低鹽脅迫后兩種龍須菜(Gracilariopsis lemaneiformis)葉綠素熒光特征的對比分析

李曉梅, 楊曉琪, 段德麟

低鹽脅迫后兩種龍須菜()葉綠素熒光特征的對比分析

李曉梅1, 2, 3, 楊曉琪1, 2, 段德麟1, 2

(1. 中國科學院海洋研究所 海洋大科學研究中心 實驗海洋生物學重點實驗室, 山東 青島 266071; 2. 青島海洋科學與技術試點國家實驗室 海洋生物學與生物技術功能實驗室, 山東 青島 266237; 3. 中國科學院大學, 北京 100049)

以龍須菜981品種和其綠色突變型為材料, 運用葉綠素熒光分析技術, 比較低鹽脅迫(鹽度28和22)下二者光合生理的差異。研究結果證實, 在正常狀態下, 龍須菜綠色突變型具有較高的光能利用效率()、最大相對電子傳遞速率(ETRmax)、半飽和光強(k)和光性能指數(Iabs), 表明其光合性能優于龍須菜981。在2種低鹽條件下培養3 d, 鹽度28處理后, 龍須菜981的最大相對電子傳遞速率下降了20.4%, 而龍須菜綠色突變型無顯著變化, 表明鹽度28可使龍須菜981的光合活性減弱。在鹽度22培養3 d后, 龍須菜981的最大光量子產量(V/m)下降幅度高達16.0%, 而龍須菜綠色突變型的下降幅度為11.9%; 龍須菜981電子傳遞的量子產額(EO)下降了20.3%, 而龍須菜綠色突變型則無顯著變化; 另外, 鹽度22處理后, 龍須菜981的光能利用效率和最大相對電子傳遞速率分別下降31.5%和22.1%, 下降幅度均高于龍須菜綠色突變型, 這表明龍須菜綠色突變型光合活性對低鹽脅迫的耐受性高于龍須菜981。

龍須菜; 低鹽脅迫; 葉綠素熒光

龍須菜()隸屬紅藻門(Rhodophyta)江蘺目(Gracilariales)龍須菜屬(), 是一種生長在潮間帶的大型經濟紅藻[1]。龍須菜富含紅藻多糖、膳食纖維、維生素等物質, 具有降血壓和調節血脂的功效, 因而是健康海洋食品的來源[2-4]。龍須菜是瓊膠提取的重要原料[5-6], 近20年來已在我國南、北方實現了規?；B殖。2015年, 以龍須菜/江蘺屬為原料制備的瓊膠產量達到114 100 t(干質量), 約占世界瓊膠產量的91%[2, 7]。龍須菜還可用作鮑養殖的活鮮餌料[3]。與許多大型海藻一樣, 龍須菜養殖對“碳匯漁業”發揮重要貢獻[8]。目前在中國, 龍須菜養殖產量僅次于海帶, 已成為第二大海藻養殖對象[9]。

溫度、鹽度、營養鹽、光照等是影響龍須菜生長的重要因素。高溫能夠誘發龍須菜氧化應激, 造成龍須菜細胞損傷, 嚴重時甚至會導致藻體死亡[10]。Kang等[11]認為龍須菜在高濃度CO2和NH4+培養, 可提高光合效率, 增加生長速率。強光可促進龍須菜的光合作用[12]。在低鹽和高鹽條件下, 龍須菜光合放氧速率顯著下降且呼吸速率明顯提高, 從而導致生長速率降低[13]。

鹽度是影響海藻生長的最重要因素之一, 鹽度會影響藻類的生理活性, 從而影響其生長[1, 14-15]。受潮間帶環境的影響, 龍須菜需要經歷周期性的低潮失水變化, 此時暴雨天氣會使藻體面臨低鹽脅迫。生長在低鹽條件下的龍須菜葉綠素含量降低, 類胡蘿卜素含量升高, 以提高其在低鹽條件下的光保護能力[16]。Chang等[17]發現低鹽能促進龍須菜瓊膠產量積累以維持細胞形態。蔡西栗等[18]發現低鹽脅迫后龍須菜細胞色素體結板層結構明顯腫脹且細胞間孔狀聯系部分受到破壞, 細胞內紅藻淀粉顆粒變少。目前, 低鹽如何影響龍須菜光合作用的研究未見報道。

