茅臺鎮醬香型白酒釀造環境中真菌菌群多樣性分析

黎瑤依，胡小霞，黃永光*

（貴州大學釀酒與食品工程學院，貴州省發酵工程與生物制藥重點實驗室，貴州 貴陽 550025）

醬香型白酒釀造是一個固態、開放式多菌群、菌種共同發酵的過程，其釀造環境中微生物對醬香型白酒品質的形成密切相關。在釀造過程中，一方面，高溫大曲制作及其貯存、酒醅攤晾堆積過程和入窖發酵等生產活動對釀造環境微生物進行長期馴化，從而形成特定的釀造環境微生物生態結構特征[1]；另一方面，環境中的部分微生物在釀造過程中會自然遷徙，接種至堆積酒醅、貯存大曲中，再參與到白酒的釀造過程，并在其中增殖、代謝，生成各種風味物質，對醬香型白酒品質的形成起到決定性作用[2-3]。因此，對釀造環境微生物的群落結構多樣性進行分析，有助于進一步研究和認識茅臺鎮醬香型白酒釀造環境與釀造過程中微生物之間的相關性，對醬香型白酒的釀造機制認識具有重要意義。

真菌作為醬香型白酒糖化發酵過程中重要的功能微生物，在釀造過程中主要提供酶動力、發酵動力，對基酒的質量具有重要調控作用。其中，霉菌能分泌多種水解酶類，分解釀造原料中的淀粉、蛋白質等大分子物質，同時也為其他微生物的生長、代謝提供營養和基礎物質，對白酒酒體風味形成有重要貢獻[4-5]。而酵母菌是醬香型白酒釀造過程重要的產香微生物類群，直接關系到出酒率及微量香氣成分的形成，在代謝過程中產生的各種風味物質對醬香型白酒香氣的形成起至關重要的作用[6]。霉菌和酵母菌是影響傳統固態發酵白酒釀造過程的重要釀造微生物菌群，保證了發酵過程的正常進行，而菌群結構內部彼此之間可能相互促進，也可能相互抑制，其不同的菌群組成結構會影響醬香型白酒的風格和酒質的優劣。黃永光等[7]通過研究茅臺酒發酵過程中微生物的作用機理，發現微生物經過遺傳、變異、消長和衍化等微生物群落的演替，促成了耐高溫、耐高乙醇含量、耐高酸度的極端釀造微生物生態環境。張文平[8]研究發現醬香型白酒在釀造過程中很大一部分微生物來自空氣。羅方雯等[9]通過對釀造環境及大曲中酵母的多樣性進行分析，發現環境是醬香型白酒釀造過程中重要的微生物來源。Wang Xueshan等[10]采用高通量測序結合多相代謝產物目標分析方法，研究中國白酒發酵過程中老廠及新廠兩個環境中微生物的演替和代謝變化，并應用SourceTracker軟件評價環境微生物對發酵的貢獻，結果表明環境微生物群是發酵菌群的重要來源，在白酒釀造過程中可以驅動微生物的演替和代謝。上述文獻均表明參與釀造過程的微生物與釀造環境及其內在微生物都存在密切的關聯，因此解析釀造環境中的微生物菌群結構對認識其生物學科學機制、提升釀造質量具有舉足輕重的作用。目前，雖然對醬香型白酒釀造過程大曲、酒醅中微生物研究較多，但對釀造環境中的微生物，尤其是對醬香型白酒不同輪次釀造環境中真菌的系統性研究較少。因此，為進一步探究環境微生物結構對醬香型白酒釀造品質的影響，本實驗以茅臺鎮釀造環境中真菌菌群結構為研究對象，采用高通量測序結合數理統計軟件，全面解析茅臺鎮醬香型白酒釀造環境中的真菌群落結構組成及其量化結果，旨在對科學認識釀造環境微生物及其發酵機制、資源價值評價等提供科學依據和參考。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

