表面活性肽在大腸桿菌中的異源表達

孟淑娟,李慧男,龐正軍,慕靜,王鳳寰

(北京工商大學 輕工科學技術學院,北京,100048)

表面活性肽是模擬天然脂質分子的結構特征自主設計的一類具有表面活性的小分子短肽,一般由4～8個疏水性氨基酸形成的尾部和1～2個親水性氨基酸形成的頭部構成。與其他化學表面活性劑相比,表面活性肽具有對環境無污染、易生物降解、抑菌性強、營養性等優勢[1],符合現代綠色工業發展理念,在清潔、食品、化妝品、醫藥等多個領域都有廣泛的應用。特別是在食品方面,表面活性肽通過其本身的特性,在食品生產過程中充當乳化劑、濕潤劑、穩定劑等,提高了食品的口感和新鮮度[2]。ANJUM等[3]發現,Bacillussp．MTCC 5877所產的生物表面活性劑能減少生物被膜的形成從而有效洗脫蔬菜表面粘附的有害微生物及殘留的重金屬。

目前表面活性肽的制備方法采用最多的是通過酶解把蛋白質水解到一定程度,使水解液中含有一定量的活性肽[2],此類方法主要用于制備天然的生物活性肽。對于已知氨基酸序列的表面活性肽還可采取定向合成法,包括化學合成、酶法合成和DNA重組技術等[4]。MERRIFIELD[5]建立的固相合成法奠定了多肽固相合成的基礎,其原理是:將目標多肽的C端羧基以共價鍵形式結合在高分子樹脂上,氨基酸在此基體內合成。以此作為起始端,目的肽所需的氨基酸順序依次進行縮合,通過肽鍵連接不斷延長肽鏈直至合成完成。但化學合成表面活性肽過程復雜、成本高、收率低,而生物發酵的方式對環境友好,操作過程無需使用大量有毒試劑,且一旦發酵流程和條件確定后可重復性高,能夠實現放大生產。因此對具有應用價值的肽的合成,該方法是極佳的選擇。VAN HELL等[6]設計了可以自組裝成囊泡結構的兩親性寡肽Ac-A-A-V-V-L-L-L-W-E2/7 —COOH,保持疏水尾長度不變,通過改變E的個數,使親水基部分長度增加,從而使親水基團與疏水基團的長度之比發生改變,使肽鏈的親水性發生變化。他們使用大腸細菌對肽進行重組生產,作為固相合成的替代方法,所得產物得率高且生產過程較為簡單。ZHOU等[7]通過大腸桿菌重組表達并純化出了由35個氨基酸殘基組成的抗菌肽CM4,最終得到純度為98%的1.4 mg/L重組抗菌肽CM4,且其抗菌活性與化學合成的CM4相近。這些研究都表明生物發酵的方式能夠代替化學合成成為多肽的新制備方法,因此本研究嘗試通過基因重組和生物發酵誘導表達得到表面活性肽。

VON MALTZAHN等[8]首先報道了兩端封閉型表面活性肽A6K(Ac-AAAAAAK-NH2)在水溶液中的自組裝行為,并且提出其在表面活性劑、生物技術和納米技術中均有潛在應用。在隨后的研究中,人們發現A6K可以在水中自組裝形成囊泡,因此在疏水性藥物的包裹和輸送中具有良好的應用前景[9-10]。本實驗室前期通過化學方法設計合成了非封閉端表面活性肽——A6K,并對其進行了表面張力、自組裝性能等的研究,發現其具有較好的應用前景[11]。本研究旨在通過生物發酵方法制備此種表面活性肽,通過將編碼A6K的重復DNA片段(A6K)15克隆到4種不同的原核表達載體上,構建重組質粒,轉化3種不同的表達宿主,選擇最優載體和最優宿主后優化表達條件。經純化和十二烷基硫酸鈉-聚丙烯酰氨凝膠電泳(sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis,SDS-PAGE)及Western blot鑒定,最終確定了適合此類表面活性肽表達的最優載體和最優宿主,并且通過優化表達條件獲得了表達量較高的新型小分子多肽聚合物(A6K)15。