本研究以龍須菜981和其綠色突變型為對象, 通過對比其葉綠素熒光特征, 探討低鹽條件(鹽度28和22)下光合生理響應機制差異, 可為龍須菜響應低鹽脅迫應答提供理論依據, 也可為低鹽環境下龍須菜養殖品種的選擇提供參考。

1 材料與方法

1.1 材料采集

實驗所用龍須菜981(編號Wt)和其綠色突變型(編號Gr)均采自山東高綠水產養殖有限公司(122.6°E, 37.2°N)。龍須菜綠色突變型, 是龍須菜981品種自然突變后連續無性繁殖而獲得, 其顏色表型穩定(圖1)。從養殖筏架采集上述2種龍須菜, 低溫條件下運回實驗室。用海水清洗, 去除其表面附著物, 分別在過濾的自然海水(鹽度為32), 于培養箱(GXZ- 280A, 寧波江南儀器廠)中預培養5 d, 培養條件: 溫度20 ℃, 光強72 μmol photons·m?2·s?1, 光周期L∶D=12 h∶12 h。

圖1 龍須菜981和龍須菜綠色突變型

1.2 方法

1.2.1 低鹽處理

使用光學折射鹽度計(SYY1-1, 濟南光學儀器廠)測定自然海水鹽度為32, 用去離子水將海水稀釋至鹽度28(低鹽條件1)和22(低鹽條件2)2種低鹽條件。將預培養的龍須菜981和龍須菜綠色突變型置于鹽度28和22兩種低鹽條件進行脅迫處理, 處理過程中溫度始終保持20 ℃, 低鹽脅迫過程中的光強和光周期與預培養條件的一致。采集低鹽脅迫處理前(即第0天)以及低鹽脅迫后第1天、第2天和第3天的龍須菜樣品, 用于后續的葉綠素熒光生理分析。

1.2.2 快速光響應曲線(RLC)的測量與分析

挑選生長狀態良好的龍須菜981和龍須菜綠色突變型藻體(5～10 cm), 使用Closed FluorCam FC800熒光成像系統(Photon Systems Instruments Ltd., Brno, Czech Republic)檢測二者快速光響應曲線, 光合有效輻射(AR)梯度依次為: 0、66.29、169.86、377.00、584.14、791.28、998.42 μmol photons·m–2·s–1, 持續時間為10 s, 測定相對電子傳遞速率(relative electron transport rate,ETR), 采用Origin 2018軟件, 參照Eilers和Peeters[19]方法, 擬合快速光響應曲線得到光能利用效率(、最大相對電子傳遞速率(ETRmax)和半飽和光強(k)。

1.2.3 快速葉綠素熒光誘導動力學曲線(OJIP)檢測

采用Closed FluorCam FC800熒光成像系統(Photon Systems Instruments Ltd., Brno, Czech Republic), 對兩種龍須菜的葉綠素熒光誘導動力學曲線進行檢測, 測量前暗適應15 min。其中20 μs(O)、2 ms(J)、30 ms(I)和1 000 ms(P)分別記錄了O、J、I和P各相的熒光強度, 飽和光強度為3 000 μmol photons·m–2·s–1。從獲得的OJIP曲線各相熒光強度進行JIP-test分析[20], 所得參數如表1。

1.2.4 非光化學淬滅(NPQ)的測量

采用Closed FluorCam FC800熒光成像系統(Pho-ton Systems Instruments Ltd., Brno, Czech Republic), 對2種龍須菜的NPQ進行測量, 測量前暗適應15 min。給予待測樣品飽和光(光強3 000 μmol photons·m–2·s–1)照射后繼續使用遠紅外光照射, 得到NPQ值, 其反映待測樣品的熱耗散水平。

1.2.5 數據分析

所有數據均以平均數±標準差(Mean±SD)表示。使用SPSS(21.0)進行單因素方差分析,0.05為顯著差異。使用Origin 2018和Excel軟件繪制圖形。

表1 JIP-test參數及定義

Eilers和Peeters[19]建立了浮游植物光合作用速率與光強關系的動態模型, 該模型通過最小二乘法對快速光響應曲線進行擬合, 擬合公式如下, 公式中的、和是通過模型擬合得到的常數參數。

