紫花苜蓿種子吸脹期胚根線粒體AsA-GSH 循環對低溫脅迫的響應

孫守江，唐藝涵，馬馼，李曼莉，毛培勝

（中國農業大學草業科學與技術學院，草業科學北京市重點實驗室，北京 100193）

種子萌發是植物發育的重要階段，也是決定植物生產力的重要因素［1］。種子萌發中溫度是一個關鍵的因子，會對大部分生理生化反應造成影響［2］，適宜的溫度可以使種子中各種酶的活性維持在較高的水平，進而保證萌發的正常進行［3］。低溫會使種子萌發受到抑制，破壞種子體內活性氧（reactive oxygen species，ROS）的平衡，使ROS不正常累積，加劇膜脂過氧化程度［4］。在遭受低溫脅迫時，種子也會通過自身的防御機制來響應這些脅迫的傷害。低溫脅迫會引起種子發芽率降低，出苗不整齊等情況。有學者在對低溫脅迫下蒺藜苜蓿（Medicago truncatula）［5］、羊草（Leymus chinensis）［6］和玉米（Zea mays）［7］種子的發芽率、發芽指數及幼苗生長等方面進行探究發現，在低溫脅迫下種子發芽率、發芽指數均有降低，并出現幼苗主根變短，側根數量減少等現象。植物抗氧化系統清除ROS 的能力與其對低溫脅迫的耐受性密切相關。在對水稻（Oryza sativa）［8］和玉米［9］等植物種子的研究中，抗氧化酶活性和抗氧化物的含量都隨著低溫脅迫呈先升高后下降的趨勢，在品種比較試驗中發現，冷敏感的品種在低溫脅迫下抗氧化酶活性低于耐冷性強的品種。纈草（Valeriana officinalis）種子［10］在受到低溫脅迫時，抗氧化酶與抗氧化物通過共同協調作用，可減輕低溫對纈草造成的不利影響。種子生理代謝正常時，超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）活性與ROS 含量呈正比，隨著脅迫加重O2·-的衍生物反而會抑制SOD 活性，SOD的失活程度與H2O2含量成正比［11］。過氧化氫酶（catalase，CAT）也會因為O2·-與CAT 反應形成復合物，導致CAT 鈍化進而抑制其活力［12］。研究表明SOD、CAT 和過氧化物酶（peroxidase，POD）這3 種酶的活性隨著低溫脅迫呈先升高后下降的趨勢，說明低溫脅迫下抗氧化酶活性上升以清除ROS，但隨著脅迫加重，抗氧化系統受到損傷，從而導致活性氧產生與清除之間的動態平衡被破壞，加劇了膜脂過氧化作用［13］。SOD 和CAT 對于低溫脅迫的響應比POD 更為敏感，POD 活性在低溫脅迫下變化較小［14］。田宏等［15］在扁穗雀麥（Bromus cartharticus）種子萌發溫度研究中發現，抗壞血酸過氧化物酶（ascorbate peroxidase，APX）對低溫極其敏感，APX 的活性伴隨著H2O2含量的升降而升降，谷胱甘肽還原酶（glutathione reductase，GR）活性在低溫脅迫下顯著高于常溫處理，并且隨著低溫脅迫的進行會逐漸升高，但在低溫脅迫24 h 后，GR 活性有輕微下降。張尚雄等［16］研究發現，低溫脅迫下老芒麥（Elymus sibiricus）種子抗壞血酸（ascorbic acid，AsA）和谷胱甘肽（glutathione，GSH）含量均表現出上升的趨勢。