1 材料與方法

1.1 實驗材料

1.1.1 菌種和質粒

質粒pET-28a(+)、pET-28a-CLCⅠ,實驗室保存；質粒pET-28a-SUMO、pT7-GST-His、大腸桿菌(E.coli)克隆宿主DH5α、表達宿主BL21(DE3)、BL21(DE3) plysS、Rosetta(DE3),北京莊盟國際生物科技有限公司。

1.1.2 試劑和材料

限制性核酸內切酶BamH I、XhoI、T4DNA連接酶,Takara公司；DNA 標記物、蛋白質標記時物、PCR 主混合物、ExRed核酸電泳染料、10×SDS-PAGE電泳液,北京莊盟國際生物科技有限公司；提質粒試劑盒、膠回收試劑盒,OMEGA Biotek公司；二喹啉甲酸(bicinchoninic acid,BCA)蛋白濃度測定試劑盒,碧云天生物技術公司；鎳-次氮基三乙酸(nickel-nitrilotriacetic acid,Ni-NTA)Agarose,GE Healthcare；Anti-His Tag、羊抗小鼠IgG-HRP、異丙基-β-D-硫代半乳糖苷(isopropyl-β-D-thiogalactoside,IPTG)、聚偏二氟乙烯(polyvinylidene fluoride,PVDF)膜、電化學發光(electrochemiluminescence,ECL)Plus發光液,北京索萊寶科技有限公司；0.22 μm濾膜,美國Merck Millipore；其他試劑均為國產分析純。

1.1.3 培養基

Luria-Bertani(LB)培養基用于培養重組大腸桿菌,其配制方法如下(質量分數)：胰蛋白胨1%,酵母提取物0.5%,NaCl 1%,瓊脂粉1.7%(固體培養基用)；pH調為7.0。使用時添加卡那霉素終質量濃度至50 mg/mL,氨芐青霉素的終質量濃度為100 mg/mL。

1.2 實驗方法

1.2.1 (A6K)15編碼基因的設計與合成

根據目標多肽序列(A6K)15設計其編碼DNA序列如下所示,在氨基酸序列之前引入6×His標簽,在DNA序列首尾添加BamH I和XhoI酶切位點,同時,為便于合成,對丙氨酸A的密碼子進行優化。基因合成委托北京華大基因科技有限公司進行。

5′GGATCCCATCATCATCATCATCATAGCAGCGGCCTGGTTCC-TAAAGCAGCGGCAGCAGCGGCAAAAGCAGCGGCAGCGGCA-GCAAAAGCGGCAGCAGCAGCAGCAAAAGCAGCGGCAGCGGC-AGCAAAAGCAGCGGCAGCGGCGGCAAAAGCAGCAGCAGCAG-CAGCGAAAGCAGCAGCGGCAGCAGCGAAAGCAGCAGCAGCG-GCAGCAAAAGCAGCAGCAGCAGCGGCAAAAGCGGCGGCAGC-GGCGGCAAAAGCAGCAGCAGCAGCGGCAAAAGCAGCGG-CGGCAGCGGCAAAAGCAGCAGCAGCAGCGGCAAAAGCAGCAGC-AGCGGCGGCAAAAGCAGCGGCGGCAGCAGCAAAACTCGAG-3′

1.2.2 基因的克隆及重組表達載體的構建與轉化

PCR擴增(A6K)15編碼基因反應條件為：95 ℃預變性3 min；95 ℃變性30 s,52 ℃退火30 s,72 ℃延伸30 s,30個循環；最后72 ℃延伸10 min。PCR產物經瓊脂糖凝膠電泳驗證后進行切膠回收,得到目的基因(A6K)15。

構建酶切體系,將PCR產物與空載體pET-28a(+)、pET-28a-CLCⅠ、pET-28a-SUMO、pT7-GST-His進行BamH I和XhoI雙酶切,酶切產物經瓊脂糖凝膠電泳驗證后切膠回收,加入T4DNA ligase及緩沖液后配成連接體系,置于金屬浴中16 ℃過夜連接,42 ℃熱激法將連接好的重組表達質粒轉化進克隆宿主E.coliDH5α感受態,在含相應抗生素的抗性平板上篩選轉化子,挑選陽性單克隆進行菌落PCR鑒定。培養陽性單克隆并提取質粒,經測序鑒定正確后,再將重組質粒分別轉入3種不同的表達菌株E.coliBL21(DE3)、BL21(DE3) plysS和Rosetta(DE3),菌種保藏至-80 ℃冰箱。