樣品取自貴州省仁懷市茅臺鎮觀音寺區、上坪村、椿樹村、巖灘村、向陽村、盧榮壩村及合馬鎮街道社區等醬香型白酒主釀區域的17 個代表性釀酒企業，采樣時間2018年1—9月，共計7 個輪次，每輪次對釀造環境進行一次采樣。環境樣品采集包括：企業生產車間的晾堂、墻角地面土塵、灰塵，窗戶玻璃、窗臺、墻體表面的灰塵、粉塵，車間外地面、溝渠表面土質粉塵等，對各采樣點均進行標記固定、定期（1 個月的富集時間）、定量采集樣品。從17 個釀造企業釀造環境中共采集119 個環境樣品，按照區域劃分將每個酒企的樣品等量混合后代表一個區域的最終混合樣品，7 個輪次共計49 個環境區域混合樣品，再將49 個環境區域混合樣品按照輪次等量均值混勻得到每輪次最終混合樣品，各企業每輪次采集混合樣500 g。樣品采集后立即裝袋密封，24 h內運回實驗室分析，采集樣品均在-80 ℃密封保存、備用。

DNA Marker 寶生物工程（大連）有限公司；磷酸鹽緩沖溶液（phosphate buffer saline，PBS）、引物合成生工生物工程（上海）股份有限公司；E.Z.N.A?.Soil DNA Kit 美國Omega BioTek公司；異丙醇（分析純）、TAE（Tris acetate-EDTA）緩沖液 北京索萊寶科技有限公司；瓊脂糖 南京生興生物技術有限公司；Goldview染料 上海賽百盛有限公司；rTaqDNA聚合酶試劑盒 北京全式金生物技術有限公司。

1.2 儀器與設備

G154DW高壓蒸汽滅菌鍋 致徽（廈門）儀器有限公司；臺式高速冷凍離心機 德國Sigma公司；GeneAmp?9700型聚合酶鏈式反應（polymerase chain reaction，PCR）儀 美國ABI公司；DYY-8C型電泳儀北京六一儀器廠；JS-680C凝膠成像儀 上海培清科技有限公司；MiSeq測序儀 美國Illumina公司；QuantiFluorTM-ST藍色熒光定量系統 美國Promega公司；AxyPrep DNA凝膠回收試劑盒 美國Axygen公司。

1.3 方法

1.3.1 樣品預處理及DNA提取[11-12]

分別取充分混勻的綜合樣各16 g于100 mL離心管中，用30 mL滅菌后的0.1 mol/L PBS懸浮，加入3～5 顆玻璃珠，旋渦振蕩7 min，400 r/min離心5 min，取上清液。沉淀用PBS洗滌，旋渦振蕩4 min，400 r/min離心5 min，收集上清液。將沉淀用PBS洗滌，旋渦振蕩2 min，400 r/min離心5 min，收集上清液。全部上清液于12 000 r/min離心5 min，棄上清液，收集細胞沉淀。預處理結束后立即對各樣品中的微生物總DNA進行提取，并置于-20 ℃備用。提取步驟參見E.Z.N.A.?Soil DNA Kit的操作說明。

1.3.2 PCR擴增及Illumina MiSeq測序

應用引物ITS1F（5’-CTTGGTCATTTAGAGGAAGTAA-3’）和2043R（5’-GCTGCGTTCTTCATC GATGC-3’）擴增高變區。PCR體系及反應條件見黃蘊利等[13]的方法；每個樣本做3 次重復。使用2%瓊脂糖凝膠回收PCR產物，利用AxyPrep DNA凝膠回收試劑盒進行純化，Tris-HCl洗脫，2%瓊脂糖電泳檢測。利用QuantiFluor?-ST藍色熒光定量系統進行檢測定量。根據Illumina MiSeq平臺標準操作規程將純化后的擴增片段構建PE 2×300的文庫。

