基于巨噬細胞極化探究唾液酸轉移酶Ⅰ（ST6GalⅠ）對腎透明細胞癌生長及免疫功能的影響①

李前進 王玉杰 劉 強 馬雙鈺 拜合提亞·阿扎提

（新疆醫科大學第一附屬醫院泌尿外科，烏魯木齊 830054）

腎細胞癌（renal cell carcinoma，RCC）是全球第二位高病死率的泌尿系統惡性腫瘤，起源于腎小管上皮細胞［1］。近年來，RCC的發病率呈增長趨勢［1-2］。腎透明細胞癌是常見的RCC組織學類型，占所有RCC病例的80%以上，并且具有高轉移和高復發的特點［2］。越來越多的證據表明，腎透明細胞癌可以在早期階段治愈，而發生腫瘤轉移的患者預后不良，五年生存率僅為10%［3］。因此，迫切需要探索腎透明細胞癌發生和轉移的分子機制，尋找腎透明細胞癌的新預后生物標志物。

唾液酸化是在各種糖綴合物的末端添加唾液酸的修飾作用，涉及細胞黏附、信號轉導、免疫調節等重要生物學過程［4］。α-2，6-唾液酸轉移酶Ⅰ（α-2，6-sialyltransferaseⅠ，ST6GalⅠ）是一種糖基轉移酶，在細胞唾液酸化的水平中起到關鍵的調控作用。研究表明，腫瘤的發生發展及存活與ST6GalⅠ的異常變化密切相關，例如在結直腸癌、乳腺癌、胃癌等腫瘤細胞中ST6GalⅠ呈高表達［5-7］。巨噬細胞是免疫系統中的主要細胞類型，可響應各種外部刺激而被激活，可以根據系統中刺激類型產生炎癥或抗炎反應，因此該過程依賴于多種信號通路的復雜網絡系統調控來發揮作用［8］。本研究通過檢測ST6GalⅠ在腎透明細胞癌中的表達，探討靶向下調ST6GalⅠ表達THP-1細胞與腎透明細胞癌786-O細胞進行非接觸共培養后，對786-O細胞存活、凋亡與轉移的影響，以闡明ST6GalⅠ在腎透明細胞癌生長中的作用途徑，為腎透明細胞癌的診治提供新思路。

1 資料與方法

1.1 資料

1.1.1 一般資料 收集2018年1月至2019年12月在新疆醫科大學第一附屬醫院腫瘤科治療的50例腎透明細胞癌患者的腫瘤組織及其未受侵犯的癌旁組織標本，且已經病理證實。其中男性36例，女性14例，年齡31～72歲，平均年齡（50.62±7.36）歲。腫瘤分期根據2010年AJCC的TNM分期標準分為：Ⅰ期21例，Ⅱ期17例，Ⅲ期12例；病理分級按Fuhrman標準分為：Ⅰ級19例，Ⅱ級17例，Ⅲ級11例，Ⅳ級3例；按腫瘤直徑大小分為：直徑≤4 cm 22例，直徑＞4 cm 28例。所有患者術前均未接受過任何治療，本研究已獲得所有患者及家屬知情同意。

1.1.2 主要材料與試劑 腎透明細胞癌細胞株786-O和THP-1人單核細胞由中國上海科學院細胞庫提供。胎牛血清、青霉素-鏈霉素、RPMI1640培養液購自Hyclone公司，PMA、IL-4購自Sigma公司；TRIzol試劑、反轉錄試劑盒和SYBR?Premix Ex TaqTMⅡ試劑盒購自TaKaRa公司；Transwell小室、Lipofectamine 2000試劑盒購自Invitrogen公司；免疫組化染色試劑、MTT試劑盒、Annexin V-FITC/PI試劑盒購自碧云天生物研究所；IL-1β、IL-6、IL-10、TNF-α、TGF-β1 ELISA試劑盒購自北京全式金生物公司；抗體ST6GalⅠ、CD206、TIM-1、VEGF購自Abcam公司；GAPDH購自北京中山金橋生物技術有限公司；BCA蛋白檢測試劑盒和ECL發光液購自江蘇凱基生物有限公司。