1.2.3 誘導表達和條件優化

將PCR鑒定及測序正確的菌株4區劃線接種于LB固體培養基中,37 ℃倒置培養12～16 h,挑取單菌落接種于3 mL LB液體培養基(含相應抗性)中,37 ℃,220 r/min 振蕩培養12～16 h。取培養的菌液,按1%的接種量接種于含有100 mL LB培養基(含相應抗性)的三角瓶中,37 ℃,220 r/min振蕩培養至合適的OD600(0.4～0.6),用IPTG誘導蛋白表達,分別對IPTG誘導終濃度(0、0.4、0.6、0.8、1.0、2.0 mmol/L),誘導溫度(15、23、30、37、40 ℃),誘導時間(3、5、7、12、24 h)進行優化,以不含(A6K)15基因的空載體為空白對照,所有樣品通過15%的SDS-PAGE結果顯示。

1.2.4 (A6K)15表達形式的鑒定[6]

按優化后的條件,取培養的菌液,按1%轉接于200 mL液體培養基培養至OD600=0.6,加IPTG至終濃度為1.0 mmol/L,30 ℃誘導12 h。4 ℃收集菌體,取1 mL菌體離心后取沉淀和發酵上清液分別進行SDS-PAGE分析,另取100 mL菌體經PBS(20 mmol/L NaH2PO4,20 mmol/L Na2HPO4)洗滌2次后用10 mL PBS重懸,在冰水混合物中用超聲細胞破碎儀進行細胞破碎(超聲5 s,間隔5 s冰浴超聲20 min),破碎后離心取上清液和沉淀分別進行SDS-PAGE分析其表達形式。

1.2.5 (A6K)15可溶性表達量的提高

除外源蛋白本身的性質以外,大腸桿菌的生長環境也是影響外源蛋白的可溶性表達的關鍵因素之一[12]。在不影響培養基pH和大腸桿菌生長的前提下,向培養基中加入磷酸鹽緩沖液、微量元素(Zn、Mg等)可以提高目的蛋白的可溶性表達[12]。因此,向LB培養基中分別加入終濃度為50 mmol/L的K3PO4緩沖液、2.0 mmol/L CaCl2·2H2O,以不加磷酸鹽緩沖液和微量元素的LB培養基為對照,相同條件下誘導表達(A6K)15,通過SDS-PAGE分析對比表達效果。

1.2.6 (A6K)15的純化

由于(A6K)15中的His標簽可與Ni柱中的硫酸鎳結合,在蛋白上樣后,帶有組氨酸標簽的蛋白可以特異性結合到Ni柱里,其他的雜蛋白流出。因此可采用Ni親和層析柱(Ni-chelating column)對(A6K)15進行純化。按優化后的條件擴大培養菌體,取45 mL培養的菌液,4 ℃、10 000 r/min離心收集菌體,用pH 7.4的PBS(20 mmol/L NaH2PO4,20 mmol/L Na2HPO4,0.9% NaCl,20 mmol/L咪唑)洗滌2次并重懸菌體,在冰水混合物中進行細胞破碎。將破碎后的細胞12 000 r/min離心10 min,收集上清液,經0.22 μm濾膜過濾。用10倍柱體積結合緩沖液(binding buffer)(20 mmol/L pH 7.4 Na3PO4緩沖液,500 mmol/L NaCl,20 mmol/L咪唑)平衡柱子,待基線平衡后再將破碎后的上清液緩慢注入系統,用洗脫緩沖液(elution buffer)(20 mmol/L pH 7.4 Na3PO4緩沖液,500 mmol/L NaCl,500 mmol/L咪唑)進行梯度洗脫(咪唑濃度分別為100、200、300、400和500 mmol/L)收集目的蛋白,流出液留樣。采用SDS-PAGE分析多肽的純化過程。

