蔗糖濃度對葡萄試管苗生長及光合作用的影響*

趙 鑫，毛 娟，劉 雪，吳巧蘭

（1宜賓學院農林與食品工程學部，香料植物資源開發與利用四川省高校重點實驗室，四川644000）（2甘肅農業大學園藝學院）

蔗糖支持絕大多數植物離體培養物的旺盛生長[7]。蔗糖經常以被動運輸的形式進入細胞，當外界糖濃度大于植物細胞中時，細胞就會失水[8]。不同糖濃度對植物生長產生不同影響。植物組織培養過程中，培養基中糖類物質為植物生長提供碳源和能量，同時還有調節培養基滲透壓的作用[9]。在植物組織培養初期，由于植物組織或細胞不能進行光合作用，因此需要外源糖供給植物碳源和能源。

外源糖可以提高植物葉片碳同化能力，能夠增加光合速率和維持葉片的氣孔開放，對受到脅迫下的葉片維持較高的光合作用有幫助[10]。但蔗糖在不同濃度如何影響植物試管苗的生長發育，不同濃度蔗糖對試管苗光合能力是否有影響并不清楚。因此，本試驗以釀酒葡萄品種‘黑比諾’為材料，通過GS培養基不同蔗糖濃度處理，研究葡萄試管苗的各項生理及光合變化，為進一步研究培養基不同糖濃度對葡萄生長的影響提供基礎。

1 材料與方法

1.1 材料與處理

選擇生長整齊一致的‘黑比諾’葡萄試管苗，從頂部向下依次剪成單芽段，選取第2～4個莖段轉接到GS培養基中培養。轉接后將葡萄試管苗放入人工氣候箱處理，27 ℃、16 h光照/8 h黑暗進行培養。本試驗設置3個蔗糖濃度處理：GS0（0 g/L）、GS（30 g/L)、GS2（60 g/L)，以GS（30 g/L）為對照。每個處理設置3個獨立重復，每個重復30株試管苗。

1.2 測定指標及方法

（1）試管苗生長指標的測定。試管苗轉接后第15 d開始用直尺測量試管苗株高，每5 d測定1次，共測定6次。每個處理隨機測定15株試管苗的株高，然后求平均值。

（2）試管苗干鮮重的測定。試管苗轉接后第25 d開始測定試管苗干鮮重，每5 d測定1次，共測定4次。采用烘干法（80 ℃）測定植株干鮮重，每個處理隨機取10株試管苗進行測定，然后求平均值。

（3）葉片可溶性蛋白、可溶性糖及總糖含量的測定。分別采用Bradford法與蒽酮硫酸比色法測定試管苗第30 d葉片可溶性蛋白、可溶性糖、總糖含量。

（4）葉片葉綠素及光合參數的測定。采用丙酮提取法測定試管苗葉片葉綠素含量。采用CIRAS-2便攜式光合儀測定系統（PP SYSTEM，USA）測定試管苗轉接處理后第30 d葉片光合參數，包括葉片蒸騰速率（E）、氣孔導度（Gs）、凈光合速率（Pn）。光合儀測定系統參數設定為：25 ℃，光照強度為1 000 μmol·m-2·s-1，CO2濃度為380 μmol/mol，相對濕度為75%。9：00—11：00進行測定，每個處理隨機選取5株發育天數相同的試管苗功能葉片進行快速測定。

（5）葉片葉綠素熒光參數的測定。采用葉綠素熒光成像儀（IMAG-PAM，Heinz Waltz，Germany）進行不同蔗糖濃度處理試管苗葉片葉綠素熒光參數的測定。

故障特征值是故障診斷的核心內容,它提取的好與壞將直接對故障診斷的可靠性和有效性產生影響。故障特征值的提取過程就是將電路中的波形信號轉化成數字信號,即信號的處理過程。時域分析法與頻域分析法是目前最為常見的信號處理方法[13]。時域分析法原理簡單,但是操作和實現困難,所以在這里采用實用性更高的頻域分析法。利用快速傅里葉變換(FFT)把時域里的波形變化到頻域中來,利用其頻譜特性進行更深入的分析。

（6）葉片內源激素的測定。采用液相高效色譜法測定不同處理試管苗葉片IAA、GA、ABA、ZR 4種內源激素的含量。

1.3 數據統計分析

采用Excel 2010、SPSS 19.0軟件進行數據統計與分析，差異顯著性分析采用LSD法（P＜0.05），采用ORIGIN PRO 8.5軟件繪圖。

2 結果與分析

2.1 蔗糖濃度對試管苗株高的影響

在不同蔗糖濃度處理下，葡萄試管苗株高隨培養時間的延長而增加。由圖1可知，GS處理從第25 d開始株高顯著高于其他2個處理，這表明正常蔗糖濃度能夠有效促進葡萄試管苗的生長。GS0處理試管苗株高在第15～20 d顯著低于GS2處理，但GS0處理株高第35～40 d顯著高于GS2處理。無蔗糖條件下試管苗株高不斷增加且到后期顯著高于高濃度蔗糖脅迫下的試管苗株高，這可能是由于無糖環境促進了試管苗的光合作用，從而促進了試管苗的生長。