1.2 方法

1.2.1 免疫組織化學染色 將收集的腎透明細胞癌腫瘤組織及其癌旁組織置于4%多聚甲醛液中固定，進行常規修剪包埋，浸于梯度乙醇脫水，二甲苯中透明，切成4μm石蠟組織切片。將切片脫蠟水化，采用2%乙二胺四乙酸（EDTA）溶液在高溫下進行抗原修復，加入滅活內源性3%H2O2處理10 min，PBS洗滌，滴加ST6GalⅠ抗體（1∶200），4℃下孵育過夜。次日，PBS沖洗切片，再加入二抗（1∶1 000）置于室溫下孵育1 h，PBS沖洗干凈，滴加DAB染核5 min，蘇木精復染，脫水透明，采用中性樹膠封片，于電鏡下進行觀察。

結果判定：陽性表現為染色呈黃色、棕黃色至棕褐色，隨機觀察6個400倍鏡視野，以陽性細胞比例及染色強度進行綜合評定。染色強度無色計0分；淺黃色計1分，棕黃色計2分，棕褐色計3分。陽性細胞比例＜5%計為0分，5%～30%計為1分，31%～60%計為2分，＞60%計為3分。判定結束后將染色強度與陽性細胞比例的評分相乘，＜2分判定為陰性（-）結果，≥2分判定為陽性（+）結果。

1.2.2 實時熒光定量PCR 使用TRIzol試劑提取腫瘤組織、癌旁組織及各處理細胞中提取總RNA，紫外分光光度計檢測RNA純度、濃度，按照反轉錄試劑盒說明書進行操作合成cDNA，以此cDNA為模板，利用SYBR?Premix Ex TaqTMⅡ試劑盒進行定量，檢測各基因mRNA表達，以GAPDH作為內參基因。擴增條件設置為：95℃3 min，1個循環；95℃30 s、60℃30 s、58℃30 s，40個循環，根據2-ΔΔCt法計算基因mRNA相對表達量。引物由上海生工生物有限公司合成，具體序列見表1。

1.2.3 細胞培養與轉染 將THP-1細胞放在含10%胎牛血清和1%青霉素-鏈霉素雙抗的RPMI-1640培養液中培養，且置于37℃、5%CO2飽和濕度培養箱中。取對數生長期的THP-1細胞，調整細胞密度為1×106個/ml，吸取100μl接種于6孔培養板，并鋪板于不含抗生素的Opti-MEM中培養，當細胞融合達80%時，利用脂質體Lipofectamine2000進行轉染，實驗設對照組（正常培養）、siRNA-NC組（轉染陰性對照siRNA-NC質粒）和siRNA-ST6GalⅠ組（轉染siRNA-ST6GalⅠ質粒），根據試劑盒說明書操作，將轉染試劑加入細胞后，在細胞培養箱中孵育6 h，棄培養液，更換為新鮮培養液繼續培養，48 h后收集細胞。采用實時熒光定量PCR與Western blot實驗檢測各組THP-1細胞中ST6GalⅠmRNA與蛋白表達變化，以評估轉染結果。

1.2.4 誘導THP-1細胞分化 取轉染后生長狀態良好的THP-1細胞，調整密度為1×106個/ml，吸取100μl接種于6孔培養板，加入終濃度為50 ng/ml的PMA誘導24 h，棄培養液，PBS清洗后，加入終濃度為20 ng/ml的IL-4誘導48 h，以不進行誘導處理的THP-1細胞作為對照組。采用實時熒光定量PCR檢測巨噬細胞相關標志物Arg-1和iNOS蛋白的表達，檢測各處理組THP-1細胞極化情況。

1.2.5 流式細胞術檢測巨噬細胞表面標記物表達 收集誘導后的細胞，采用PBS洗滌并重懸細胞，取適量細胞懸液，并加入等體積的小鼠血清，置于室溫下封閉30 min，去除非特異性結合，加入PECD206抗體，置于4℃暗室中反應30 min，PBS洗滌細胞后將其再次重懸，通過流式細胞儀檢測細胞表面巨噬細胞標記物的表達。

1.2.6 巨噬細胞與786-O細胞共培養 在24孔Transwell小室的上室接種轉染后的THP-1細胞，密度為1×104個/孔，按照1.2.4的方法進行誘導，誘導完成前1 d，在Transwell小室的下室均接種786-O細胞，密度為1×104個/孔，置于37℃、5%CO2飽和濕度培養箱中培養。共培養72 h后收集下室中的786-O細胞，進行后續實驗研究。實驗分組具體設置為786-O組（上室：細胞培養液，下室：786-O細胞）、M2+786-O組（上室：對THP-1細胞進行誘導處理，下室：786-O細胞）、M2+NC 786-O組（上室：對轉染siRNA-NC質粒的THP-1細胞進行誘導處理，下室：786-O細胞）、M2+ST6GalⅠ786-O組（上室：對轉染siRNA-ST6GalⅠ質粒的THP-1細胞進行誘導處理，下室：786-O細胞）。

