10 000 r/min離心15 min，然后通過0.45 μm過濾器得到上清液。將80 μL樣品提取物與400 μL的0.4 mol/L硼酸鹽緩沖液混合，再加入80 μL衍生試劑,在室溫下放置5 min，立即進樣。

色譜柱 C18柱(250 mm×4.6 mm，5 μm)；流動相A 0.02 mol/L乙酸鈉，每升溶液中含200 μL三乙胺，用乙酸將pH調至7.3，流動相B 乙腈；洗脫梯度 流動相A∶流動相B=80∶20(∶)；流速0.8 mL/min；檢測器 紫外檢測器；檢測波長 338 nm；柱溫40 ℃；進樣量20 μL。

1.2.13 綜合評分

綜合評分參考文獻[18-19]的方法，利用變異系數法確定各項指標的權重系數，將數據進行標準化處理，對于值越小越好的指標，標準化后需要加負號，然后將不同干燥方式下各指標標準化值與權重相乘，得到綜合評分。各指標的變異系數計算如公式(3)所示：

(3)

各項指標的權重計算如公式(4)所示：

(4)

采用Z-score標準化法對各項指標的數據進行標準化處理，計算公式如(5)所示：

(5)

1.3 數據分析

2 結果與分析

2.1 干燥方式對發芽青稞微觀結構的影響

為了研究干燥方式對發芽青稞細胞水平的影響，使用了300倍的掃描電子顯微鏡觀察，發現不同干燥方式下發芽青稞的微觀結構有著顯著的區別。熱風干燥和熱泵干燥樣品顯示出多孔和蜂窩狀的超微結構，并出現了嚴重的收縮。微波干燥的發芽青稞，細胞的結構被嚴重破壞，同時淀粉顆粒形態也被損壞。短時的微波干燥引起了一定程度的組織擴張，這導致樣品有更少的收縮體積,同時有利于增強再水化過程中的吸水，這與下文中的復水能力和收縮率的研究結果一致。冷凍樣品顯示出清晰的多孔結構和較少的塌陷，保持了較好的細胞結構，這表明冷凍干燥對維持多孔結構具有重要的意義，與下文中收縮率和復水比結果一致[20]。真空干燥中的水分散失和壓力差使細胞間堆積更加緊密，這也將導致樣品有更高的硬度。

a-熱風干燥；b-微波干燥；c-冷凍干燥；d-熱泵干燥；e-真空干燥圖1 干燥方式對發芽青稞微觀結構的影響Fig.1 Effect of drying methods on microstructure of germinated highland barley

2.2 干燥方式對發芽青稞物理特性的影響

顏色是影響消費者認可度和市場價值的關鍵質量參數之一，干燥會影響產品的色澤[13]。通過精密色差分析儀進行測定，干燥處理顯著影響了干燥產品的顏色參數(P<0.05)。冷凍干燥的亮度最高，微波干燥的亮度最低(表1)。相比熱風干燥、冷凍干燥、熱泵干燥和真空干燥，微波干燥的紅綠值和黃藍值最高，這可能是因為微波干燥破壞了細胞結構，促進了氨基酸與糖類物質之間的美拉德反應[21]，從而促進了棕色物質的增加，引起了較低的亮度和較高的紅綠值、黃藍值。

表1 干燥方式對發芽青稞色澤和硬度的影響Table 1 Effect of drying methods on color and hardness of germinated highland barley

硬度與果蔬組織結構直接相關，是評價干燥制品品質的重要指標之一[22]，同時也是衡量顆粒物品易粉碎程度的重要參考。如表1所示， 5種發芽青稞硬度大小依次為：真空干燥>熱風干燥>冷凍干燥>熱泵干燥>微波干燥。這是因為在微波干燥過程中發芽青稞保持了原有的多孔結構，其體積膨脹保持了有限的收縮。同時在微波的高溫條件下導致了細胞間膨化和細胞黏附力的降低。真空干燥和熱風干燥有較高的硬度值，這可能與干燥過程細胞嚴重收縮和原有組織結構塌陷有關。

