甘蔗白條病及其病原菌黃單胞桿菌致病性的研究進展

魏春燕 宋修鵬 張小秋 韋金菊 黃玉新 李德偉 覃振強 張保青

摘要：甘蔗白條病是由白條黃單胞桿菌（Xanthomonas albilineans）引起的一種細菌性維管束病害，在全球主要甘蔗種植國家或地區普遍發生并對甘蔗產量和糖分造成很大損失。主要綜述白條病病原菌的生物學特性，系統侵染甘蔗后的病癥表現、發生和危害、病原的鑒定及檢測技術、傳播途徑和防控措施以及病原菌的致病性分析等方面的研究進展，并提出研究中尚未解決的研究難題和今后的研究方向。

關鍵詞：甘蔗白條病;病原菌;白條黃單胞桿菌;致病性;生物學特性;防控技術;研究進展

中圖分類號： S435.661 ?文獻標志碼： A ?文章編號：1002-1302（2021）09-0019-07

甘蔗白條病是由白條黃單胞桿菌[Xanthomonas albilineans （Ashby）Dowson]引起的一種重要的細菌性維管束病害，1911年在澳大利亞北部首次被報道。甘蔗白條病是甘蔗主要病害之一，該病害可以引起甘蔗全株死亡，因此，它對甘蔗產量有很大的影響，并有可能嚴重限制易感品種的種植推廣。目前世界上已有超過66個國家報道該病害的發生[1]。我國是世界第三大糖料甘蔗生產國，廣西壯族自治區的甘蔗種植面積占全國總面積的60%以上。2016年，研究人員調查發現廣西北海、來賓和百色蔗區的部分甘蔗品種（系）被發現白條病發生嚴重，并有蔓延擴大的趨勢[2]。該病害早在1992年出版的《中華人民共和國進境植物檢疫性有害生物名錄》中就被列為我國甘蔗檢疫性病害。因此，如果甘蔗白條病的擴大蔓延趨勢得不到有效控制，將會嚴重威脅我國甘蔗產業的可持續健康安全發展。本文主要就甘蔗白條病的病癥、發生與危害、傳播途徑、診斷和防控以及病原致病性分析等方面的研究進展作綜述，以期為我國甘蔗白條病的有效防控和深入研究以及蔗區安全生產提供參考。

1 白條黃單胞桿菌的生物學特性

白條黃單胞桿菌是一種寄居木質部的γ變形菌綱黃單胞菌屬的細菌。該細菌屬于革蘭氏陰性菌，需氧型，棒狀菌體的大小為（0.25～0.30 μm）×（0.6～10.0 μm），單個或成群發生，有單個極生鞭毛[3]。該菌株可以在改良的選擇性Wilbrinks培養基上培養[4]。該菌株的菌落在平板上為淺黃色非黏液狀，最佳生長溫度為25 ℃，最高不超過37 ℃。該菌株生長緩慢，一般培養4～6 d才出現，菌落小、圓形、濕潤而有光澤、透明且呈蜜黃色[3]。

2 白條黃單胞桿菌系統侵染甘蔗后的病癥表現

白條黃單胞桿菌侵染甘蔗后可分為3種不同癥狀表現期：潛伏期（無任何癥狀表現）、慢性期和急性期[1，3]。癥狀表現的嚴重程度主要與甘蔗品種抗性、環境條件以及病原菌侵染定殖情況有關。

慢性期的病癥特點主要是癥狀表現變化程度大，其病癥表現包括葉和葉鞘上有與葉脈平行的白色或萎黃的鉛筆線狀般的縱向條紋，新長的葉子還會出現大范圍褪色變白。當病癥進一步加重，褪色的葉片條紋開始壞死，最后葉片全部黃化枯死。此外，慢性期病癥特點還表現在成熟蔗莖產生非正常側芽且通常是下部蔗莖的側芽更明顯，甘蔗節上的維管束變紅，在靠近莖頂端的節和節間區域形成腔洞，蔗莖節間縮短，甘蔗植株整株萎蔫甚至死亡，這些病癥的發生是由病原菌產生的代謝廢物堵塞木質部引起的[5]。葉片漂白、萎黃和壞死主要與病原體產生的植物毒素引起細胞病變有關，尤其是白紋黃單胞桿菌毒素抑制DNA復制并阻礙原質體的發育[6]。急性期的主要特點是甘蔗植株突然萎蔫最終死亡，之前只表現很少或未表現任何癥狀。大部分甘蔗地的白條病發病都是以這種急性病癥的方式表現。這種急性癥狀主要在高感甘蔗品種遭受一段時間的干旱脅迫后緊接著下雨的時期表現[3]。甘蔗蔗莖遭受白條病病原菌的侵染后并不是都會表現出肉眼可見的病癥，有時蔗莖被病原菌侵染幾個月后仍不表現任何癥狀。這些表面看起來健康，實際已經被白條病菌侵染的蔗莖處于白條病的潛伏期狀態[3]。當白條病處于潛伏期，甘蔗的病原檢測比較困難，因此在世界各國間甘蔗種質資源交換時，處于白條病潛伏期的甘蔗材料的檢測技術顯得尤為重要[7]。