1.2.7 MTT法檢測細胞增殖 收集處理72 h后的786-O細胞，PBS洗滌細胞，每孔加入500μl用無血清培養基稀釋的MTT試劑（0.5 mg/ml）混合均勻，置于37℃、5%CO2飽和濕度培養箱培養，4 h后棄去培養液，加入600μl DMSO，搖床振蕩至結晶物完全溶解，通過酶標儀檢測490 nm處吸光度值（A值），檢測細胞存活情況。

1.2.8 細胞劃痕實驗檢測細胞遷移 收集處理72 h后的786-O細胞，在6孔培養板大約每隔0.5 cm劃一道橫線，然后在每孔中加入5×105個各處理組的786-O細胞，置于37℃、5%CO2飽和濕度培養箱中過夜培養。次日，利用移液槍槍頭比對直尺，沿著垂直于細胞培養孔背后橫線劃痕，采用PBS洗去劃痕下的細胞，加入無血清RPMI1640培養基，置于37℃、5%CO2飽和濕度培養箱繼續培養，分別于0 h、24 h取樣觀察各處理組細胞劃痕愈合情況。

1.2.9 流式細胞術檢測細胞凋亡 收集處理72 h后的786-O細胞，消化離心，制成細胞懸液，根據Annexin V-FITC/PI細胞凋亡檢測試劑盒進行操作，檢測各處理組細胞凋亡情況。在細胞中加入500μl

1×binding buffer輕輕混勻，得到細胞懸液，在細胞懸浮液加入5μl Annexin V-FITC和10μl PI，混勻后，置于室溫下避光孵育15 min，采用流式細胞儀檢測各處理組細胞凋亡情況。

1.2.10 Western blot 在各處理組細胞中加入RIPA裂解液裂解并離心取上清液，BCA試劑盒檢測蛋白質量，取各組等量蛋白樣品上樣，經過10%SDS-PAGE分離后轉移到PVDF膜，TBST緩沖液洗膜，加入5%脫脂奶粉液，室溫下封閉1 h。然后加入稀釋 的 一抗ST6GalⅠ（1∶1 000）、TIM-1（1∶1 000）、VEGF（1∶1 000），以GAPDH（1∶1 000）作為內參蛋白，4℃下孵育過夜。次日，TBST緩沖液清洗后，滴加對應的二抗，置于室溫下繼續孵育2 h，TBST緩沖液再次洗膜，ECL發光液曝光，Image J軟件檢測各蛋白條帶灰度值。

1.2.11 ELISA檢測 786-O細胞經過不同處理后培養72 h，收集各處理組細胞培養上清，ELISA檢測培養上清中細胞炎癥因子IL-1β、IL-6、IL-10、TNF-α、TGF-β1的含量，實驗步驟嚴格按照ELISA試劑盒說明書進行。

1.3 統計學分析 SPSS23.0統計學軟件進行數據分析，計量資料均采用±s表示，兩組間比較采用獨立樣本t檢驗，多組間比較采用單因素方差分析，P＜0.05為差異有統計學意義。

2 結果

2.1 腎透明細胞癌組織及癌旁組織中ST6GalⅠ表達比較 免疫組化染色結果顯示，在腎透明細胞癌組織中ST6GalⅠ陽性表達率為84.0%（42/50）；在癌旁組織中，ST6GalⅠ陽性表達率為14.0%（7/50）。與癌旁正常組織比較，腎透明細胞癌組織中ST6GalⅠ陽性表達率明顯升高，差異有統計學意義（P＜0.01，圖1A）。實時熒光定量PCR檢測腎透明細胞癌組織與癌旁組織中ST6GalⅠmRNA表達水平，結果顯示，腎透明細胞癌組織中ST6GalⅠmRNA相對表達量明顯高于癌旁組織中ST6GalⅠmRNA相對表達量（P＜0.01，圖1B）。