1.2.7 Western blot分析

Western blot的基本原理是通過特異性抗體對SDS-PAGE處理過的蛋白樣品進行轉膜著色,再通過分析抗原抗體結合的位置和信號強度來獲得目的蛋白在樣品中的表達情況信息[13-14]。本實驗所獲得的(A6K)15中含有6×His,因此選取對His特異性的一抗二抗,可檢測出(A6K)15的表達情況。取10 μL蛋白洗脫收集液進行15% SDS-PAGE,將電泳所得凝膠110 V恒壓冰浴電轉至PVDF膜,用含有5%脫脂奶粉的TBST封閉液在脫色搖床上室溫封閉2 h后,向TBST中加入鼠抗MBP一抗(1∶5 000)4 ℃孵育過夜。TBST漂洗3次,每次10 min。再加IgG-HRP標記的羊抗小鼠二抗(1∶2 000)37 ℃孵育2 h,TBST漂洗6次,每次5 min,采用ECL化學發光法顯影。

1.2.8 BCA法測定(A6K)15濃度

制備蛋白標準品：取1.2 mL蛋白標準配制液加入到1管蛋白標準(30 mg牛血清蛋白)中,充分溶解配制成25 mg/mL的蛋白標準溶液,取適量此標準溶液稀釋至終質量濃度為0.5 mg/mL。制備BCA工作液：V(BCA試劑A)∶V(BCA試劑B)=50∶1,充分混勻制成工作液。將標準品按0、1、2、4、8、12、16、20 μL加到96孔板的標準品孔中,加標準品稀釋液補足到20 μL,純化后的(A6K)15和稀釋10倍后的全細胞蛋白各取20 μL到96孔板的樣品孔中,各孔加入200 μL BCA工作液,37 ℃放置30 min。用酶標儀測定A562的吸光度,根據標準曲線和樣品體積計算出(A6K)15濃度。

2 結果與分析

2.1 PCR擴增(A6K)15基因

以設計合成的pET-28a-(A6K)15作為模板,添加特異性引物進行PCR,擴增產物經1%瓊脂糖凝膠電泳,在250～500 bp可見單一擴增條帶,與理論(A6K)15基因片段堿基對數366 bp相符。

2.2 重組質粒的構建和酶切驗證

PCR產物與空載體共同進行BamH I和XhoI的雙酶切,酶切產物經瓊脂糖凝膠電泳驗證后分別切膠回收,將(A6K)15基因分別與質粒用連接酶進行連接,構建成為重組表達載體,轉化至克隆宿主E.coliDH5α,擴大培養后提取質粒,再次用BamH I 和XhoI進行雙酶切鑒定,產物用1%瓊脂糖凝膠電泳驗證(圖1)顯示,(A6K)15基因已成功克隆到載體上。

M-核酸分子質量marker；1-pT7-GST-His-(A6K)15； 2-pET28a-SUMO-(A6K)15；3-pET28a-CLCⅠ-(A6K)15；4-pET28a-(A6K)15圖1 重組質粒酶切驗證電泳圖Fig.1 Verification of recombinant plasmids by restriction endonuclease digestion

將陽性重組質粒委托北京華大生物科技有限公司測序分析,經比對,序列正確率為100%。

2.3 誘導表達及條件優化

2.3.1 不同表達載體和宿主細胞對(A6K)15的表達影響

研究不同宿主細胞對(A6K)15的表達影響,DE3是溶源性的λDE3,所以在lacUV5啟動子下攜帶有T7 RNA聚合酶的染色體拷貝。因此以3種不同的宿主細胞：BL21(DE3)、BL21(DE3)plysS和Rosetta(DE3)為對象[15],將含有熒光蛋白的重組融合表達載體pET-28a-CLCⅠ-(A6K)15進行轉化。誘導表達后取發酵液的熒光強度進行定性定量分析,通過紫外成像儀初步觀察熒光強度,已知Cerulean熒光蛋白的激發波長為433 nm,吸收波長為475 nm,通過酶標儀對發酵液進行熒光信號檢測。結合圖2-a熒光強度的初步觀察和表1熒光信號的定量檢測,結果顯示,融合蛋白CLCⅠ-(A6K)15在BL21(DE3)中的表達量較其他2種宿主最高。因此選擇BL21(DE3)作為表達宿主對(A6K)15進行表達。將不同的重組表達載體pET28a-(A6K)15、pET-28a-SUMO-(A6K)15、pT7-GST-His-(A6K)15、pET-28a-CLCⅠ-(A6K)15轉化至BL21(DE3)進行誘導表達,SDS-PAGE結果顯示,載體pET-28a(+)不能表達(A6K)15,添加融合標簽(SUMO、GST、熒光蛋白CLCⅠ)的載體可以與(A6K)15形成融合蛋白,從而促進(A6K)15表達(圖2-b),使用電泳膠條帶定量分析軟件Band Scan 5.0對各電泳泳道進行掃描,得到泳道3中融合蛋白占細菌總蛋白最高,為46.2%,由此可見,SUMO標簽對促進(A6K)15的表達效果更好,因此選用pET-28a-SUMO-(A6K)15進行后續的優化實驗。