各參數的計算公式分別是:

JIP-test是快速葉綠素熒光誘導動力學分析的數學模型, 是專門用來評估毫秒級或微秒級葉綠體氧化還原級聯反應的生物物理工具[21-22]。JIP-test可將瞬時熒光變化轉化為參數的定量變化, 其代表每一個被檢測的捕光復合體的總能量流入和流出之間的平衡, 并提供關于吸收能量的可能分配的信息, 利用這些方程, 可以描述PSII復合體之間的能量通信[23]。

2 結果

2.1 龍須菜981和龍須菜綠色突變型葉綠素熒光對比分析

對正常生長狀態下的龍須菜981和龍須菜綠色突變型的OJIP瞬時曲線檢測分析, 我們發現龍須菜綠色突變型的O、J、I和P相的熒光強度均高于龍須菜981(圖2a)。JIP-test分析表明, 龍須菜綠色突變型的Iabs高于龍須菜981(圖2b,0.01), 說明龍須菜綠色突變型的PSII整體光合性能要高于龍須菜981。

另外我們發現, 相同光化光梯度下, 龍須菜綠色突變型的ETR整體高于龍須菜981(圖2c)。指數模型擬合快速光響應曲線(表2)發現, 龍須菜綠色突變型的、ETRmax和k值均高于龍須菜981, 這表明龍須菜綠色突變型的光合效率和半飽和光強均高于龍須菜981。

PQ分析結果表明(圖2d), 龍須菜綠色突變型的PQ顯著低于龍須菜981(0.05), 說明龍須菜綠色突變型的熱耗散水平低于龍須菜981。

2.2 低鹽脅迫對龍須菜981和龍須菜綠色突變型熒光參數的影響

低鹽28處理3 d后, 龍須菜綠色突變型V/m有微弱下降, 幅度為3.6%, 而隨著脅迫時間的延長, 龍須菜981的V/m的下降趨勢增大(圖3a), 下調幅度可達10.2%。在鹽度28下, 龍須菜綠色突變型的EO無顯著變化(圖3b), 龍須菜981則下降了9.5%。龍須菜綠色突變型的V/m和EO受鹽度28影響較小, 而龍須菜981的V/m和EO則略有下降。

圖2 龍須菜981和龍須菜綠色突變型的葉綠素熒光特征比較

表2 龍須菜981(Wt)和龍須菜綠色突變型(Gr)的快速光響應曲線參數

低鹽22處理后, 隨著時間的延長, 龍須菜綠色突變型的V/m下降趨勢增加, 在第3天出現顯著下降(圖3c), 幅度可達10.4%; 而龍須菜981的V/m也有明顯下降趨勢, 幅度可達16.0%。在鹽度22下, 龍須菜綠色突變型的EO下降2.5%, 而龍須菜981第1天出現顯著下降(圖3d), 第3天后下降幅度為20.3%。這表明低鹽22條件脅迫處理后, 龍須菜981的V/m和EO下降幅度均高于龍須菜綠色突變型。

低鹽脅迫處理3 d后, 兩種龍須菜ETR均有下調趨勢(圖4a, b)。低鹽28條件脅迫3 d后, 龍須菜綠色突變型下降了9.7%, 而龍須菜981則下降了14.5%(圖4c); 龍須菜綠色突變型ETRmax下降了2.5%, 而龍須菜981發生顯著下降(圖4d), 下降幅度為20.4%。低鹽22條件脅迫3 d后, 龍須菜綠色突變型和龍須菜981的均出現下降, 幅度分別為12.1%和31.5%,ETRmax也分別下降了16.3%和22.1%。在鹽度28和22兩種低鹽條件下, 龍須菜綠色突變型光響應曲線參數和ETRmax下降幅度均小于龍須菜981。

3 討論

3.1 龍須菜981與龍須菜綠色突變型葉綠素熒光特征對比分析

龍須菜綠色突變型是龍須菜981品種自然突變后經連續無性繁殖得到的表型穩定的突變體, 其顏色的改變, 可能與藻膽蛋白的組成相關[4, 24-25], 而藻膽蛋白是藻類光合作用重要的輔助色素, 因此我們推測龍須菜綠色突變型光合性能與龍須菜981品種存在較大差異。