2.2 轉染后THP-1細胞中ST6GalⅠ表達檢測 通過實時熒光定量PCR和Western blot檢測各組THP-1細胞中ST6GalⅠmRNA和蛋白表達水平，檢測結果顯示，與對照組比較，siRNA-ST6GalⅠ組細胞中ST6GalⅠmRNA和蛋白相對表達量均顯著下降（P＜0.05），而siRNA-NC組和對照組ST6GalⅠmRNA和蛋白表達差異無統計學意義（P＞0.05），表明轉染成功，見圖2。

圖2 轉染后THP-1細胞中ST6GalⅠmRNA和蛋白表達檢測Fig.2 Detection of ST6GalⅠmRNA and protein expressionsin THP-1 cells after transfection

2.3 誘導后THP-1細胞形態及巨噬細胞相關標記物表達變化 通過倒置相差顯微鏡觀察各組細胞形態，如圖3A所示，THP-1細胞邊緣清晰，呈規則的圓形或類圓形。經誘導后，細胞形態發生明顯改變，呈不規則的多邊形，胞體伸出尾足。

實時熒光定量PCR檢測結果顯示，與對照組比較，PMA+IL-4誘導后，細胞中Arg-1 mRNA表達顯著升高，iNOS mRNA表達顯著下降（P＜0.05）；與PMA+IL-4組比較，轉染siRNA-ST6GalⅠ后進行誘導處理的細胞Arg-1 mRNA表達顯著下降，iNOS mRNA表達顯著升高（P＜0.05，圖3B）。

圖3 誘導后THP-1細胞形態變化及巨噬細胞相關標志物表達檢測Fig.3 Morphological changes of THP-1 cells and expression of macrophages related markers after induction

流式細胞術檢測結果表明，與對照組比較，PMA+IL-4誘導后細胞中M2型巨噬細胞表面標志物CD206的表達顯著升高（P＜0.05）；與PMA+IL-4組比較，轉染siRNA-ST6GalⅠ后進行誘導處理的細胞中CD206表達顯著下降（P＜0.05），見圖4。以上結果均說明下調ST6GalⅠ可抑制IL-4誘導巨噬細胞向M2型極化。

圖4 流式細胞術檢測M 2型巨噬細胞標志物CD206表達Fig.4 Flow cytometry to detect expression of M 2 macrophage marker CD206

2.4 下調ST6GalⅠ表達的巨噬細胞對786-O細胞存活率的影響 MTT檢測結果顯示，與786-O組比較，M2+786-O組786-O細胞的存活率顯著升高（P＜0.05）；M2+ST6GalⅠ786-O組細胞存活率較M2+786-O組則顯著下降（P＜0.05），而M2+NC786-O組與M2+786-O組的細胞存活率差異無統計學意義（P＞0.05），見圖5。

圖5 MTT法檢測各處理組786-O細胞存活率Fig.5 MTT method to detect survival rate of 786-O cells in each treatment group

2.5 下調ST6GalⅠ表達的巨噬細胞對786-O細胞遷移的影響 細胞劃痕實驗結果如圖6所示，細胞培養24 h后，與786-O組比較，M2+786-O組786-O細胞劃痕面積減小，劃痕愈合率顯著升高（P＜0.05）；與M2+786-O組比較，M2+ST6GalⅠ786-O組劃痕面積增加，劃痕愈合率顯著降低（P＜0.05），M2+NC 786-O組與M2+786-O組的細胞劃痕愈合率差異無統計學意義（P＞0.05）。

圖6 細胞劃痕實驗檢測各處理組786-O細胞遷移Fig.6 Cell scratch test to detect migration of 786-O cells in each treatment group

2.6 下調ST6GalⅠ表達的巨噬細胞對786-O細胞凋亡的影響 流式細胞術檢測結果顯示，M2+786-O組786-O細胞凋亡率與786-O組比較差異無統計學意義（P＞0.05）；而與M2+786-O組比較，M2+ST6GalⅠ786-O組細胞凋亡率顯著增加（P＜0.05），M2+NC 786-O組與M2+786-O組的細胞凋亡率差異無統計學意義（P＞0.05），見圖7。

圖7 流式細胞術檢測各處理組786-O細胞凋亡Fig.7 Flow cytometry to detect 786-O cell apoptosis in each treatment group