a-不同菌株熒光強度；b-不同載體融合蛋白表達差異 a：從左至右依次為Rosetta(DE3)、BL21(DE3)和BL21(DE3) plysS b：M-蛋白分子質量marker；1-對照；2-pET28a-CLC-(A6K)15； 3-pET28a-SUMO-(A6K)15；4-pT7-GST-His-(A6K)15；5-pET28a-(A6K)15圖2 不同宿主細胞和表達載體對融合蛋白(A6K)15的 表達差異Fig.2 Expression differences of fusion protein (A6K) 15 in different host cells and expression vectors

表1 不同宿主表達融合蛋白的熒光強度比較Table 1 Fluorescence signal detection of CLC I-(A6K)15 in different hosts

2.3.2 IPTG濃度對(A6K)15表達的影響

取培養的菌液,按1%的接種量轉接于50 mL液體LB培養基中,于37 ℃擴大培養至OD600=0.6,誘導溫度為37 ℃。加IPTG至終濃度分別為0、0.4、0.6、0.8、1.0和2.0 mmol/L,SDS-PAGE結果顯示(圖3),未添加IPTG誘導時未見有(A6K)15表達條帶,在添加不同濃度IPTG后在40 kDa左右均見有不同程度的(A6K)15表達,不同終濃度IPTG對(A6K)15的表達影響不大。使用Band Scan 5.0對各電泳泳道進行掃描,得到泳道5中融合蛋白占細菌總蛋白最高,為29.8%,因此可得出,終濃度為1.0 mmol/L時(A6K)15表達量最高,可見IPTG為誘導表達的最適濃度為1.0 mmol/L。

M-蛋白分子質量marker；1～6-IPTG濃度依次為 0、0.4、0.6、0.8、1.0、2.0 mmol/L圖3 IPTG濃度對SUMO-(A6K)15表達的影響Fig.3 The expression of SUMO-(A6K)15 in different IPTG concentration

2.3.3 誘導溫度對(A6K)15表達的影響

取培養的菌液,按體積1%轉接于50 mL培養基中,于37 ℃擴大培養至OD600=0.6,加IPTG終濃度至1.0 mmol/L,分別在15、23、30、37、40 ℃條件下誘導。使用Band Scan 5.0對各電泳泳道進行掃描,可知30 ℃時目標蛋白占細菌總蛋白最高,為27.6%(圖4),高溫和低溫都不利于(A6K)15的表達。

M-蛋白分子質量marker；1-空白對照；2～6-誘導溫度 依次為15、23、30、37、40 ℃圖4 誘導溫度對SUMO-(A6K)15表達的影響Fig.4 The expression of SUMO-(A6K)15 at different inducing temperature

2.3.4 誘導時間對(A6K)15表達的影響

取培養的菌液,按體積1%轉接于50 mL培養基中,于37 ℃擴大培養至OD600=0.6,添加IPTG至終濃度1.0 mmol/L,誘導溫度為30 ℃,分別誘導3、5、7、12、24 h。在誘導前期,表達量隨誘導時間增加而上升,12 h后趨于穩定(圖5),使用電泳膠條帶定量分析軟件Band Scan 5.0對各電泳泳道進行掃描,可知誘導12 h時目標蛋白(A6K)15表達量最大,占細菌總蛋白的32.6%。