圖3 低鹽脅迫3 d內2種龍須菜葉綠素熒光參數對比

圖4 低鹽脅迫3 d后兩種龍須菜快速光響應曲線及參數比較

植物中, PSII是光合作用電子傳遞鏈中響應外界環境變化最敏感的組分[26]?？焖偃~綠素熒光誘導動力學曲線OJIP, 主要反映了PSII的原初光化學反應及光合結構電子傳遞狀態等過程的變化[27]。在檢測的兩種龍須菜的OJIP曲線中, 龍須菜綠色突變型O、J、I和P相熒光強度均高于龍須菜981, 這說明其PSII反應中心和電子傳遞效率要高于龍須菜981。Iabs是以吸收光能為基礎的性能指數, 能夠準確反映藻類光合結構的狀態[28]。本研究中, 龍須菜綠色突變型的Iabs值高于龍須菜981, 說明其光合性能要優于龍須菜981。

快速光響應曲線RLC提供了關于藻類電子傳遞速率的信息, 同時反映光合結構對瞬時及長期光照的響應, 已被用于海藻一系列生理生態研究[29]。對比分析龍須菜981和龍須菜綠色突變型的快速光響應曲線, 擬合分析后發現龍須菜綠色突變型有較高的值,反映藻體光化學反應的啟動速率, 因此龍須菜綠色突變型光能利用效率要高于龍須菜981。最大相對電子傳遞速率ETRmax反映了藻類吸收光能中用于電子鏈傳遞的份額, 代表了光合速率的最大潛力, 決定了光合作用的能力[30]。相比于龍須菜981, 龍須菜綠色突變型中呈現較高的ETRmax值, 表明其潛在的最大光合作用能力大于龍須菜981。k反映了藻類光合作用對強光的耐受能力, 龍須菜綠色突變型k高于龍須菜981, 表明其對強光的耐受能力高于龍須菜981。

綜上來看, 相比較龍須菜981, 龍須菜綠色突變型龍須菜對強光耐受能力較強, 光合性能顯著上調, 具體表現為: 捕光能力提升、PSII整體性能增強以及電子傳遞效率提高。龍須菜綠色突變型光合性能的增強可能有助于提升其固碳能力[31-32], 這有利于其通過光合作用進行物質積累增加產量。

3.2 低鹽脅迫后龍須菜981與龍須菜綠色突變型葉綠素熒光對比分析

鹽度是決定海藻的生長和繁殖的重要環境因子, 因潮汐、暴雨等自然過程帶來的海水鹽度波動會干擾海藻的生理活性[33-34]。在低鹽條件下最大光合速率max顯著降低[35]。智利江蘺幼孢子體和配子體在低鹽條件生長受抑制[36]。低鹽會抑制帚狀江蘺細胞分裂, 從而影響其在低鹽環境中的生長[15]。低鹽脅迫影響縊江蘺光合速率和蛋白質合成效率, 從而抑制其生長過程中色素、藻膽蛋白以及可溶性蛋白的積累, 同時活性氧積累, 致使細胞膜發生脂質過氧化, 導致細胞膜流動性下降[37]。Kumar等[38]發現極端低鹽處理后活性氧的形成超過了臨界限度, 并伴隨著抗氧化酶活性下降, 對其造成嚴重威脅。

先前有報道稱, 低鹽脅迫下龍須菜生長速率受顯著抑制[18]?；诳焖俟忭憫€的擬合分析發現, 低鹽28條件處理后龍須菜981的ETRmax顯著下調, 并且隨著鹽度降低至22,ETRmax下調幅度增大, 表明低鹽處理對龍須菜981的光能轉化和電子傳遞產生了負面影響[39-40]。Li等[41]發現低鹽脅迫后紅藻光能捕獲及利用受抑制與負責光能轉化傳遞至光系統反應中心的藻膽蛋白、類胡蘿卜素和葉綠素等光合色素含量降低有關。然而, 龍須菜綠色突變型在鹽度22和28低鹽處理后ETRmax變化不顯著, 表明其光能轉化和電子傳遞能力受低鹽干擾較少, 暗示其具有較高的低鹽耐受性。