紫花苜蓿（Medicago sativa）是豆科苜蓿屬多年生草本植物，是世界范圍內栽培歷史最悠久，種植面積最廣泛的豆科牧草。其在我國北方地區集中種植，但冬季和早春溫度很低，容易發生凍害，嚴重影響了紫花苜蓿的越冬和早播，進而影響其產量。因此，了解紫花苜蓿種子在低溫條件下的響應機制，對有效提高其耐寒性意義重大。紫花苜蓿對低溫脅迫的響應研究主要集中在幼苗和植株，并證明低溫脅迫會造成ROS 的過量累積。已有報道指出，線粒體是種子中ROS 產生的主要位點，因此探索低溫條件下紫花苜蓿種子線粒體的相關生理變化規律，對于掌握種子萌發機制具有積極意義。基于此，以紫花苜蓿種子為試驗材料，測定不同溫度下種子的發芽特性以及種子吸脹過程中胚根線粒體內AsA-GSH 循環中的抗氧化酶活性、抗氧化物含量以及H2O2含量變化，以揭示低溫條件對紫花苜蓿種子吸脹過程中線粒體抗氧化系統的影響，并為提高種子抗寒能力相關研究提供依據。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

試驗材料為中苜1 號紫花苜蓿，種子初始發芽率為100%，篩選大小均一的種子，保存在4 ℃冰箱備用。本試驗于2021年12 月-2022年3 月在中國農業大學草業科學與技術學院以及牧草種子檢測中心實驗室進行。

1.2 試驗方法

1.2.1 發芽試驗 參照國際種子檢驗協會（International Seed Testing Association，ISTA）的種子檢驗規程［17］規定的發芽條件，分別選取大小均勻一致的100 粒紫花苜蓿種子，放置于培養皿（11.5 cm×11.5 cm）中，放置3 張濾紙用10 mL 蒸餾水潤濕，再放于光照培養箱中在20 和10 ℃，黑暗條件下培養，每個處理設4 次重復。培養期間每隔24 h 統計胚根突破種皮2 mm 的種子數，用于測定平均發芽時間（mean germination time，MGT）和發芽指數（germination index，GI）。在第4 天初次計數和第10 天末次計數時統計正常種苗個數。

用發芽終期全部正常種苗數計算種子發芽率（germination percentage，GP），GP=（G10/N）×100%，式中：G10為末次計數時的正常種苗數，N為試驗種子總數。

用初次計數的正常種苗數計算種子發芽勢（germination energy，GE），GE=（G5/N）×100%，式中：G5為初次計數時的正常種苗數，N為試驗種子總數。

平均發芽時間（MGT）=Σ（nt）/Σn，式中：t是發芽天數，n是第t天胚根突破2 mm 的種子數，Σn是總發芽數。

發芽指數（GI）=Σn/t，式中：t是發芽天數，n是第t天的發芽數。

1.2.2 種子吸脹曲線制作 采用紙上發芽法，挑選飽滿度均勻的紫花苜蓿種子，分別在10 和20 ℃下吸脹不同時間（0、4、8、12、16、20、24、28、32 和36 h），每個吸脹時間點設4 個生物學重復，每個重復100 粒種子。分別在天平上準確稱重后均勻擺置于鋪有3 層濾紙的培養皿（11.5 cm×11.5 cm）中，每個培養皿中的濾紙用10 mL 蒸餾水浸潤，立即置于10 和20 ℃培養箱，吸脹對應時間后取出，立即用濾紙吸干種子表面的水分，如有發霉種子立刻取出，情況嚴重者重換培養皿，確保試驗順利進行，準確稱重并統計，最后計算種子吸水率、吸水速率。