2.7 下調ST6GalⅠ表達的巨噬細胞對786-O細胞上清液炎癥因子分泌的影響 ELISA檢測結果顯示，與786-O組比較，M2+786-O組細胞上清液中促炎因子IL-1β、IL-6、TNF-α的含量顯著下降，抑炎因子IL-10、TGF-β1含量顯著升高（P＜0.05）；與M2+786-O組比較，M2+ST6GalⅠ786-O組細胞上清液中IL-1β、IL-6、TNF-α的含量顯著升高，同時，IL-10、TGF-β1含量顯著下降（P＜0.05），而M2+NC 786-O組與M2+786-O組細胞上清液中各因子含量差異無統計學意義（P＞0.05），見表2。

表2 各處理組786-O細胞上清中炎癥因子含量比較（±s，ng/L）Tab.2 Comparison of inflammatory factors in supernatant of 786-O cells in each treatment group（±s，ng/L）

表2 各處理組786-O細胞上清中炎癥因子含量比較（±s，ng/L）Tab.2 Comparison of inflammatory factors in supernatant of 786-O cells in each treatment group（±s，ng/L）

Note：1）P＜0.05 vs786-Ogroup；2）P＜0.05 vs M2+786-Ogroup.

Groups 786-O M2+786-O M2+NC 786-O M2+ST6GalⅠ786-O F P IL-1β 32.13±3.08 20.82±1.761）21.45±1.80 27.82±2.332）220.03 0.000 IL-6 26.53±1.67 12.82±1.711）11.92±0.84 22.67±1.862）318.98 0.000 IL-10 8.24±1.58 24.19±1.591）22.80±1.72 12.35±1.052）288.67 0.000 TNF-α 56.75±5.57 24.47±1.591）25.01±1.45 42.82±3.722）109.12 0.000 TGF-β1 358.65±27.89 560.23±44.341）557.38±38.56 416.38±31.952）1052.09 0.000

2.8 下調ST6GalⅠ表達的巨噬細胞對786-O細胞中免疫相關蛋白表達的影響 Western blot檢測各處理組786-O細胞中TIM-1、VEGF蛋白表達情況，結果顯示，與786-O組比較，M2+786-O組細胞中TIM-1蛋白表達下降，VEGF蛋白表達升高，差異具有統計學意義（P＜0.05）；與M2+786-O組比較，M2+ST6GalⅠ786-O組TIM-1蛋白表達升高，而VEGF蛋白表達下降，差異具有統計學意義（P＜0.05）；M2+NC 786-O組與M2+786-O組兩個蛋白表達差異無統計學意義（P＞0.05），見圖8。

圖8 Western blot檢測各處理組786-O細胞中TIM-1、VEGF蛋白表達Fig.8 Western blot detection of TIM-1 and VEGF protein expressions in 786-O cells in each treatment group

3 討論

腎透明細胞癌是一種高度侵入性的泌尿外科惡性腫瘤，對于局部性腎透明細胞癌可以通過手術切除與放化療等手段進行治療，而這些常規的治療方法對于轉移性腎透明細胞癌的治療效果不佳，治療后復發率高，這也是RCC相關死亡的主要原因［3］。盡管在過去幾十年中，關于轉移性腎透明細胞癌的治療研究取得了顯著進展，靶向酪氨酸激酶抑制劑或免疫療法已得到了批準。但，參與腎透明細胞癌進展的潛在靶標以及確切的分子機制仍不清楚，需要進一步深入探討以發掘診治腎透明細胞癌的新策略。

蛋白質糖基化是一個復雜的翻譯后修飾過程，涉及將糖基部分轉移到蛋白質的特定氨基酸殘基上，通過糖基轉移酶（GTs）形成糖苷鍵。在各種糖基化類型中，唾液酸化能夠將唾液酸加到糖蛋白或糖脂上聚糖鏈的末端，唾液酸參與信號識別、神經發育、免疫反應、腫瘤轉移等多種生物學過程［9］。一般而言，細胞中唾液酸水平的平衡由兩組酶調節，即唾液酸轉移酶和唾液酸酶。目前的研究已經揭示ST6GalⅠ水平異常與多種疾病有關，如微生物感染、神經系統疾病和癌癥。WATTANAVISES等［10］研究報道指出膽管癌中ST3GalI和ST6GalⅠ的水平上調，且ST6GalⅠ與患者生存期密切相關；WICHERT等［11］研究分析了ST6GalⅠ在預測卵巢癌預后中的作用，表明ST6GalⅠmRNA高水平表達與淋巴管浸潤有關，而ST6GalⅠ蛋白高水平表達與遠處轉移和晚期階段相關；SCHULTZ等［12］研究發現在卵巢癌細胞系OVCAR3中過表達ST6GAL1后，腫瘤細胞呈較高的存活力和遷移能力，并且降低的Caspase-3活化從而抑制了細胞的凋亡，從而表明ST6GalⅠ誘導的唾液酸化可能對卵巢癌細胞具有保護作用。本研究結果顯示，ST6GalⅠ在腎透明細胞癌組織中呈現高表達，由此推測ST6GalⅠ參與了腫瘤細胞的發生發展。