作為PSII在脅迫下效率狀態的指示性參數,V/m代表PSII最大光化學效率, 反映所有PSII反應中心處于完全開放狀態的量子產量, 廣泛用于評價環境對海藻光合結構的影響[42-44], 可有效評估光系統反應中心的狀態。低鹽22處理后, 龍須菜981的V/m的下降程度加劇, 幅度高于龍須菜綠色突變型, 說明鹽度22降低了PSII原初光能轉換效率, 使龍須菜981的PSII潛在活性中心受損, 導致最大光量子產量下降。同時, 龍須菜981的EO下降明顯, 表明鹽度22抑制了龍須菜981光合作用電子傳遞量子產額, 影響了PSII受體側QA、QB和PQ等位點的電子傳遞, 這與先前的研究相一致[45-46]。

綜上來看, 鹽度28對龍須菜981光能轉化和電子傳遞產生了負面影響, 對龍須菜綠色突變型光合性能影響微弱。鹽度22抑制了龍須菜981對光能捕獲及利用, 其PSII反應中心顯著受抑制, PSII受體側光合電子傳遞受阻, 從而嚴重降低了龍須菜981的光合能力。相對于龍須菜981, 鹽度22對龍須菜綠色突變型光能捕獲及利用、PSII反應中心和電子傳遞的抑制程度較輕, 表明龍須菜綠色突變型對低鹽耐受性較高。

4 結論

本研究結果表明低鹽脅迫能影響龍須菜的光合活性。相對龍須菜981, 龍須菜綠色突變型的光合性能提升, 其光合性能對低鹽脅迫的耐受性要高于龍須菜981。因此, 龍須菜綠色突變型可作為龍須菜后續種質改良的理想資源。

[1] ZHOU W, SUI Z H, WANG J G, et al.An orthogonal design for optimization of growth conditions for all life history stages of(Rhodo-phyta)[J]. Aquaculture, 2013, 392: 98-105.

[2] 隋正紅, 胡依依, 周偉, 等. 龍須菜栽培與遺傳育種[J]. 中國海洋大學學報(自然科學版), 2020, 50(9): 98-104.

SUI Zhenghong, HU Yiyi, ZHOU Wei, et al. Review on the cultivation and genetic breeding of(Rhodophyta)[J]. Periodical of Ocean University of China, 2020, 50(9): 98-104.

[3] ZHANG X Q, HU C Y, SUN X, et al. Comparative tran---scriptome analysis reveals chitooligosaccharides- induced stress tolerance ofunder high temperature stress[J]. Aquaculture, 2020, 519: 734876.

[4] HUANG X Y, ZANG X N, WU F, et al. Transcriptome sequencing ofto analyze the genes related to optically active phycoerythrin synthesis[J]. PloS One, 2017, 12(1): e0170855.

[5] LIU Y T, SUN H Y, DING Y, et al. A novel heat shock protein from: gene clo-ning and transcription analysis in response to heat stre-ss[J]. Journal of Applied Phycology, 2019, 30(6): 3623- 3631.

[6] CRAIGIE J S, WEN Z C, VANDERMEER J P. Interspecific, intraspecific and nutritionally-determined varia-tions in the composition of agars fromspp.[J]. Botanica Marina, 1984, 27(2): 55-61.

[7] PORSE H, RUDOLPH B. The seaweed hydrocolloid industry: 2016 updates, requirements, and outlook[J]. Journal of Applied Phycology, 2017, 29(5): 2187- 2200.

[8] GAO G, GAO L, JIANG M J, et al. The potential of seaweed cultivation to achieve carbon neutrality and mitigate deoxygenation and eutrophication[J]. Environmental Research Letters, 2022, 17(1): 014018.

[9] 農業農村部漁業漁政管理局. 2020中國漁業統計年鑒[M]. 北京: 中國農業出版社, 2020.

Bureau of Fisheries, Ministry of Agriculture and Rural Affairs. China fishery statistics yearbook[M]. Beijing: China Agriculture Press, 2020.

[10] FU F, SUI Z H, ZHOU W, et al. UV-irradiation mutation of tetraspores ofand screening of thermotolerant strains[J]. Journal of App-lied Phycology, 2014, 26(1): 647-656.

[11] KANG J W, KAMBEY C, SHEN Z, et al. The short- term effects of elevated CO2and ammonium concen-tra-tions on physiological responses in(Rhodophyta)[J]. Fisheries and Aquatic Sciences, 2017, 20(3): 1-8.