圖1 不同蔗糖濃度對試管苗株高的影響

2.2 蔗糖濃度對試管苗干鮮重的影響

從表1可以看出，GS處理在試管苗生長過程中植株地上部鮮重顯著高于GS2處理，地上部干重顯著高于GS0和GS2處理，說明正常蔗糖濃度處理葡萄試管苗地上部干物質積累量明顯大于無糖與高糖。而GS處理地下部干鮮重在35 d之前顯著低于GS2處理，在40 d時顯著高于GS2處理。GS2處理地上部干鮮重在第40 d時顯著高于GS0處理，這可能是由于GS0處理缺乏試管苗生長所需的碳水化合物，干物質增加最為緩慢。

表1 不同蔗糖濃度對試管苗干鮮重的影響

2.3 蔗糖濃度對試管苗可溶性蛋白、可溶性糖、總糖含量的影響

由圖2可知，蔗糖濃度對葡萄試管苗葉片可溶性蛋白含量影響顯著。GS2處理下葉片可溶性蛋白含量最高，達到了8.2 mg/g，顯著高于其他2個處理；GS與GS0處理之間無顯著性差異，但GS0處理可溶性蛋白含量最低，為5.9 mg/g。不同蔗糖濃度條件下試管苗葉片可溶性蛋白含量表現出不同，可溶性蛋白含量與蔗糖濃度變化可能呈正相關，隨蔗糖濃度的升高而增加。

圖2 不同蔗糖濃度對試管苗葉片可溶性蛋白含量的影響

由圖3可知，蔗糖濃度對葡萄試管苗葉片可溶性糖含量的影響顯著，但對總糖含量影響較小。CS處理可溶性糖含量顯著高于GS0、GS2處理，這表明葉片可溶性糖含量可能與植物生長相關。葉片總糖含量3個處理間無顯著性差異。

圖3 不同蔗糖濃度對試管苗葉片可溶性糖和總糖含量的影響

2.4 蔗糖濃度對試管苗葉綠素及光合參數的影響

由圖4可知，GS處理試管苗葉片葉綠素a、葉綠素b及總葉綠素含量均顯著高于其他2個處理；GS0與GS2處理的葉綠素含量無顯著性差異。

圖4 不同蔗糖濃度對試管苗葉片葉綠素含量的影響

試驗結果表明：在GS處理下試管苗葉片蒸騰速率（E）、氣孔導度（Gs）與凈光合速率（Pn）均顯著高于其他2個處理；GS0與GS2處理的蒸騰速率和光合速率無顯著性差異，但GS2處理的氣孔導度顯著高于GS0處理（表2）。這表明培養基蔗糖濃度對葡萄試管苗葉片的光合參數有顯著影響，正常蔗糖濃度下試管苗葉片氣孔開張大，蒸騰速率高，同時凈光合速率最高；而無糖及高蔗糖濃度脅迫試管苗降低了蒸騰速率與氣孔導度，降低了葉片凈光合速率，其中高蔗糖濃度下凈光合速率最低。

表2 不同蔗糖濃度對試管苗光合參數的影響

2.5 蔗糖濃度對試管苗葉綠素熒光參數的影響

試驗結果表明，不同蔗糖濃度處理下，葡萄試管苗葉片相對電子傳遞速率（ETR）各不相同（圖5-A），其中GS0處理的電子傳遞速率顯著高于其他2個處理，說明培養基無糖條件有效促進了葉片光合電子傳遞速率，促進了試管苗光合作用，而高濃度蔗糖抑制了試管苗葉片光合電子傳遞速率。GS處理最大量子產量（Fv/Fm）顯著高于其他2個處理（圖5-B），說明培養基無糖處理及高濃度糖處理均對試管苗產生了脅迫，影響了試管苗正常的生長發育。

圖5 不同蔗糖濃度對試管苗葉片葉綠素熒光參數的影響

由表3可知，葡萄試管苗葉片光化學淬滅系數（qP）在不同蔗糖濃度處理下表現不同。GS0處理的qP顯著高于其他2個處理，表明在無糖條件下葡萄試管苗葉片光化學轉化能力提高，將更多的光能轉化為化學能。GS處理的非光化學淬滅系數（NPQ）顯著低于其他2個處理，表明正常蔗糖濃度能夠降低葉片對光能的非光化損耗，而在無糖或高糖濃度脅迫條件下試管苗葉片非光化學損耗增加。3個處理的實際量子產量（Y(II)）無顯著差異。