3 甘蔗白條病的發生和危害

研究表明，甘蔗白條病的發生導致甘蔗產量損失可達到每公頃10%～34%，并且有30%以上的甘蔗蔗汁質量嚴重下降[8-9]。該病在急性期發病時會有之前未表現任何癥狀的成熟或未成熟甘蔗植株突然出現大量死亡的現象，感病品種甚至會在幾個月內整塊地發病且植株全部死亡[3]。研究人員調查發現甘蔗白條病在美國路易斯安娜州普遍發生并在當地氣候條件下該病害的發生造成嚴重的甘蔗產量損失[8]。美國甘蔗品種CP74-383的產量嚴重受甘蔗白條病的影響，主要是因為該病害的發生減少了可收獲的蔗莖數量且蔗糖質量嚴重受影響，同時在一些種植甘蔗品種CP74-838的地塊還出現甘蔗植株大規模死亡[8]。甘蔗白條病造成的另一種間接損失是在育種選擇過程中放棄了很多有前途的株系[3，8]。在澳大利亞，每年有大概20%有前途的甘蔗株系在育種選擇過程中因為易感白條病而被剔除，甚至需要回避使用易感甘蔗材料作育種的親本[5]。

4 甘蔗白條病病原菌的傳播途徑

甘蔗白條病在當地快速傳播蔓延的主要原因是使用已經感染病菌但尚未表現任何癥狀的蔗莖作為種莖以及甘蔗收獲時通過被病菌污染的刀具進行傳播[1，3]。另外，颶風天氣也會加快甘蔗白條病的傳播，美國路易斯安娜州的甘蔗白條病高發病區域分布在靠近墨西哥灣的地區，該地區在1992年發生過嚴重的颶風過境[8]。法國瓜德羅普島報道白條病可通過空氣傳播，該病菌可通過甘蔗葉片排水孔分泌并經空氣進行傳播[10]。Daugrois等在接種的甘蔗植株移植13周后的甘蔗葉表面的液滴中發現該病菌[7]。有研究表明，白條病病原菌的定殖數量以及甘蔗葉片的壞死嚴重程度與當地降水情況高度相關，尤其與甘蔗種植季節過程中的熱帶風暴發生情況關系密切，染病甘蔗地與健康甘蔗地之間的距離也決定了健康甘蔗葉際被病菌污染的情況[11-12]，該研究還表明正常的雨季條件是甘蔗地與地之間白條病病原菌傳播的主要原因。另外，玉米和幾種雜草也發現可被白條病病菌自然侵染[1]。

5 病原菌的鑒定及檢測技術

目前，甘蔗白條病病原的鑒定和檢測技術主要包括利用選擇性培養基分離培養并回接分離的病原菌到植株上觀察其致病性的鑒定方法、免疫學方法以及分子生物學檢測方法。免疫學檢測方法中的酶聯免疫法和組織免疫印跡法與XAS選擇性培養基分離培養法相比較，酶聯免疫法的檢測效率要比另外2種方法低[13]。XAS選擇性培養基是Davis和他的同事通過改良Wilbrink培養基，通過增加幾種抗生素和真菌抑制劑來使生長速度較慢的白條黃單胞桿菌更容易進行選擇性分離培養。盡管利用XAS選擇性培養基分離培養的方法檢測需要比其他檢測方法耗費更多的時間，但研究結果表明該方法檢測已感染病原菌但未表現癥狀的植株是非常有效的[4]。 首次利用PCR方法進行檢測白條病病原菌是通過合成特異檢測白紋黃單胞桿菌毒素基因的引物進行檢測，該檢測引物在檢測體外培養的白條病病原菌以及感病甘蔗蔗汁上均有很高的檢出率，尤其在多重PCR檢測方法中的檢測效率也很高[14]。Pan等通過進行黃單胞桿菌ITS序列的多序列比對設計獲得1對可檢測288 bp序列片段的引物也可用于甘蔗白條病的檢測[15]。另外，根據白條黃單胞桿菌指紋圖譜的DNA重復序列和基因間重復一致序列設計的引物可以清楚地把該病原菌和其他細菌區分開來[16]。

目前最常用的人工接種甘蔗白條病病原菌，對不同甘蔗品種（系）進行抗性篩選的方法是斬首接種法，即在甘蔗幼苗生長點以上的部位斬斷植株頭部，在切面處進行接種[17]。甘蔗的抗性水平與病原菌在植株體內的定殖量有關，但抗病機制目前尚不清楚[18-19]。Rott 等通過大田和溫室試驗研究發現甘蔗感病程度與病原菌在甘蔗頂端生長點部位的細菌定殖量有關[19]。Graces 等通過利用qPCR的方法成功鑒定不同甘蔗品種的白條病抗感性，且發現該病原菌在甘蔗植株不同部位的定殖數量在抗病品種和感病品種植株中存在很大差異[20]。