[12] WU H Y, JIANG H, LIU C X, et al. Growth, pigment composition, chlorophyll fluorescence and antioxidant defenses in the red alga(Gra-cilariales, Rhodophyta) under light stress[J]. South African Journal of Botany, 2015, 100: 27-32.

[13] 陳月, 蔡西栗, 孫雪, 等. 龍須菜在不同鹽度脅迫下的瓊膠積累及相關生理生化變化的研究[J]. 水生生物學報, 2020, 44(6): 1322-1329.

CHEN Yue, CAI Xili, SUN Xue, et al. Agar accumulation and physiology and biochemistry changes ofunder different salinity stre-sses[J]. Acta Hydrobiologica Sinica, 2020, 44(6): 1322-1329.

[14] JELIANI Z Z, YOUSEFZADI M, POUR J S, et al. Growth, phytochemicals, and optimal timing of planting: an economic red seaweed[J]. Journal of Applied Phycology, 2018, 30(1): 525-533.

[15] YU C H, LIM P E, PHANG S M. Effects of irradiance and salinity on the growth of carpospore-derived tetrasporophytes ofandvar(Rhodophyta)[J]. Journal of Applied Phycology, 2013, 25(3): 787-794.

[16] JIANG H, ZOU D H, CHEN B B. Effects of reduced carbon supply and sunlight on photosynthetic and antioxidant activities of, and subsequent changes of these activities under recovery conditions with different salinities[J]. Aquaculture, 2018, 493: 258-263.

[17] CHANG L P, SUI Z H, FU F, et al. Relationship between gene expression of UDP-glucose pyrophospho-rylase and agar yield in(Rhodophyta)[J]. Journal of Applied Phycology, 2014, 26(6): 2435-2441.

[18] 蔡西栗, 孫雪, 邵旻瑋, 等. 龍須菜對不同鹽度脅迫的應激生理響應[C]//中國水產學會. 2011年中國水產學會學術年會論文摘要集. 2011-11-15, 福建廈門, 2011: 33.

CAI Xili, SUN Xue, SHAO Minwei, et al. The physiological response of marine red algaeto different salinity stress[C]//Collection of abstracts of the 2011 Annual Conference of Chinese Fishery Society, 2011-11-15, Xiamen, China, 2011: 33.

[19] EILERS P H C, PEETERS J C H. A model for the relationship between light intensity and the rate of photosynthesis in phytoplankton[J]. Ecological Modelling, 1988, 42(3/4): 199-215.

[20] ZUSHI K, KAJIWARA S, MATSUZOE N. Chlorophyllfluorescence OJIP transient as a tool to characterize and evaluate response to heat and chilling stress in tomato leaf and fruit[J]. Scientia Horticulturae, 2013, 148: 39-46.

[21] STRASSER R J, SRIVASTAVA A, TSIMILLI- MICHAEL M. The fluorescence transient as a tool to characterize and screen photosynthetic samples[M]// YUNUS M, PATHRE U, MOHANTY P. Probing pho-tosynthesis: mecha-nisms, regulation and adaptation. Taylor and Francis, London, UK, 2000: 445-483.

[22] STRASSER B J, STRASSER R J. Measuring fast fluorescence transients to address environmental questions: the JIP-test[M]. Photosynthesis: from Light To Biosphere. Kluwer Academic Publishers, The Netherlands, 1995, 5: 977-980.

[23] STRASSER R J, TSIMILLI-MICHAEL M, SRIVASTAVA A. Analysis of the chlorophyll fluorescence tran-sient[M]//PAPAGEORGIOU E, GOVINDJEE G C. Chlorophyllfluorescen-ce: a signature of photosynthesis. Springer, Dordrecht, 2004, 19: 321-362.

[24] 張學成, 程曉杰, 施定基. 江蘺屬藻膽蛋白的研究—II. 龍須菜藻膽蛋白光譜特性和熒光動力學研究[J]. 海洋學報, 1999, 21(1): 90-96.

ZHANG Xuecheng, CHENG Xiaojie, SHI Dingji. Stu-dies on phycobiliprotein in?II. Charac-teri-za-tion on absorption and emission spectra and fluo-rescent dynamics in intact thallus of[J]. Acta Oceanologica Sinica, 1999, 21(1): 90-96.