構建文庫步驟：1）連接“Y”字形接頭；2）使用磁珠篩選去除接頭自連片段；3）利用PCR擴增進行文庫模板的富集；4）氫氧化鈉變性，產生單鏈DNA片段。

利用Illumina公司的MiSeq PE300平臺進行測序（上海美吉生物醫藥科技有限公司）。

1.4 數據及圖像處理

原始測序序列使用Trimmomatic軟件質控，使用FLASH軟件進行拼接：

1）設置50 bp的窗口，如果窗口內的平均質量值低于20，從窗口開始截去后端堿基，去除質控后長度低于50 bp的序列。

2）barcode需精確匹配，引物允許2 個堿基的錯配，去除模糊堿基。

3）根據重疊堿基overlap將兩端序列進行拼接，overlap需大于10 bp。去除無法拼接的序列。使用UPARSE軟件（version 7.1 http://drive5.com/uparse/），根據97%的相似度對序列進行可操作分類單元（operational taxonomic unit，OTU）聚類；使用UCHIME軟件剔除嵌合體。利用RDP classifier（http://rdp.cme.msu.edu/）對每條序列進行物種分類注釋，真菌與數據庫unite7.0/its_fungi進行對比，設置比對閾值為70%。

4）采用Microsoft Office Excel 2016進行數據計算和分析，AI作圖工具、R語言繪制氣泡圖和Upset plot圖，Cytoscape軟件繪制物種相關性網絡圖。

2 結果與分析

2.1 真菌菌群多樣性分析

常用Shannon指數、ACE指數、Chao指數和覆蓋率描述微生物群落物種α多樣性，可對群落物種組成的豐富度及均勻度進行綜合性評價。其中，Shannon指數表示群落多樣性；Chao指數和ACE指數表示群落物種豐富度。表1結果表明，各輪次樣品的覆蓋率均在99.90%以上，各樣品文庫的覆蓋率足夠大，說明測序結果能體現環境樣品真菌菌群多樣性的真實情況。不同輪次環境樣品在97%水平下共得到294 個OTU，3輪次的OTU數最高（231），1輪次和7輪次的OTU數較中間輪次低。

表1 不同輪次環境樣品真菌的α多樣性指數Table 1 α-Diversity of fungi in environment samples from different rounds

3、4、5 輪次樣品的Shannon指數高于1、2、6、7輪次，表明3、4、5輪次釀造期間釀造環境中真菌多樣性均高于其他輪次。生產實踐表明，3、4、5輪次也是醬香型白酒生產過程中的“大回酒”輪次，其為產量最高、質量最優的3 個輪次，說明釀造產量、質量與微生物的多樣性存在關聯。而1～7輪次的真菌ACE指數和Chao指數之間存在部分無規律現象，說明不同釀造輪次環境條件的差異導致真菌物種豐富度出現變化。進一步表明當溫度、天氣等環境因素發生變化時，真菌區系結構可能會相應發生一些變化。環境微生物結構的穩定性會直接影響堆積發酵和大曲制作過程從環境中富集的微生物結構及其質量，進而影響堆積發酵和大曲的微生物結構優化，這為釀造生產提出更嚴格的生產調控要求。

2.2 釀造環境中真菌菌群結構特征

為了更加深入揭示茅臺鎮醬香型白酒各輪次釀造環境樣品在各分類學水平上的組成情況，對不同釀造輪次環境樣品中真菌菌群結構的門水平、屬水平特征進行分析。從1～7輪次環境真菌樣品中共檢測到4 個真菌門，根據各菌門的相對豐度，子囊菌門（Ascomycota）和擔子菌門（Basidiomycota）是茅臺鎮醬香型白酒各輪次釀造環境的優勢真菌門。1～7輪次釀造過程中，Ascomycota的相對豐度呈逐漸減小趨勢變化，Basidiomycota的相對豐度則逐漸增大。根據相關研究報道，Ascomycota不僅是醬香型白酒中優勢真菌種群[14]，同樣也是濃香[15]、清香型白酒[16]及食醋[17]等多種發酵食品生產中的主要真菌菌群。