6 甘蔗白條病的防控

甘蔗白條病最好的防控方法是使用健康的種莖和培育抗病品種。健康種莖可以通過用組培脫毒方法培育或通過熱水處理種莖進行脫毒的方法獲得[21]。研究表明，通過利用15～25 ℃的流動冷水浸泡甘蔗種莖48 h后再用50 ℃熱水浸泡3 h可以去除蔗莖內的白條病病原菌[22]。此外，用殺菌劑（如季銨鹽）消毒收獲工具和砍刀，拔除染病的甘蔗苗以及在甘蔗種質資源交換時嚴格進行檢疫監控，這些均可作為白條病的防控措施[1，3]。通過抗病品種的推廣種植來達到控制白條病的目的是最值得推薦的方法。但是，由于甘蔗白條病具有較長的潛伏期以及白條病病原菌發生變異使得抗白條病甘蔗品種的篩選工作遇到較大困難。因此，利用白條病診斷技術對未表現癥狀但已被白條病病原菌侵染的甘蔗進行快速準確的檢測，在抗性品種篩選中顯得尤為重要[13]。白條病防控還可以通過利用內共生細菌（如葡萄糖醋酸桿菌）的拮抗作用達到生物防控的目的[23]。另外還有一種被推薦的防控措施是利用來自泛菌（Pantoea dispersa）對黃單胞桿菌毒素具有解毒作用的albD基因進行轉基因植株的生產來培育抗病植株[24]。

7 白條黃單胞桿菌的致病性分析

7.1 白紋黃單胞桿菌毒素（ALB）的生物合成及其結構分析

Birch和Patil在1985年首次發現白條黃單胞桿菌可以產生一種植物毒素-白紋黃單胞桿菌毒素。白紋黃單胞桿菌毒素是一種比較大且獨特的小分子，主要由聚酮合酶（PKS）-非核糖體肽合成酶（NRPS）基因簇合成。白紋黃單胞桿菌毒素被認為是引起甘蔗白條病葉部癥狀的主要因子，它主要通過抑制原生質DNA的復制而阻止葉綠體分化[25-26]。在分子水平上，白紋黃單胞桿菌毒素是一種新的DNA旋轉酶抑制劑[27]。白紋黃單胞桿菌毒素生物合成基因簇的克隆和測序已完成，該毒素分子包含20個開放閱讀框（ORFs），其中有1個 PKS-NRPS 基因（albI）和2個NRPS基因（albIX和albIV），以及幾個假定的抗性調節和修飾基因[28-29]。位于基因組其他部位的另外2個基因對白紋黃單胞桿菌毒素的生物合成起重要作用：albXXI基因編碼磷酸泛酰巰基乙胺基轉移酶[29]，albXXII基因編碼熱休克蛋白HtpG[30]。

研究人員通過核磁共振光譜和質譜對已純化的白紋黃單胞桿菌毒素分子的復雜結構進行了初步分析，但尚未得出具體的分析結果[31]。然而，這些結構分析的初步結果顯示，毒素分子約有38個碳原子，預計的分子量是842 u，毒素分子的結構包括1個甲基組、1個羧基組和至少3個芳香環[31]。白條黃單胞桿菌生長速率慢且毒素產量低，因此很難獲得足夠的純化毒素進行結構分析。為了攻克這個難題，Vivien 等通過異源表達的方法把所有的毒素生物合成基因轉入一種能快速生長的細菌（X. axonopodis pv. vesicatoria）來達到增加毒素產量的目的，大量純化毒素的獲得使毒素結構的解析工作成為可能[32]。該毒素分子的成功合成證實了該毒素先前確定的化學結構，并發現該化合物具有非凡的抗菌活性[33]。

7.2 白條黃單胞桿菌致病性變異及其遺傳多樣性

白條黃單胞桿菌的致病性變異最開始是在毛里求斯被發現，研究人員發現該菌株存在不同的生理小種并發表了相關數據證明該變異的存在[34]。在20世紀80年代后期，美國佛羅里達州白條病的暴發很可能與一種新的基因型病原菌菌株的出現有關[35]。白條黃單胞桿菌在甘蔗莖中的定殖能力以及引起白條病病癥的變化與病原菌基因型有關，表明該菌株的種間存在不同的致病型菌株[7，36-37]。

白條黃單胞桿菌的遺傳多樣性首次由Valverde和他的同事報道，該病原菌存在3種血清型變異和6種溶菌型變異[18，38]。根據幾種不同技術的研究結果表明白條黃單胞桿菌存在遺傳圖譜差異和遺傳變異，但尚未有研究發現該病菌的遺傳多樣性與致病性變異之間存在相關性[37，39-40]。研究人員通過結合脈沖場凝膠電泳的限制性片段長度多態性分析（RFLP-PFGE）發現白條黃單胞桿菌存在至少8個遺傳組，且大部分涉及新暴發白條病的病原菌菌株都歸屬于PFGE 的B組[35]。利用含有白紋黃單胞桿菌毒素生物合成基因的DNA探針對全球范圍內收集的137個白條黃單胞桿菌菌株進行分析發現，有14個單倍型和2個主要的遺傳組：白紋黃單胞桿菌毒素-限制性片段長度多態性分析 A組和白紋黃單胞桿菌毒素-限制性片段長度多態性分析 B組[36]。