表3 不同蔗糖濃度對試管苗qP、NPQ與Y(II)的影響

2.6 蔗糖濃度對試管苗內源激素的影響

由圖6可知，雖然培養基中含有生長素（IAA），但不同蔗糖濃度處理試管苗葉片中IAA含量并不相同，其中GS0處理的IAA含量顯著高于其他2個處理，而GS與GS2處理之間無顯著差異。GS處理的赤霉素（GA）含量顯著高于其他2個處理，而GS0與GS2處理之間無顯著差異。玉米素（ZR）在3個處理中無顯著差異。試管苗葉片屬于幼嫩組織，脫落酸（ABA）含量較低，在GS2處理中未檢出ABA，GS處理中ABA含量非常低，但GS0處理中ABA含量顯著高于GS處理，這可能是由于無外源糖分供給，環境脅迫試管苗葉片產生了較多ABA。

圖6 不同蔗糖濃度對試管苗葉片內源激素的影響

3 討論與結論

對試管苗培育而言，在培養基中添加一定濃度的糖為試管苗生命活動提供碳源和能量，也在為試管苗的形態建成提供能量和結構物質，還可以響應逆境以及參與調控植物生長發育的信號分子[11]，其中，糖濃度的高低對植物生長有很大影響。

無糖培養條件無法給植物提供充足的能源與碳源，進而影響植物的生長發育和器官分化，甚至導致試管苗死亡。培養基中糖濃度過高，會對試管苗產生滲透脅迫，對試管苗的正常生長產生危害[12]。可溶性糖是植物體內比較活躍的一類碳水化合物，能夠參與植物的糖分運輸等代謝活動[13]。可溶性糖參與調節植物生長發育過程、影響基因表達[14-15]。植物體內酶許多由可溶性蛋白組成，這些酶在植物體內參與并調控多種代謝過程，影響植物生長發育、成熟衰老及抗逆性等。氨基酸可以調節細胞膜透性和離子吸收，可能對減輕干旱脅迫有著非常重要的作用[16]。部分氨基酸能夠使細胞膜透性降低40%～100%，而部分氨基酸則沒有這種效果[17]。在本研究中葡萄試管苗葉片可溶性蛋白、可溶性糖及總糖含量受培養基糖濃度的影響，我們推測可溶性糖與總糖在處理間的差異可能受植物體“源”“庫”關系影響。在不含糖培養基中試管苗葉片為“源”器官，通過較低光合作用合成碳水化合物并運輸到植物體其他組織中提供能量，葉片自身并無較多碳水化合物的積累。而試管苗在含糖培養基中生長時葉片可以作為“庫”器官，不定根吸收的糖可以大量運輸并積累到葉片中。

本研究中，無糖處理使植物能量和碳源缺乏，高糖濃度處理則可能導致植物受到養分毒害及滲透脅迫[18]。高溫脅迫會導致稻米直鏈淀粉含量下降和蛋白質含量增加[19]。不同處理間可溶性蛋白含量不同，說明葡萄試管苗葉片對不同的脅迫響應機理不同。可溶性蛋白能夠增加植物細胞在高溫等逆境條件下的功能蛋白數量及滲透勢，是植物提高抗逆能力的重要滲透調節物質[20]，能夠調節植物細胞在逆境條件下仍讓其維持正常的代謝功能，提高植物抵抗逆境的能力。此外，由于葉片中糖含量及種類的不同，引起葉片內糖代謝相關各種酶的差異，引起了可溶性蛋白含量的變化。

組培環境內部生長條件相對濕度較大，因此試管苗在組培條件無法調控氣孔開閉，葉片氣孔一直保持開張狀態，這導致試管苗水分大量散失[22]。Chaum等研究發現，水稻葉片中蔗糖和葡萄糖的累積在維持光反應中的電子傳遞、穩定光合色素及碳同化等光合作用過程中發揮著重要作用[23]。在脅迫條件下，葡萄試管苗葉片光合作用受到影響，凈光合速率顯著下降。目前研究表明，凈光合速率下降主要有2個方面的因素：一是氣孔導度的下降，阻止了CO2的供應；二是由于受到脅迫，PSⅡ的功能被破壞。本研究中不同蔗糖濃度處理的氣孔導度差異明顯，這表明凈光合速率下降可能是氣孔導度所引起的。Sulmon等[24]研究發現，外源蔗糖能夠誘導PsbA基因的表達，加快PSⅡ功能的自我修復，影響光合速率，影響植株的正常生長發育及物質的積累。還有一些研究者認為，培養基中過量的糖導致光合速率下降與高濃度糖條件下核酮糖1,5-二磷酸（RuBP）羧化酶活性下降及呼吸作用增強有關，還發現可溶性糖的積累也是造成光合速率下降的原因[25]。本研究發現高糖及無糖處理都會引起葡萄試管苗為應對環境變化而發生各項形態及生理變化。