[25] 張學成, 張錦東, 隋正紅, 等. 江蘺屬藻膽蛋白的研究—I. 誘變、突變體篩選及藻膽蛋白的光譜特性[J]. 青島海洋大學學報, 1996, 26(3): 318-326.

ZHANG Xuecheng, ZHANG Jindong, SUI Zhenghong, et al. Studies on phycobiliproteins from?I. Mutagenesis, mutation selection and characterization of absorption spectra and florescent emission spectra[J]. Journal of Ocean University of Qingdao, 1996, 26(3): 318-326.

[26] JARVI D, SUORSA M, ARO E M. PhotosystemII repair in plant chloroplasts?Regulation, assisting proteins and shared components with photosystem II biogenesis[J]. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioener-getics, 2015, 1847(9): 900-909.

[27] STIRBET A, GOVINDJEE. On the relation between the Kautsky effect (chlorophyll a fluorescence indu-c-tion) and Photosystem II: Basics and applications of the OJIP fluorescence transient[J]. Journal of Photochemi-stry and Photobiology B-Biology, 2011, 104(1/2): 236- 257.

[28] BUCHER S F, BERNHARDT-ROMERMANN M, ROMERMANN C. Chlorophyll fluorescence and gas exchange measurements in field research: an ecological case study[J]. Photosynthetica, 2018, 56(4): 1161- 1170.

[29] RALPH P J, GADEMANN R. Rapid light curves: A po-werful tool to assess photosynthetic activity[J]. Aquatic Botany, 2005, 82(3): 222-237.

[30] 楊小舟, 鄭新慶, 林榮澄, 等. 三種大型綠藻光合能力的差異及其在珊瑚養殖中的應用[J]. 生態學雜志, 2014, 33(6): 1528-1533.

YANG Xiaozhou, ZHENG Xinqing, LIN Rongcheng, et al. Photosynthetic capacity of three common species of ma-croalgae and the application in coral aqua-rium[J]. Chinese Journal of Ecology, 2014, 33(6): 1528-1533.

[31] GEEL C, VERSLUIS W, SNEL J F H. Estimation of oxy-gen evolution by marine phytoplankton from mea-surement of the efficiency of photosystem II electron flow[J]. Photosynthesis Research, 1997, 51: 61-70.

[32] GILBERT M, WILHELM C, RICHTER M. Bio-optical modelling of oxygen evolution using in vivo fluorescence: Comparison of measuredand calculated photosynthesis/irradiance (P-I) curves in four representative phytoplankton species[J]. Journal of Plant Physiology, 2000, 157: 307-314.

[33] GUO H, YAO J T, SUN Z M, et al. Effects of salinity and nutrients on the growth and chlorophyll fluorescence of[J]. Chinese Journal of Ocea-no-logy and Limnology, 2015, 33(2): 410-418.

[34] MACLER B A. Salinity effects on photosynthesis, car-bon allocation, and nitrogen assimilation in the red alga,[J]. Plant Physiology, 1988, 88(3): 690-694.

[35] ORDUNA-ROJAS J, GARCIA-RODRIGUEZ L D, LOPEZ-MEYER M, et al. Photosynthetic and respi-ra-tory responses offrom the sou-theastern Gulf of California[J]. Journal of Applied Phy-cology, 2013, 25(6): 1855-1861.

[36] GUILLEMIN M L, SEPULVEDA R D, CORREA J A, et al. Differential ecological responses to environmen-tal stress in the life history phases of the isomorphic red alga(Rhodophyta)[J]. Journal of Applied Phycology, 2013, 25(1): 215-224.

[37] 王艷平, 謝恩義, 黃翔鵠, 等. 縊江蘺生長率及其生化組分含量分析[J]. 南方農業學報, 2017, 48(6): 1099-1105.

WANG Yanping, XIE Enyi, HUANG Xianghu, et al. Growth rate ofand its bio-che-mi-cal composition contents[J]. Journal of Southern Agriculture, 2017, 48(6): 1099-1105.

[38] KUMAR M, KUMARI P, GUPTA V, et al. Biochemical responses of red alga(Gra-ci-la-ria-les, Rhodophyta) to salinity induced oxidative stress[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2010, 391(1): 27-34.