不同的白條黃單胞桿菌菌株產生的白紋黃單胞桿菌毒素也是有差異的。然而，該菌株產生白紋黃單胞桿菌毒素的差異以及菌株致病性差異與白紋黃單胞桿菌毒素生物合成基因的多樣性沒有必然的聯系。與法國瓜德羅普島遺傳基因密切相關的白條黃單胞桿菌菌株被發現存在很大的致病性變異[41]。白條黃單胞桿菌菌株在體外的白紋黃單胞桿菌毒素產生量與病原菌的致病性以及遺傳多樣性不具有相關性[42]。因此，白紋黃單胞桿菌毒素的產生是白條病發生的必需因素，但此毒素分子需與其他毒性因子協同作用才能促進該病的病程發展。

7.3 白條黃單胞桿菌的全基因組及其致病性分析

法國瓜德羅普島分離的白條黃單胞桿菌菌株GPE PC73全基因組測序及其注釋的完成以及相似菌株的基因組測序和解析[43-44]，給甘蔗白條病致病菌白條黃單胞桿菌的致病性分析帶來新的進展[45]。白條黃單胞桿菌菌株GPE PC73的測序結果顯示該菌株的全基因組大小為3.7 Mb，遠比迄今為止已完成測序的黃單胞桿菌屬的其他致病菌株的基因組（大約5 Mb）要小很多。有趣的是，白條黃單胞桿菌菌株有522個基因在黃單胞菌屬其他種出現的序列中是不保守的，并且缺失過敏性反應和致病性（Hrp）分泌系統。這種Ⅲ型分泌系統（T3SS）在黃單胞菌目大多數其他致病菌中均有發現，并被用作蛋白致病性效應物注射到植物細胞中。該菌株還缺失所有與黃原膠生物合成相關的基因。黃原膠是一種與生物膜形成相關的物質，也是植物致病菌發揮毒性的重要因子[43]。

白條黃單胞桿菌菌株的過敏性反應和致病性（Hrp）Ⅲ型分泌系統的缺失意味著該菌株的致病力發揮需要依賴其他的分泌系統。白紋黃單胞桿菌毒素這樣的小分子是該菌株的特殊分泌物且該毒素分子能進入植物細胞，并在該病菌發揮致病性過程中扮演重要角色。白條黃單胞桿菌的基因組包含12個非核糖體肽合成酶（NRPS）基因聚集在4個基因組區域，可能參與4個小分子的生物合成。這12個非核糖體肽合成酶基因與其他微生物的基因描述存在很大差異，且幾乎覆蓋了該菌株全基因組的4%。前人研究發現這12個NRPS基因中的3個基因是白紋黃單胞桿菌毒素生物合成所需要的[29]。

7.4 白條黃單胞桿菌新致病基因的鑒定

如果白紋黃單胞桿菌毒素是白條病病癥發生的主要影響因子，那么該分子并不是白條病病癥發生的唯一因素。研究表明白條黃單胞桿菌的突變株不產生白紋黃單胞菌毒素但卻仍然可以在甘蔗葉和莖中定殖[5]。因此，近年來許多研究開始鑒定白條黃單胞桿菌的新致病基因。

7.4.1 群體感應基因 白條黃單胞桿菌的全基因組測序結果揭示了一些與致病性相關的潛在候選基因。這些候選基因中包括一種涉及小擴散性信號分子生物合成的致病調節因子（rpf）。這種可擴散的信號因子（DSF）是由與長鏈脂肪酰基輔酶相似的致病調控基因F（RpfF）合成[46-47]。DSF調節細胞與細胞間的信號傳導（即群體感應）并且當rpfF 或 rpfC基因（一種混合雙組份的DSF傳感器）遭到破壞以后可以導致不同黃單胞菌目菌株減少或缺失毒力作用，例如十字花科蔬菜黑腐病病菌（Xanthomonas campestris pv. campestris）、水稻白葉枯病病菌（Xanthomonas oryzae pv. oryzae）和柑橘潰瘍病病菌（Xanthomonas axonopodis pv. citri）[47-48]。然而，美國佛羅里達州分離的白條黃單胞桿菌菌株 XaFL07-1的rpfF 和rpfC基因突變體仍可以產生白紋黃單胞桿菌毒素，同時也可以在甘蔗莖中定殖并引起甘蔗白條病的典型病癥，如葉片上出現白色鉛筆狀條紋和葉片褪綠以及葉片枯萎壞死[49]。當菌株XaFL07-1發生rpfG 和rpfC單突變或雙突變后，其甚至比野生型菌株具有更強的侵染能力;然而，去除菌株XaFL07-1的rpfG和rpfC基因后，該菌株的致病性有所降低[50]。因此，DSF對白條黃單胞桿菌產白紋黃單胞桿菌毒素及其在甘蔗莖中的定殖能力并不是決定性因素。