同時，從茅臺鎮1～7 個釀造輪次的環境樣品中共檢出212 個真菌屬。根據平均相對豐度將樣本中菌屬分為優勢菌屬（平均相對豐度≥1%）和次要菌屬（平均相對豐度＜1%），且將次要菌屬歸類于其他（others）。根據測序結果，平均相對豐度≥1%的菌屬有14 個，分別為節擔菌屬（Wallemia）22.87%、復膜孢酵母屬（Saccharomycopsis）20.55%、威克漢姆酵母屬（Wickerhamomyces）11.71%、曲霉屬（Aspergillus）10.9%、德巴利氏酵母屬（Debaryomyces）6.22%、熱子囊菌屬（Thermoascus）4.84%、隱球酵母屬（Cryptococcus）4.47%、unclassified_f__Saccharomycetaceae 2.72%、紅酵母屬（Rhodotorula）1.93%、枝孢屬（Cladosporium）1.81%、Rasamsonia1.58%、絲衣霉屬（Byssochlamys）1.46%、unclassified_o__Eurotiales 1.24%和毛孢子菌屬（Trichosporon）1.10%。由圖1可知，茅臺鎮醬香型白酒各輪次釀造環境真菌以Wallemia和Saccharomycopsis為絕對優勢菌屬。Liu Maoke等[18]利用變性梯度凝膠電泳和Illumina MiSeq測序方法對濃香型白酒發酵窖泥中真菌群落進行分析，同樣得出Wallemia是濃香型白酒發酵過程中的優勢菌屬。Saccharomycopsis是酒藥香氣的主要產生菌，該菌屬在黃酒釀造和以大米為原料的釀造酒生產過程對發酵具有重要作用[19]，同時也在濃香型白酒發酵酒醅中檢出[20]。Wickerhamomyces是白酒發酵過程高產乙醇生產者，從感官評價看，其參與生產的白酒風味較和諧、花香值較高[21-22]。羅方雯等[23]運用高通量測序技術解析茅臺鎮釀造環境及大曲中的酵母菌群多樣性結構，發現Saccharomycopsis和Wickerhamomyces是釀造環境的優勢酵母屬，環境是醬香型白酒釀造過程生產大曲中的酵母屬的主要來源。朱治宇等[24]通過對不同輪次釀造環境和大曲中可培養霉菌多樣性結構分析，得出Aspergillus等霉菌屬是醬香型白酒釀造環境中的絕對優勢霉菌。由此可見，釀造環境中的微生物通過大曲富集及堆積發酵進而遷徙進入到釀造過程，為酒醅發酵提供了微生物來源。Aspergillus是醬香型白酒發酵過程中的優勢真菌屬，在白酒釀造過程主要作用于發酵前期，是釀造霉菌中種類最多的真菌屬[25]。由于醬香型白酒釀造環境酸度較高，曲霉分泌的酸性水解酶能分解原料中的纖維素與淀粉質大分子物質，催化促成芳香脂類物質的產生，在醬香型白酒中具有提升、改善酒體風味的作用[26-27]。王雪山[28]對清香型白酒發酵環境中微生物種群結構進行研究發現清香型白酒釀造環境中真菌種群主要有Pichia、Saccharomycopsis、Saccharomyces、Wickerhamomyces、Aspergillus。結合上述等其他研究者的結論和本研究結論可知，絕對優勢菌屬中Saccharomycopsis不僅是醬香型白酒釀造環境中的優勢微生物，也是其他香型白酒釀造環境中的優勢微生物，但醬香型白酒在微生物結構組成上又有別于其他香型，這是因為醬香型白酒釀造過程中優勢微生物的種類和豐度遠高于其他香型環境微生物。