發芽青稞在干燥期間會將水分從細胞處轉移到周圍環境中，導致發芽青稞的體積發生不規則的變化，而體積的收縮很大程度上會影響產品的品質特征[23]。圖2比較了不同干燥方法對發芽青稞收縮率的影響，發現真空冷凍干燥的發芽青稞收縮率最小，為(7.75±1.11)%，其次是微波干燥，為(8.07±0.95)%，2種干燥方式都顯示出了較好的質量特征。冷凍干燥經過升華直接除去青稞中的水分，從而使樣品保持了原有的體積、形狀和基本形態[11]。微波干燥有著更高的干燥速率，干燥時間較短，干燥過程中的高溫輻射引起了一定程度上的組織擴張，這將大大彌補水分散失引起的體積收縮[24]。真空干燥的收縮率最大(63.80± 1.87)%，是冷凍干燥的8.23倍，其次是熱泵干燥(57.51±0.54)%，然后是熱風干燥(49.96±0.34)%。熱風干燥、熱泵干燥和真空干燥的高收縮率可能與發芽青稞中的結合水損失有關，結合水的流失導致發芽青稞的細胞壁發生不可逆的破裂，致使青稞的體積發生了改變。此外，真空干燥收縮率最高還可能與真空狀態下內外部間壓力差有關[25]。

圖2 干燥方式對發芽青稞收縮率的影響Fig.2 Effect of drying methods on olume shrinkage ratio of germinated highland barley注：不同字母表示顯著性差異(P<0.05)(下同)

復水是干燥食品的重新濕潤過程，復水比是評價干燥產品質量特征的重要屬性之一[26]。圖3描述了不同干燥方式下發芽青稞樣品的復水能力，微波干燥和冷凍干燥相對熱風干燥、熱泵干燥和真空干燥具有較高的復水率，分別為(1.56± 0.049)、(1.50±0.10)。冷凍干燥期間發芽青稞中的水分升華促使其保持了較好的多孔結構，這種現象可能有利于補水過程中水的滲透，從而使冷凍干燥產品具有較高的補水速度和較高的復水率。微波干燥使樣品保持了較小的體積收縮，及在干燥過程中導致部分淀粉糊化，增加了吸水性，從而使微波干燥具有較高的復水率[24]。熱風干燥、熱泵干燥和真空干燥復水率較低，且無顯著性差異(P<0.05)，可能是因為在干燥期間，發芽青稞表皮發生皺縮硬化，形成了致密的結構導致復水率較低。

圖3 干燥方式對發芽青稞復水率的影響Fig.3 Effect of drying methods on rehydration capacity of germinated highland barley

2.3 干燥方式對發芽青稞活性成分的影響

2.3.1 對發芽青稞γ-氨基丁酸含量的影響

γ-氨基丁酸是脊椎動物神經系統的一種重要的神經遞質，它具有降低膽固醇,改善大腦機能等多種保健功能[20]，現有的研究表明，γ-氨基丁酸在發芽過程中會保持較高的水平[2]。不同干燥方式下，各個樣品的γ-氨基丁酸含量如圖4所示。

圖4 干燥方式對發芽青稞γ-氨基丁酸含量的影響Fig.4 Effect of drying methods on γ-aminobutyric acid content of germinated highland barley

冷凍干燥的γ-氨基丁酸含量最高，達到(7.51±0.20) mg/g，這是因為冷凍干燥中較低的溫度有效地保護了氨基酸,避免其損失。微波干燥的γ-氨基丁酸損失最大，含量僅為(2.70±0.24) mg/g，在實驗中發現微波干燥的溫度可達110～120 ℃，γ-氨基丁酸對熱不穩定，在高溫條件下，可能會發生脫羧、脫氨等反應[27]。熱風干燥比熱泵干燥和真空干燥的γ-氨基丁酸含量低，熱泵干燥和真空干燥的γ-氨基丁酸含量差異不顯著(P>0.05)。

2.3.2 對發芽青稞多酚含量的影響

如圖5所示，不同的干燥方式對發芽青稞的多酚含量有不同的影響，微波干燥的多酚含量最高，為(3.58±0.19) mg/g。該結果與韓姝葶等[28]的研究結果一致，其次是冷凍干燥，為(3.08±0.32) mg/g。熱風干燥、熱泵干燥和真空干燥的多酚含量較小，且無顯著性差異(P<0.05)。酚類屬于生物活性物質，它們的化學性質不穩定，在受到熱、O2和光等條件下都易分解，這就導致了多酚在熱風干燥、熱泵干燥和真空干燥中損失較多。此外，多酚氧化酶和過氧化物酶在干燥過程中的活化也可能導致酚類的損失[7]。微波干燥產生的熱量強烈而迅速，這可能導致多酚氧化酶和過氧化物酶發生熱降解，減少酶促氧化的進行，更有利于保存酚類化合物。

圖5 干燥方式對發芽青稞多酚含量的影響Fig.5 Effect of drying methods on the total phenols content of germinated highland barley