黃單胞菌屬的菌株還可以產生另一種由xanB2 基因編碼的群體感應分子叫擴散因子（DF）。在十字花科黑腐病病菌中，DF調節菌黃素和胞外多糖的產生，這2種細菌產物對細菌在寄主植物上附生和存活以及細菌的侵染致病能力具有至關重要的作用[51-52]。然而，美國佛羅里達州分離的白條黃單胞桿菌菌株 XaFL07-1的xanB2 突變體同樣可以產生白紋黃單胞桿菌毒素，同時也可以在甘蔗莖中定殖并引起甘蔗白條病的典型病癥[53]。因此，DF對白條黃單胞桿菌產白紋黃單胞桿菌毒素及其在甘蔗莖中的定殖能力同樣不是必需因素，并且這2種細菌特性可能并不受群體感應因子調控或者可能涉及另一種調控途徑。然而，就像在十字花科黑腐病病菌中的DF所起的重要作用一樣，DF可能在白條病病原菌通過空氣傳播后在甘蔗上附生定殖中起重要作用。Mensi等研究發現6個受表面多糖生產影響的白條黃單胞桿菌菌株XaFL07-1突變體在甘蔗葉片表面完全喪失了生存能力，這些突變體菌株比野生菌株能產生更多的生物膜且積累更多的細胞聚β羥基丁酸，這些參與細菌群體感應的rpf基因簇突變體菌株在甘蔗葉表面的附著能力各不相同，因此，群體感應基因可能會影響菌株多糖的產生，或者多糖和群體感應基因均可能參與了白條黃單胞桿菌菌株在甘蔗葉表面的存活或生長[54]。

7.4.2 非核糖體肽合成酶（NRPS）基因 其他可能涉及白條黃單胞桿菌致病性的基因包括參與小分子生物合成的NRPS基因。正如前文提到的，白條黃單胞桿菌的全基因組序列含有編碼12個非同源性的非核糖體肽合成酶（NRPSs）基因，其中有3個編碼同一個基因簇，即參與白紋黃單胞桿菌毒素的生物合成[29]。另外的9個非核糖體肽合成酶基因的功能目前尚不清楚，但這9個基因被認為參與了在甘蔗與白條病病原菌白條黃單胞桿菌互作中起重要作用的分子的生物合成。非核糖體肽合成酶的蛋白酶功能發揮需要經過磷酸泛酰巰基乙胺基轉移酶的翻譯后修飾作用[55]。白條黃單胞桿菌菌株GPE PC73的基因組包含了編碼磷酸泛酰巰基乙胺基轉移酶的albXXI基因，前人研究發現albXXI基因是白紋黃單胞桿菌毒素生物合成所需要的基因[29]。因此，albXXI基因可用于白條黃單胞桿菌的所有非核糖體肽合成酶基因的轉錄后激活。

7.4.3 外膜蛋白A基因 Tn5 轉座子突變也被用于試圖確定白條黃單胞桿菌菌株另外的致病性因子。Champoiseau等對美國佛羅里達州分離的白條黃單胞桿菌菌株XaFL07-1進行780個獨立的Tn5插入突變，他們利用斬首接種法接種這些突變菌株到白條病中感甘蔗品種CP80-1743，在接種后1個月調查白條病的發病情況，接種后2個月測定所接種的突變菌株在甘蔗莖的定殖情況[36]。除了前面提到的與白紋黃單胞桿菌毒素生物合成相關的基因簇的突變株外，有4個新的Tn5插入突變株不引起甘蔗白條病癥或只引起輕微白條病癥，這4個突變株在體外能產生白紋黃單胞桿菌毒素但卻不能在甘蔗莖中有效定殖[36]。這4個轉座子插入突變位點均在白條黃單胞桿菌基因組的Orf XALc_0557位置，該基因被預測用于編碼一種OmpA家族的外膜蛋白，這是一種以前被忽略但卻在目前看來很重要的致病性因子[53]。Rott等研究發現甘蔗品種CP80-1743接種1216個獨立的Tn5插入突變的白條黃單胞桿菌菌株XaFL07-1后，有61個突變株在接種甘蔗后葉片白條癥狀的發生以及菌株在莖中定殖過程均受到影響，根據已發表的基因組白條黃單胞桿菌全基因組DNA序列對這些Tn5插入位點分析鑒定到幾個致病相關位點，這些位點包括編碼假想蛋白、一種賦予新生霉素抗性的膜融合蛋白、轉運蛋白、依賴于TonB的外膜轉運蛋白以及OmpA家族外膜蛋白的基因[56]。

8 展望

甘蔗白條病是一種全世界范圍內發生的重要的細菌性病害，該病害具有廣泛傳播性和毀滅性，并在我國已被列為檢疫性病害。由于甘蔗是無性繁殖作物加上常年連作以及種莖頻繁調運，并且該病害存在不表現任何病癥的潛伏期，因此植株一旦染病便會很快擴散蔓延。以上這些因素大大增加了該病害的防控難度，因此，抗病品種的培育成為防控該病害最直接有效的途徑。

近年來許多關于甘蔗白條病傳播和侵染循環相關文章的發表為甘蔗白條病的防控提供了參考。例如，甘蔗在生產上應該避免把多雨濕潤地區的種莖調往干燥地區，并且應該在降雨量少的地區進行甘蔗繁種。然而關于甘蔗白條病的傳播蔓延仍有其他方面需要進一步研究，例如白條病病原菌通過空氣傳播以及在甘蔗葉表面定殖并進一步侵入維管系統的機制尚未清楚。白條黃單胞桿菌菌株GPE PC73的全基因組測序結果顯示該菌株的基因組中發現一種僅在動物病原體或共生體中被發現過的Ⅲ型分泌系統[43]，表明該病原菌有動物寄主需要鑒定，以進一步闡述這個獨特的植物病原菌的傳播特性。