圖1 釀造環境中真菌群落結構分布圖（前14 個）Fig.1 Distribution of fungal community structure in brewing environment (top 14 most abundant genera)

為進一步解析各輪次釀造環境中的微生物菌群結構特征，對屬水平上主要真菌的分布差異進行分析，將上述優勢菌屬在各輪次中相對豐度最高的菌屬作為該輪次的標志性真菌屬。1輪次的標志性菌屬是Thermoascus（29.64%），但在2輪次急劇下降至1.78%，后又緩慢下降至7輪次時為0.05%。Thermoascus在前3 個輪次的環境樣品中的相對豐度較高，隨著生產輪次推進其相對豐度呈逐漸降低趨勢，其原因可能是前3 個輪次釀造環境適宜Thermoascus的生長，而從4輪次開始，釀造環境溫度等理化性質發生了一定的改變，使得該菌的生長受限從而導致豐度呈持續下降趨勢。Thermoascus能產木聚糖酶、超氧化物歧化酶、角質酶等熱穩定的水解酶類，這些酶類在堆積糖化發酵以及對醬香風味的形成起重要的作用[29-30]。Saccharomycopsis是3、4輪次的標志性菌屬，該菌屬在1輪次的相對豐度為16.75%，2輪次時上升至40.27%，3、4輪次期間Saccharomycopsis相對豐度變化不大（40.27%～41.53%），5輪次時又急劇下降至4.95%，到7輪次時下降至1.25%。5～7輪次為茅臺鎮一年中環境溫度最高的3 個輪次，因此，Saccharomycopsis的生長可能對釀造環境溫度有一定的要求，并且有資料表明該菌屬對白酒香氣物質的形成具有促進作用[31]。5、6、7輪次釀造環境的標志性菌屬是Wallemia，該菌屬在1、2、3輪次釀造環境中相對豐度極低（小于0.02%），4輪次時大幅上升至14.05%，5輪次時又大幅上升至43.07%，后呈現小幅波動至7輪次時的54.33%。

上述結果表明，不同輪次環境樣本中優勢菌屬的組成結構相似度較高，但其各輪次的標志性真菌屬存在差異，說明釀造環境微生物中的標志性真菌屬隨釀造時空徑向的變化而變化，這與具體微生物、環境條件之間的相互作用有關，具體機制正在進一步研究。茅臺鎮傳統醬香型白酒生產過程的發酵溫度較高，同時茅臺鎮釀造環境的季節性溫度也高，自然環境中微生物受到的影響也較大。因此，不同輪次之間釀造環境微生物存在的差異仍然會導致環境中微生物種群結構及演替的變化，還可能導致大曲貯存過程、酒醅堆積發酵過程從釀造環境富集微生物的差異。

2.3 釀造環境中真菌菌群結構差異性

為進一步分析不同輪次環境樣品中真菌菌群的共性和差異性特征，利用Upset plot解析各釀造輪次環境樣本中真菌菌群結構在屬水平上所共有和獨有的屬水平數目，可直觀表征環境樣本中真菌屬水平共有的重疊情況，結果如圖2所示。

圖2 釀造環境中真菌Upset plot分析（屬水平）Fig.2 Upset plot analysis of fungi in brewing environment at genus level