遷移和細胞死亡導致機體內常駐巨噬細胞數量減少時，生長因子和促炎細胞因子的刺激使血液中單核細胞分化為巨噬細胞并遷移到組織中以維持免疫系統穩態，并通過吞噬作用，抗原呈遞確保適當的炎癥反應和細胞因子的產生［13］。因此，單核細胞向巨噬細胞的分化是生物過程的重要組成部分。在體外實驗中，THP-1巨噬細胞由于具有穩定的敏感性與均一遺傳的背景而常用于各項研究［14］。作為腫瘤微環境中重要的免疫細胞，巨噬細胞受多種趨化因子的影響可分化為M1型和M2型。M1型巨噬細胞響應IFN、Toll樣受體配體、病原體相關分子復合物的作用而極化，分泌IL-1β、IL-6和TNF-α等促炎因子。M2型巨噬細胞因子IL-4和IL-13誘導所激活，并分泌IL-10和TGF-β等抗炎因子［15-16］。本實驗選取腎透明細胞癌786-O細胞和THP-1源巨噬細胞共培養構建腎透明細胞癌相關巨噬細胞模型，驗證ST6GalⅠ在巨噬細胞上的表達對腎透明細胞癌的作用，發現下調ST6GalⅠ的THP-1細胞經誘導后再與腎透明細胞癌細胞共培養，對腎透明細胞癌細胞具有抑制作用，促進腫瘤細胞的凋亡并減少其遷移。此外，本研究發現抑制ST6GalⅠ表達可逆轉巨噬細胞向M2型極化，由此推測ST6GalⅠ可能通過調控巨噬細胞極化參與腎透明細胞癌的進程。

慢性炎癥和免疫反應是腫瘤微環境的兩個核心要素。腫瘤微環境中存在大量的免疫/炎癥細胞，包括腫瘤相關的巨噬細胞、嗜中性粒細胞和髓樣來源抑制性細胞，以及細胞因子如IL-6、IL-10、TGF-β等，這種既有慢性炎癥狀態又有免疫抑制的作用共同調節了腫瘤細胞遷移、侵襲、轉移和抗癌藥物的敏感性［17］。一方面，分泌的細胞因子改變了細胞毒性T淋巴細胞和抗原呈遞細胞的功能，從而抑制了腫瘤特異性的免疫反應，從而為腫瘤細胞誘導了特殊的免疫抑制性微環境；另一方面，腫瘤細胞通過相關信號通路改變了腫瘤微環境中免疫/炎癥細胞的分化和功能，促進腫瘤細胞的增殖［18］。研究表明，在一些因素的影響下，可降低腫瘤的免疫抑制引發腫瘤細胞的免疫原性死亡。而腫瘤微環境中分泌的免疫抑制因子，如VEGF是引起腫瘤免疫逃逸的一個主要原因，而TIM-1可調節多種效應性T細胞的表達，影響Th1/Th2細胞平衡［19］。本研究結果顯示，下調ST6GalⅠ的THP-1細胞經誘導后，腫瘤細胞培養液上清中促炎因子IL-1β、IL-6、TNF-α的含量升高，同時，TIM-1蛋白表達升高而VEGF蛋白表達下降，由此推測ST6GalⅠ可能與腎透明細胞癌細胞免疫相關分子表達相關，進而參與調控腫瘤細胞免疫功能。

綜上所述，ST6GalⅠ促使腎透明細胞癌惡化的途徑可能是通過促進巨噬細胞向M2型極化，增加促腫瘤生長因子等的分泌來調控免疫相關功能，而誘發腎透明細胞癌細胞的惡性生物學行為。但具體調控過程尚未闡明，還需后續進行深入的探索，以期為腎透明細胞癌治療的潛在靶點提供實驗依據。