目前植物病原菌的木質部侵入機制尚未清楚。甘蔗白條病病原菌白條黃單胞桿菌在植物病理學研究中可作為一種初始模型來研究病原菌的木質部侵入機制，并且該病菌某方面的侵入能力可能是獨一無二的[57]，理由主要有3個：首先，白條黃單胞桿菌寄居于木質部但卻能引起葉片綠色組織細胞的病變，但該病菌卻極少在枯萎的葉片區域中被發現。其次，白條黃單胞桿菌感染甘蔗后會有幾周甚至幾個月的潛伏期直到甘蔗表現白條病急性癥狀，并且該潛伏期結束的原因也尚未清楚，這種由潛伏期進入急性期的轉變很可能是由該病原菌特殊的致病因子調控的。另外，白條黃單胞桿菌缺乏Hrp Ⅲ型分泌系統，但能產生一種能夠引起白條病葉部癥狀的白紋黃單胞桿菌毒素。

早在一個多世紀前，在白條黃單胞桿菌首次報道后，相關的研究便在全世界陸續開展。目前，該病菌的重要生物學知識已比較完善，從白條黃單胞桿菌的遺傳多樣性和致病性分析的研究結果發現該菌株會發生遺傳變異且一直在進化中。然而，關于白條黃單胞桿菌與甘蔗宿主互作的系統病理學仍需進行更深入的研究。白條黃單胞桿菌全基因組測序的完成為該病原菌致病性分析，尤其是該病原菌與甘蔗互作研究提供了分子基礎。目前已發現的與白條黃單胞桿菌致病性相關的基因包括涉及白紋黃單胞桿菌毒素生物合成的基因和一個外膜蛋白基因，未來將會有更多的致病相關基因被發現和鑒定。一些誘變技術已被用于識別鑒定潛在的參與發病機制的候選基因。其他的研究方法，如基因芯片技術，也將被用于全面研究白條黃單胞桿菌在甘蔗木質部定殖過程或該菌株的附生生活過程中對甘蔗宿主環境的響應。

參考文獻：

[1]Rott P，Bailey R A，Comstock J C，et al. A guide to sugarcane diseases[M]. Montpellier：International Society of Sugar Cane Technologists，2000：38-44.

[2]Zhang R Y，Shan H L，Li W F，et al. First report of sugarcane leaf scald caused by Xanthomonas albilineans （Ashby） Dowson in the province of Guangxi，China[J]. Plant Disease，2017，101（8）：1541.

[3]Ricaud C，Egan B T，Gillaspie J G，et al. Diseases of sugarcane[M]. Amsterdam：Elsevier，1989：39-58.

[4]Davis M J，Rott P，Baudin P，et al. Evaluation of selective media and immunoassays for detection of Xanthomonas albilineans，causal agent of sugarcane leaf scald disease[J]. Plant Disease，1994，78（1）：78-82.

[5]Birch R G. Xanthomonas albilineans and the antipathogenesis approach to disease control[J]. Molecular Plant Pathology，2001，2（1）：1-11.

[6]Birch R G，Patil S S. The relation of blocked chloroplast differentiation to sugarcane leaf scald disease[J]. Phytopathology，1983，73（10）：1368-1374.

[7]Daugrois J H，Dumont V，Champoiseau P，et al. Aerial contamination of sugarcane in Guadeloupe by two strains of Xanthomonas albilineans[J]. European Journal of Plant Pathology，2003，109（5）：445-458.

[8]Hoy J W，Grisham M P. Sugarcane leaf scald distribution，symptomatology，and effect on yield in Louisiana[J]. Plant Disease，1994，78（11）：1083-1087.

[9]Rott P，Soupa D，Brunet Y，et al. Leaf scald （Xanthomonas albilineans） incidence and its effect on yield in seven sugarcane cultivars in Guadeloupe[J]. Plant Pathology，1995，44（6）：1075-1084.

[10]Klett P，Rott P. Inoculum sources for the spread of leaf scald disease of sugarcane caused by Xanthomonas albilineans in Guadeloupe[J]. Journal of Phytopathology，1994，142（3）：283-291.

[11]Champoiseau P，Rott P，Daugrois J H. Epiphytic populations of Xanthomonas albilineans and subsequent sugarcane stalk infection are linked to rainfall in Guadeloupe[J]. Plant Disease，2009，93（4）：339-346.

[12]Daugrois J H，Boisne-Noc B R，Champoiseau B P，et al. The revisited infection cycle of Xanthomonas albilineans，the causal agent of leaf scald of sugarcane[J]. Functional Plant Science and Biotechnology，2012，6（2）：91-97.

[13]Comstock J C，Irey M S. Detection of the sugarcane leaf scald pathogen，Xanthomonas albilineans，using tissue blot immunoassay，ELISA，and isolation techniques[J]. Plant Disease，1992，76（10）：1033-1035.

[14]Davis M J，Rott P，Monge G A. Multiplex polymerase chain reaction （PCR） for diagnosis of leaf scald and ratoon stunting diseases[J]. Sugary Azucar，1997，92（6）：26.