由圖2左側條形圖可知，各輪次真菌種類差異性不大，其中6輪次真菌種類最多，7輪次真菌種類最少。右側Upset plot表明，7 個輪次共有相同真菌屬56 個，共有屬的相對豐度和在1～7輪次的占比分別為99.02%、99.34%、96.75%、99.80%、99.64%、98.96%和99.84%。從共有屬相對豐度和占比結果表明，7 個輪次釀造環境中的主要微生物具有較好的相對穩定性特征，這有利于釀造環境微生物資源的保護與利用。各輪次特征性真菌屬（只有該輪次才出現的真菌屬）種類相對比較豐富，其中6輪次檢出的特征性真菌屬最多，為20 個，占該輪次總真菌屬數量的13.60%；5輪次檢測出的特征性真菌屬最少，為3 個，占該輪次總真菌屬數量的2.59%；說明不同微生物在各輪次的占比直接調控不同輪次的發酵特征和酒體風格質量。在整個生產年度中，1輪次起始時發現116 個真菌屬到7輪次時剩余66 個真菌屬（相對豐度和占99.02%），消亡率為0.98%。有32 種真菌在1輪次未發現或相對豐度低于檢出限，但在7輪次時檢出，其相對豐度和占比0.16%，有27 種真菌僅出現在2～6輪次，其相對豐度和占比分別為0.03%、0.03%、0.03%、0.01%和0.04%，只有49 種真菌單獨出現在1～7輪次中，剩余的163 種真菌屬具有輪次間的傳承性。

綜上所述，茅臺鎮醬香型白酒釀造環境中各輪次真菌之間存在一定的共性特征，且共有真菌種類的穩定性較好，數量和種類上都具有傳承性。同時，特征性真菌屬種類較豐富，說明各個輪次釀造環境真菌存在的差異性也可為醬香型白酒生產提供更加豐富的菌種資源。

2.4 核心真菌相關性網絡分析

茅臺鎮醬香型白酒釀造過程環境中真菌種類繁多，相互關系復雜。相關研究表明[32-34]，平均相對豐度大于1%且至少出現在一個樣品以上的菌屬被定義為核心菌屬。核心微生物群是白酒生產過程中最重要的微生物屬，占主導地位[35]。本研究發現，茅臺鎮7 個釀造輪次釀造環境樣品中的核心菌屬有12 個，分別為Saccharomycopsis、Thermoascus、Wallemia、Wickerhamomyces、Aspergillus、Debaryomyces、Cryptococcus、unclassified_f__Saccharomycetaceae、Rhodotorula、Cladosporium、Rasamsonia和unclassified_o__Eurotiales。為深入挖掘特定環境中復雜微生物群落物種之間相關性，系統認識核心真菌菌群之間的相互關系及其調控機制，通過相關性網絡分析探討相關性較強真菌屬間的相互作用，將12 種核心真菌屬進行物種相關性網絡分析，結果如圖3所示。

圖3 環境樣品中的核心真菌群落相關性網絡圖（屬水平）Fig.3 Correlation network diagrams of core fungal community in brewing environment at genus level

如圖3所示，得到22 個節點和42 條邊，總體上真菌屬之間的相互關系錯綜復雜，連接線縱橫密集分布，真菌的正相關連接邊比負相關多。與Ascomycota最強節點為Debaryomyces，與Basidiomycota最強節點為Rhodotorula。高相關性節點是指與一定數量的其他微生物均有相關性的一類微生物，也稱為Hub節點[36]。從Hubs種類及數量在一定程度上可反映特定環境中微生物菌群結構的穩定性。從圖3a發現8 個Hubs（指至少與其他4 個屬的微生物存在正相關節點），Cladosporium是Ascomycota下的枝孢菌屬，與Aspergillus、Debaryomyces、Saccharomycopsis、Rhodotorula、unclassified_f__Saccharomycetaceae和Wallemia顯著正相關（P＜0.05）。unclassified_o__Eurotiales與Aspergillus、Saccharomycopsis、Debaryomyces、Thermoascus和Rasamsonia顯著正相關（P＜0.05）。Basidiomycota下的Rhodotorula與Aspergillus、Debaryomyces、Saccharomycopsis、Cladosporium和unclassified_f__Saccharomycetaceae顯著正相關（P＜0.05）。Saccharomycopsis與unclassified_o__Eurotiales、Rasamsonia、Thermoascus和Debaryomyces顯著正相關（P＜0.05）。Debaryomyces與Aspergillus、Thermoascus和Rasamsonia顯著正相關（P＜0.05）。Thermoascus與Aspergillus和Rhodotorula顯著正相關（P＜0.05）。Cryptococcus、Wickerhamomyces與Debaryomyces顯著正相關（P＜0.05）。Wallemia、unclassified_f__Saccharomycetaceae與Aspergillus和Cladosporium顯著正相關（P＜0.05）。