M-蛋白分子質量marker；1～5-誘導時間依次為 3、5、7、12、24 h；6-空白對照圖5 誘導時間對SUMO-(A6K)15表達的影響Fig.5 The expression of SUMO-(A6K)15 at different inducing time

2.4 (A6K)15表達形式的定位

取經超聲破碎前后的菌體離心后的上清液和沉淀進行SDS-PAGE分析,如圖6所示,誘導后的全細胞蛋白中有明顯的(A6K)15表達,發酵液上清液則沒有特異性表達帶,說明目的多肽(A6K)15為胞內表達。此外,對菌體進行超聲細胞破碎后,在沉淀中可見明顯的特異性條帶,上清液中有微量(A6K)15表達,經Band Scan 5.0掃描分析后發現沉淀中(A6K)15含量(52.1%)顯著高于上清液(20.5%),說明其主要以包涵體的形式表達。

M-蛋白分子質量marker；1-誘導后菌體沉淀；2-菌體離心后上清液； 3-菌體超聲破碎后沉淀；4-菌體超聲破碎上清液；5-空白對照圖6 表達產物在細胞中的定位Fig.6 Cell location ofSUMO-(A6K)15

2.5 (A6K)15可溶性表達量的提高

按照1.2.5所述方法對培養基進行優化,向LB培養基中加入終濃度為50 mmol/L的K2HPO4·3H2O、2.0 mmol/L CaCl2·2H2O,以未優化培養基為對照組,相同的培養條件誘導表達(A6K)15,誘導后的發酵液經超聲破碎后取上清液進行SDS-PAGE分析。如圖7所示,經Band Scan 5.0灰度掃描分析結果顯示,培養基中分別添加K2HPO4·3H2O和CaCl2·2H2O后表達(A6K)15分別占菌體總蛋白的46.3%和65.4%,與對照組的36.8%相比,表達量有所提高。因此可證明,向培養基中添加適量的磷酸鹽緩沖液和微量元素可以一定程度提高(A6K)15的可溶性表達,且添加微量元素Ca2+后表達量提高較多且雜蛋白較少。

M-蛋白分子質量marker；1-空白對照；2-LB液體培養基； 3-LB添加K2HPO4·3H2O；4-LB添加CaCl2·2H2O圖7 培養基組份對SUMO-(A6K)15表達的影響Fig.7 The effect of medium component on the expression of SUMO-(A6K)15

2.6 (A6K)15的純化

按1.2.6所述方法對(A6K)15進行Ni柱親和層析純化。在咪唑濃度為300和500 mmol/L時有洗脫峰出現,收集出峰處的洗脫液進行SDS-PAGE分析,如圖8所示,經Band Scan 5.0掃描分析結果顯示,純化前目標多肽占菌體總蛋白的37.2%,咪唑濃度為300 mmol/L時洗脫得到的目標多肽占菌體總蛋白的42.5%,咪唑濃度為500 mmol/L時目標多肽占菌體總蛋白的83.4%,因此認為咪唑濃度為500 mmol/L時洗脫得到的(A6K)15純度較高。

M-蛋白分子質量marker；1-空白對照；2-純化前樣品； 3～4-咪唑濃度分別為300和500 mmol/L的洗脫液圖8 (A6K)15純化前后的SDS-PAGE結果Fig.8 SDS-PAGE result of (A6K)15 with purification

2.7 Western blot鑒定

純化后的(A6K)15經1.2.7所述的Western blot分析,結果如圖9所示,經Ni柱純化后的(A6K)15具有單一的條帶,說明純化后的(A6K)15中的6×His標簽能夠與羊抗小鼠的多克隆抗體特異性結合,具有良好的抗原性,與預期結果一致。

1～3-Western blot 3次平行試驗圖9 (A6K)15的Western blot鑒定Fig.9 Western blot identification of (A6K)15