[15]Pan Y B，Grisham M P，Burner D M，et al. Development of polymerase chain reaction primers highly specific for Xanthomonas albilineans，the causal bacterium of sugarcane leaf scald disease[J]. Plant Disease，1999，83（3）：218-222.

[16]Lopes S A，Damann K E，Grelen L B. Xanthomonas albilineans diversity and identification based on rep-PCR fingerprints[J]. Current Microbiology，2001，42（3）：155-159.

[17]Koike H. The aluminum-cap method for testing sugarcane varieties against leaf scald disease[J]. Phytopathology，1965，55：317-319.

[18]Rott P，Abel M，Soupa D，et al. Population dynamics of Xanthomonas albilineans in sugarcane plants as determined with an antibiotic resistant mutant[J]. Plant Disease，1994，78（3）：241-247.

[19]Rott P，Mohamed I S，Klett P，et al. Resistance to leaf scald disease is associated with limited colonization of sugarcane and wild relatives by Xanthomonas albilineans[J]. Phytopathology，1997，87（12）：1202-1213.

[20]Garces F F，Gutierrez A，Hoy J W. Detection and quantification of Xanthomonas albilineans by qPCR and potential characterization of sugarcane resistance to leaf scald[J]. Plant Disease，2014，98（1）：121-126.

[21]Flynn J L，Anderlini T A. Disease incidence and yield performance of tissue culture generated seed cane over the crop cycle in Louisana[J]. Journal of American Society of Sugar Cane Technologists，1990，10：113.

[22]Egan B T，Sturgess O W. Commercial control of leaf scald disease by thermotherapy and a clean seed program[J]. Proceedings of the International Society of Sugar Cane Technologists，1980，17：1602-1606.

[23]Blanco Y，Blanch M，Pinón D，et al. Antagonism of Gluconacetobacter diazotrophicus （a sugarcane endosymbiont） against Xanthomonas albilineans （pathogen） studied in alginate-immobilized sugarcane stalk tissues[J]. Journal of Bioscience and Bioengineering，2005，99（4）：366-371.

[24]Zhang L，Birch R G. The gene for albicidin detoxification from Pantoea dispersa encodes an esterase and attenuates pathogenicity of Xanthomonas albilineans to sugarcane[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，1997，94（18）：9984-9989.

[25]Birch R G，Patil S S. Correlation between albicidin production and chlorosis induction by Xanthomonas albilineans，the sugarcane leaf scald pathogen[J]. Physiological and Molecular Plant Pathology，1987，30（2）：199-206.

[26]Birch R G，Patil S S. Evidence that an albicidin-like phytotoxin induces chlorosis in sugarcane leaf scald disease by blocking plastid DNA replication[J]. Physiological and Molecular Plant Pathology，1987，30（2）：207-214.

[27]Hashimi S M，Wall M K，Smith A B，et al. The phytotoxin albicidin is a novel inhibitor of DNA gyrase[J]. Antimicrobial Agents and Chemotherapy，2007，51（1）：181-187.

[28]Rott P C，Costet L，Davis M J，et al. At least two separate gene clusters are involved in albicidin production by Xanthomonas albilineans[J]. Journal of Bacteriology，1996，178（15）：4590-4596.

[29]Royer M，Costet L，Vivien E，et al. Albicidin pathotoxin produced by Xanthomonas albilineans is encoded by three large PKS and NRPS genes present in a gene cluster containing also several putative modifying，regulatory and resistance genes[J]. Molecular Plant-Microbe Interactions，2004，17（4）：414-427.

[30]Vivien E，Megessier S，Pieretti I，et al. Xanthomonas albilineans HtpG is required for biosynthesis of the antibiotic and phytotoxin albicidin[J]. FEMS Microbiology Letters，2005，251（1）：81-89.

[31]Birch R G，Patil S S. Preliminary characterization of an antibiotic produced by Xanthomonas albilineans which inhibits DNA synthesis in Escherichia coli[J]. Journal of General Microbiology，1985，131（5）：1069-1075.

[32]Vivien E，Pitorre D，Cociancich S，et al. Heterologous production of albicidin：a promising approach to overproducing and characterizing this potent inhibitor of DNA gyrase[J]. Antimicrobial Agents and Chemotherapy，2007，51（4）：1549-1552.

[33]Kretz J，Kerwat D，Schubert V，et al. Total synthesis of albicidin：a lead structure from Xanthomonas albilineans for potent antibacterial gyrase inhibitors[J]. Angewandte Chemie （International ed. in English），2015，54（6）：1969-1973.

[34]Autrey L C，Saumtally S，Dookun A. Studies on variation in the leaf scald pathogen Xanthomonas albilineans[C]//Proceedings of the International Society of Sugar Cane Technologists，1995，21：485-497.

[35]Davis M J，Rott P，Warmuth C J，et al. Intraspecific genomic variation within Xanthomonas albilineans，the sugarcane leaf scald pathogen[J]. Phytopathology，1997，87（3）：316-324.

[36]Champoiseau P，Daugrois J H，Girard J C，et al. Variation in albicidin biosynthesis genes and in pathogenicity of Xanthomonas albilineans，the sugarcane leaf scald pathogen[J]. Phytopathology，2006，96（1）：33-45.