從圖3b可發現，unclassified_f__Saccharomycetaceae、Thermoascus和Rasamsonia3 個負相關Hubs（指至少與其他4 個屬的微生物存在負相關節點）。unclassified_f__Saccharomycetaceae與Debaryomyces、unclassified_o__Eurotiales、Thermoascus、Rasamsonia和Saccharomycopsis顯著負相關（P＜0.05）。Thermoascus與Wallemia、Cladosporium和Rhodotorula顯著負相關（P＜0.05）。Rasamsonia與Rhodotorula、Cladosporium、unclassified_f__Saccharomycetaceae和Aspergillus顯著負相關（P＜0.05）。Cladosporium與unclassified_o__Eurotiales顯著負相關（P＜0.05）。unclassified_o__Eurotiales與Rhodotorula顯著負相關（P＜0.05）。Aspergillus與Saccharomycopsis顯著負相關（P＜0.05）。Debaryomyces與Wallemia顯著負相關（P＜0.05）。

綜上所述，通過正、負相關關系，真菌菌群之間形成相互影響的網絡結構。根據相關性網絡分析結果可知，在核心真菌菌屬之間直接或間接影響彼此生長和代謝，進而對釀造微生物體系平衡的維持或者破壞產生一定的影響。這些相互生物學關系構成了釀造過程的基本生物學調控機制，也是釀造過程發酵動力、風味動力形成和調控機制的基本組成，復雜的共生關系和拮抗關系形成了穩定的釀造環境微生物群落結構，這也是釀造過程微生物菌群穩定性和演替的內在調控動力和機制。從核心菌屬之間的相關性結果表明，環境中穩定的微生物菌群結構為釀造過程提供了豐富的微生物來源以及穩定的釀造產質量。正是因為核心菌群之間形成的共生、拮抗等生物學關系，才能維持整個釀造體系的正常、穩態發展，推進釀造進程沿襲乙醇發酵和風味富集方向發展。

3 結 論

通過高通量測序方法，對茅臺鎮2017—2018釀造年度1～7輪次環境樣品進行了真菌菌群結構多樣性及特征性分析和研究。結果表明，從釀造環境樣品中共檢出4 個真菌門，212 個真菌屬。根據各菌門、屬的相對豐度，Ascomycota和Basidiomycota是茅臺鎮醬香型白酒各輪次釀造環境樣品的優勢菌門，優勢菌屬主要有Wickerhamomyces、Aspergillus等14 個，其中Wallemia和Saccharomycopsis為絕對優勢菌屬。通過對真菌屬水平分布差異分析，發現不同輪次釀造環境樣品中真菌組成相似度較高，但其各輪次標志性真菌屬存在差異。結合Upset plot對各輪次間釀造環境樣品中共有真菌及特征性真菌結構差異性進行分析，7 個輪次共有相同真菌屬56 個，且均在各輪次占主導地位，特征性真菌屬在各輪次中相對豐度和占比較小但種類豐富。對12 個核心菌屬進行相關性網絡分析發現8 個正相關Hubs以及3 個負相關Hubs，Ascomycota最強節點為Debaryomyces，Basidiomycota最強節點為Rhodotorula，正相關性比負相關性強，復雜的共生關系和拮抗關系是釀造過程微生物菌群穩定性和演替的內在調控動力和機制，環境中穩定的微生物菌群結構為釀造過程提供了豐富的微生物來源，保障了各輪次的正常生產釀造。通過研究茅臺鎮醬香型白酒釀造環境中真菌多樣性及特征規律，進一步揭示了茅臺鎮醬香型白酒釀造環境微生物與釀造過程微生物之間的相關性機制。