2.8 (A6K)15濃度的測定

將純化后的蛋白通過凝膠柱脫鹽除去咪唑之后,根據1.2.8方法用BCA蛋白濃度測定試劑盒測定(A6K)15的濃度。標準曲線為y=1.392 5x+0.042,R2=0.999 8,取可溶性表達的(A6K)15蛋白溶液進行吸光度測定,代入標曲計算得可溶性(A6K)15的質量濃度為0.63 mg/mL。取稀釋后的全細胞蛋白溶液進行吸光度測定,計算可得蛋白濃度為5.97 mg/mL,由圖6可知,(A6K)15形成的包涵體蛋白占全細胞蛋白的52.1%,由此可以計算出以包涵體形式表達的(A6K)15質量濃度高達3.11 mg/mL。因此可推算,大腸桿菌高密度發酵可生產重組蛋白(A6K)15的收率為3.7 g/L,所需試劑及耗材價格約為700元/mg,但化學合成多肽的價格則達1 000元/mg。因此,與化學合成方法相比較,生物法合成更能節約成本,且當發酵技術進一步成熟和產量達到一定規模后,若需要大規模生產,相比于化學合成法生產成本可望進一步降低。

3 結論

原核表達系統具有操作方便、快捷,耗時短,表達量大,適合工業化生產等優點,是蛋白表達和生物合成最常用的方法[16]。其中,大腸桿菌原核表達系統發展最為迅速、成熟,因為其具有操作方便、遺傳背景明確、表達量高且試驗成本低等優點,成為目前研究較為深入并最常用的表達系統之一[17-18]。因此本研究選用大腸桿菌作為宿主菌表達新型小分子短肽。但使用大腸桿菌表達外源蛋白質時,雖然表達量大但可溶性較低,目的蛋白常以包涵體形式存在[19],故本研究試圖通過豐富培養基配方提高目的蛋白可溶性表達。

本研究選用了4種原核表達載體pET-28a(+)、pET-28a-CLCⅠ、pET-28a-SUMO、pT7-GST-His插入目的基因,將構建好的重組表達載體進行誘導表達后發現,不帶有融合標簽的pET-28a(+)無法表達(A6K)15,帶有融合標簽的載體均可不同程度地與(A6K)15形成融合蛋白,從而促使目標多肽進行表達。其中SUMO標簽對(A6K)15的表達具有最為顯著的促進效果,SUMO作為一種新型的融合載體,它能提高目的蛋白的折疊程度和溶解度[20-21]。并且SUMO蛋白酶能夠特異性識別SUMO的三級結構,這樣就能夠避免對目的多肽的切割,這對于后續分離純化時保持目標多肽的活性至關重要[22-23]。因此,以SUMO為融合標簽形成融合蛋白的方式表達,不僅可避免(A6K)15對宿主的殺傷作用,也保護了(A6K)15免受蛋白酶的降解。綜合以上原因,選擇pET-28a-SUMO作為最優表達載體。與此同時,通過熒光蛋白與(A6K)15結合后在不同表達宿主上進行熒光信號檢測,得到其最優表達宿主為BL21(DE3)。在此基礎上,利用大腸桿菌表達系統對(A6K)15進行誘導表達,為探索此新型小分子短肽的最優表達條件,進一步通過設置不同終濃度IPTG以及不同誘導溫度和時間誘導(A6K)15,篩選出(A6K)15在E.coliBL21(DE3)中表達量最高的條件是：添加終濃度為1.0 mmol/L的IPTG、30 ℃條件下誘導12 h。此外,本研究還在傳統液體LB培養基的基礎上添加微量元素和磷酸鹽緩沖液,在一定程度上有效提高了(A6K)15的可溶性表達。

本研究雖然解決了新型表面活性肽(A6K)15在大腸桿菌中異源表達的關鍵問題,但對此類表面活性肽的研究還只是一個開始。雖然對提高(A6K)15的可溶性表達進行了初步探索,但是SDS-PAGE結果顯示,(A6K)15在表達時仍主要以包涵體形式存在,因此未來需要解決(A6K)15在表達中出現的包涵體問題,以提高表達量、濃度和純度。用SUMO蛋白酶特異性切割去除SUMO標簽,繼而用胰蛋白酶對(A6K)15重復序列進行切割以獲得單一氨基酸序列的小肽A6K,旨在獲得純度較高的具有利用價值的表面活性肽,并且與化學合成相比進一步降低生產成本,為生物發酵法合成表面活性肽提供成熟的研究思路和技術路線。