[39] STAMENKOVIC M, STEINWALL E, WULFF A. Cul-ti-vation and photophysiological characteristics of desmids in moderately saline aquaculture wastewater[J]. Journal of Phycology, 2021, 57(3): 726-741.

[40] DONG L L, ZHANG G Q, LI W, et al. Early toxic effects of Cd2+on photosynthetic activity of six freshwater algae species[J]. Polish Journal of Environmental Studies, 2020, 29(3): 2159-2166.

[41] LI Y F, LIU J G, ZHANG L T, et al. Changes of photosynthetic performances in mature thalli of the red alga(Gelidiaceae) exposed to different sa-linities[J]. Marine Biology Research, 2016, 12(6): 631-639.

[42] LIU C X, ZOU D H, YANG Y F, et al. Temperature res-ponses of pigment contents, chlorophyll fluorescen-ce characteristics, and antioxidant defenses in(Gracilariales, Rhodophyta) under different CO2levels[J]. Journal of Applied Phycology, 2017, 29(2): 983-991.

[43] HAO B B, WU H P, YOU J Q, et al. Biomass and phy-siological responses of green algae and diatoms to nutrient availability differ between the presence and absence of macrophytes[J]. Ecological Indicators, 2021, 129: 107987.

[44] TAN L J, XU W J, HE X L, et al. The feasibility ofV/mon judging nutrient limitation of marine algae through indoor simulation and insitu experiment[J]. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 2019, 229: 106411.

[45] LI Y, PANG T, LIU J, et al. Light absorption and impacts of low salinities on photosynthetic behaviour in the epiphytic alga(Rhodomelaceae, Rhodophyta)[J]. Journal of Applied Phycology, 2017, 29(3): 1673-1681.

[46] SATOH K, SMITH C M, FORK D C. Effects of salinity onprimary processes of photosynthesis in the red alga[J]. Plant Physiology, 1983, 73(3): 643-647.

Effects of low salinity stress on chlorophyll fluorescence characteristics in twostrains

LI Xiao-mei1, 2, 3, YANG Xiao-qi1, 2, DUAN De-lin1, 2

(1. CAS and Shandong Province Key Laboratory of Experimental Marine Biology, Center for Ocean Mega-Science, Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Qingdao 266071, China; 2. Laboratory for Marine Biology and Biotechnology, Pilot National Laboratory for Marine Science and Technology (Qingdao), Qingdao 266237, China; 3. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China)

Chlorophyll fluorescence was used to compare the differences in photosynthetic physiological characteristics between twostrains, such as strain 981 and its green mutant, under low salinity stress (28 and 22). The results showed that under normal conditions, the values of light energy use efficiency (), maximum relative electron transfer rate (ETRmax), half-saturation light intensity (k), and the performance index (Iabs) were higher in the mutant than those in strain 981, indicating the higher photosynthetic performance of the mutant strain. After exposure to salinity stress of 28 for three days, the photosynthetic performance of strain 981 decreased significantly, as evidenced by the 20.4% decrease inETRmax, while no significant change was observed in the mutant. When the twostrains were exposed to a salinity of 22 for three days, the values of maximum quantum yield for primary photochemistry (V/m) decreased by 16.0% and 11.9% in strain 981 and the mutant, respectively. The quantum yield for electron transport (EO) value decreased by 20.3% in strain 981, whereas no significant change was detected in the mutant. The decreases inandETRmaxin the mutant at a salinity of 22 were lower than those of strain 981, suggesting that the low salinity tolerance of the mutant strain was higher than that of strain 981. In conclusion, our results demonstrate that the green mutant is an ideal resource for improving thegermplasm.

; low salinity stress; chlorophyll fluorescence

Mar. 21, 2022

Q945.11; Q946

A

1000-3096(2022)12-0128-10

10.11759/hykx20220321002

2022-03-21;

2022-04-17

山東省自然科學基金(ZR2019BC024)

[Shandong Provincial Natural Science Foundation. No. ZR2019BC024]

李曉梅(1996—), 女, 山東青島人, 碩士研究生, 從事海藻生理研究, E-mail: 17854201364@139.com; 段德麟(1963—),通信作者, 男, 博士, 研究員, 主要從事海藻遺傳與發育研究, E-mail: dlduan@qdio.ac.cn

(本文編輯: 趙衛紅)