2.3.3 對發芽青稞黃酮含量的影響

黃酮具有廣泛的醫學和營養功效，如抗氧化、抗炎、抗過敏反應、抗菌、抗病毒和抗癌等功能[29-30]。如圖6所示，真空冷凍干燥處理下發芽青稞的黃酮含量最高，為(3.21±0.11) mg/g。說明低溫真空對黃酮有很好的保護作用。真空干燥與熱風干燥、熱泵干燥的黃酮含量無顯著性差異(P<0.05)，這說明在干燥過程中，O2對青稞黃酮含量的影響不大。發芽青稞經微波干燥后的黃酮含量最低，為(2.62±0.14) mg/g。微波干燥的時間雖然較短，但干燥中較高的輻射溫度造成了黃酮的損失。

圖6 干燥方式對發芽青稞黃酮含量的影響Fig.6 Effect of drying methods on the total fla onoids content of germinated highland barley

2.3.4 對發芽青稞核黃素含量的影響

核黃素是人類飲食中必不可少的化學成分，在人體中作為輔酶起作用，它涉及到碳水化合物，脂質和蛋白質的代謝[16]。如圖7所示，微波干燥和冷凍干燥具有相同的核黃素含量，為2.24 g/g。核黃素含量依次為微波干燥=冷凍干燥>熱泵干燥>真空干燥>熱風干燥。核黃素在中性和酸性條件下對熱穩定，在堿性條件下受熱易分解，同時核黃素在光照條件下也易分解。在干燥過程中造成核黃素損失的主要原因是光照，微波干燥的時間較短，受到的光照時間較短，熱風干燥、熱泵干燥和真空干燥在干燥過程中時間較長導致了核黃素的損失。

圖7 不同干燥方式對發芽青稞核黃素含量的影響Fig.7 Effect of different drying methods on the ribofla in content of germinated highland barley

2.3.5 對發芽青稞β-葡聚糖含量的影響

β-葡聚糖是青稞中主要活性物質之一，具有調節血糖濃度、降低血液中膽固醇水平、調節腸道菌群、增強機體免疫力等功能[31]。如圖8所示，冷凍干燥β-葡聚糖含量最高，為(4.90±0.16)%,說明冷凍干燥能夠有效的保護β-葡聚糖的活性。微波干燥β-葡聚糖含量較低，為(3.09±0.16)%，微波干燥特殊的熱輻射會加速β-葡聚糖的分解和向其他化合物的轉化[9]，多糖在富氧環境或在高溫條件下，也會使分子間氫鍵斷裂和羥基氧化，從而影響多糖的質量。經熱風干燥后的發芽青稞β-葡聚糖含量為(2.98±0.12)%，這可能是因為多糖分子在高溫條件下，特別是在濕熱的空氣中，容易聚集，從而破壞了多糖的結構[32]。

圖8 干燥方式對發芽青稞β-葡聚糖含量的影響Fig.8 Effect of drying methods on the-glucan content of germinated highland barley

2.4 不同干燥方式下發芽青稞的加權綜合評分

以發芽青稞的色澤、收縮率、復水率、硬度、γ-氨基丁酸、多酚、黃酮、核黃素、β-葡聚糖為指標，運用變異系數法求出了各項的平均值、標準差、變異系數和權重，結果如表2所示，干燥方式對收縮率、色澤、γ-氨基丁酸、β-葡聚糖影響比較大。

表2 不同干燥方式下發芽青稞各指標的權重Table 2 Proportions of indicators of germinated highland barley subjected to different drying methods

將5種干燥方式所得的11項指標進行標準化，將標準化值與各指標的權重相乘得到綜合評分，由表3可知，發芽青稞產品品質的高低順序為：冷凍干燥>熱泵干燥>真空干燥>熱風干燥>微波干燥。

表3 發芽青稞的品質評價Table 3 Quality e aluation of germinated highland barley

3 結論

通過研究發現，干燥方式對發芽青稞的品質有著顯著的影響。冷凍干燥有著相對最小的收縮率、最高的復水率和功能性成分含量，同時還保留了完整的細胞結構，但是冷凍干燥的成本較高，難以適用于實際生產。微波干燥保持了較低的收縮率和硬度，還有最高的復水率和多酚含量，但是微波干燥減少了其他成分的含量，破壞了青稞細胞的完整結構。熱風干燥、熱泵干燥和真空干燥有著較高的收縮率、硬度,更為致密的微觀結構和較低的復水率，同時它能較好地保持生物活性成分。綜合評分表明，熱泵干燥既能較好地保留青稞的化學成分，又能減少對青稞物料的破壞，具有較好的應用價值。