[37]Huertalara M，Rojasmartinez R I，Bautistacalles J，et al. Genetic and pathogenic diversity of Xanthomonas albilineans （Ashby） Dowson，in Mexico[J]. Research Journal of Biological Sciences，2009，4（3）：312-319.

[38]Rott P，Arnaud M，Baudin P. Serological and lysotypical variability of Xanthomonas Albilineans. （Ashby） Dowson，causal agent of sugarcane leaf scald disease[J]. Journal of Phytopathology，1986，116（3）：201-211.

[39]Alvarez A M，Schenck S，Benedict A A. Differentiation of X.albilineans strains with monoclonal antibody reaction patterns and DNA fingerprints[J]. Plant Pathology，1996，45（2）：358-366.

[40]Jaufeerally-Fakim Y，Autrey J C，Toth I，et al. Amplification polymorphism among Xanthomonas albilineans strains，using a single oligonucleotide primer[J]. European Journal of Plant Pathology，2002，108（2）：121-130.

[41]Champoiseau P，Daugrois J H，Pieretti I，et al. High variation in pathogenicity of genetically closely related strains of Xanthomonas albilineans，the sugarcane leaf scald pathogen，in Guadeloupe[J]. Phytopathology，2006，96（10）：1081-1091.

[42]Renier A，Vivien E，Cociancich S，et al. Substrate specificity-conferring regions of the non ribosomal peptide synthase adenylation domains involved in albicidin pathotoxin biosynthesis are highly conserved within the species Xanthomonas albilineans[J]. Applied and Environmental Microbiology，2007，73（17）：5523-5530.

[43]Pieretti I，Royer M，Barbe V，et al. The complete genome sequence of Xanthomonas albilineans provides new insights into the reductive genome evolution of the xylem-limited Xanthomonadaceae[J]. BMC Genomics，2009，10（1）：616.

[44]Pieretti I，Royer M，Barbe V，et al. Genomic insights into strategies used by Xanthomonas albilineans with its reduced artillery to spread within sugarcane xylem vessels[J]. BMC Genomics，2012，13（1）：658.

[45]Pieretti I，Cociancich S，Bolot S，et al. Full genome sequence analysis of two isolates reveals a novel Xanthomonas species close to the sugarcane pathogen Xanthomonas albilineans[J]. Genes，2015，6（3）：714-733.

[46]Barber C E，Tang J L，Feng J X，et al. A novel regulatory system required for pathogenicity of Xanthomonas campestris is mediated by a small diffusible signal molecule[J]. Molecular Microbiology，1997，24（3）：555-566.

[47]Dow M. Diversification of the function of cell-to-cell signaling in regulation of virulence within plant pathogenic xanthomonads[J]. Science Signaling，2008，1（21）：pe23.

[48]Chatterjee S，Almeida R P，Lindow S. Living in two worlds：the plant and insect lifestyles of Xylella fastidiosa[J]. Annual Review? of Phytopathology，2008，46（1）：243-271.

[49]Rott P，Fleites L，Marlow G，et al. Quorum sensing genes rpfF and xanB2 are not essential for albicidin production nor sugarcane colonisation by Xanthomonas albilineans[C]. Abstracts of the 2009 Meeting of the Ⅹ Ⅳ International Congress on Molecular Plant Microbe Interactions，2009.

[50]Rott P，Fleites L A，Mensi I，et al. The RpfCG two-component system negatively regulates the colonization of sugar cane stalks by Xanthomonas albilineans[J]. Microbiology （Reading，England），2013，159（Pt 6）：1149-1159.

[51]Poplawsky A R，Chun W. pigB determines a diffusible factor needed for EPS and Xanthomonadin production in Xanthomonas campestris pv. campestris[J]. Journal of Bacteriology，1997，179（2）：439-444.

[52]Poplawsky A R，Chun W. Xanthomonas campestris pv. campestris requires a functional pigB for epiphytic survival and host infection[J]. Molecular Plant-microbe Interactions，1998，11（6）：466-475.

[53]Rott P，Fleites L，Marlow G，et al. An OmpA family outer membrane protein is required for both disease symptom development and sugarcane stalk colonisation by Xanthomonas albilineans[J]. Phytopathology，2009，99（6S）：110-111.

[54]Mensi I，Daugrois J H，Pieretti I，et al. Surface polysaccharides and quorum sensing are involved in the attachment and survival of Xanthomonas albilineans on sugarcane leaves[J]. Molecular Plant Pathology，2016，17（2）：236-246.

[55]Lambalot R H，Gehring A M，Flugel R S，et al. A new enzyme superfamily-the phosphopantetheinyl transferases[J]. Chemistry & Biology，1996，3（11）：923-936.

[56]Rott P，Fleites L，Marlow G，et al. Identification of new candidate pathogenicity factors in the xylem-invading pathogen Xanthomonas albilineans by transposon mutagenesis[J]. Molecular Plant-Microbe Interactions，2011，24（5）：594-605.

[57]Rott P，Marguerettaz M，Fleites L，et al. Unravelling pathogenicity of Xanthomonas albilineans，the causal agent of sugarcane leaf scald[J]. International Sugar Journal，2011，113（1351）：490-496.