1.2.3 不同吸脹階段苜蓿種胚線粒體提取 參照Lyu 等［18］的方法提取線粒體，將0.8 g 紫花苜蓿種子分別在20 和10 ℃條件下吸脹6、12 和24 h 后取下胚根，加入約50 mL 預冷的提取緩沖液［0.3 mol·L-1蔗糖，25 mmol·L-1焦磷酸 四 鈉，2 mmol·L-1EDTA，10 mmol·L-1KH2PO4，1%（w/v）PVP-40，1%（w/v）牛血清白 蛋 白（bovine serum albumin，BSA），6 mmol·L-1抗壞血酸鈉和5 mmol·L-1L-半胱氨酸，pH 7.5］。在4 ℃條件下充分研磨后，用4 層紗布過濾。濾液在2700 r·min-1離心8 min 后，上清液轉至新的離心管，并在19000 r·min-1下離心20 min。離心后的沉淀加入線粒體洗滌緩沖液，成分為：0.3 mol·L-1蔗糖，10 mmol·L-1N-三羥甲基甲基-2-氨基乙磺酸［N-Tris（hydroxymethyl）-methyl-2-aminoethanesulfonic acid，TES］，0.1%（w/v）BSA，pH 7.5，用畫筆輕輕刷起線粒體沉淀并勻漿；將勻漿在2700 r·min-1下離心8 min 后，上清液再次轉入干凈的離心管中，在19000 r·min-1下離心20 min。離心后的沉淀加入少量的線粒體洗滌緩沖液，再次用筆刷輕輕地刷起線粒體沉淀并勻漿。此勻漿液即為線粒體懸浮液。將線粒體懸浮液輕輕鋪在連續密度梯度液上，在42500 r·min-1下離心40 min，在離心管底部可見不透明淺黃色線粒體。小心收集離心管底部線粒體，加入不含BSA 的線粒體洗滌緩沖液（0.3 mol·L-1蔗糖，10 mmol·L-1TES，pH 7.5），33000 r·min-1離心15 min，洗滌2 次，得到線粒體提取液，立即保存于-80 ℃冰箱用于抗氧化酶活性以及抗氧化劑含量測定。上述所有步驟均在4 ℃條件下進行。

1.3 測定指標與方法

1.3.1 抗氧化酶活性以及抗氧化劑含量測定 CAT 活性測定參照Cakmak 等［19］的方法。單脫氫抗壞血酸還原酶(monodehydroascorbate reductase, MDHAR)活性測定參考Pu 等［20］的方法。GR 活性測定參考Woo 等［21］的方法。GSH 含量的測定采用Baker 等［22］的方法。AsA 含量測定采用Turcsanyi［23］的方法。

1.3.2 H2O2含量測定 采用蘇州科銘公司的H2O2測定試劑盒測定H2O2含量。H2O2與硫酸鈦生成黃色的過氧化鈦復合物，在415 nm 處有特征吸收峰。取0.2 mL 線粒體提取液，參照試劑盒說明書測定415 nm 處吸光度A。△A=A測定-A對照，標準條件下的方程為：y=0.7488x+0.0006（x為標準品濃度，μmol·mL-1；y為吸光度值），根據下式計算H2O2含量：

式中：V樣為加入樣本體積（mL）；Cpr 為樣本蛋白質濃度（mg·mL-1）。

1.4 數據統計和分析

利用Excel 2019 和SPSS 23.0 軟件進行數據整理和顯著性統計分析。所有數據均為4 個重復的平均值±標準誤，用單因素方差分析（ANOVA）和鄧肯檢驗（Duncan test）比較不同處理的平均值（P＜0.05），用Graphpad Prism 8.0 軟件進行作圖，指標相關性聚類分析用“corrplot”和“pheatmap”R 包。

2 結果與分析

2.1 不同溫度下苜蓿種子吸脹曲線

將紫花苜蓿種子在不同溫度下進行吸脹處理，20 ℃處理下0～8 h 為快速吸水階段，8～24 h 為遲滯階段，24 h 種子逐漸露白，進入發芽階段。10 ℃吸脹曲線變化趨勢與20 ℃不同，0～8 h 為快速吸水階段，8～36 h 為遲滯階段，36 h 逐漸露白，進入發芽階段（圖1）。綜合不同溫度處理下種子吸脹變化規律，確定取樣時間為吸脹6、12 和24 h。

圖1 不同溫度條件下紫花苜蓿種子吸脹過程Fig.1 Imbibition of alfalfa seeds under different temperature

2.2 低溫脅迫對紫花苜蓿種子發芽特性的影響

由圖2 可知，紫花苜蓿種子在10 ℃下發芽與20 ℃相比，發芽率無顯著差異。10 ℃下發芽勢和發芽指數與20 ℃差異顯著（P＜0.05），均顯著降低，平均發芽時間顯著（P＜0.05）增加。

圖2 不同溫度下紫花苜蓿種子發芽特性變化Fig.2 Changes of germination characteristics of alfalfa seeds under different temperature*表示不同溫度處理之間差異顯著（P＜0.05）。* indicate significant differences under different temperature at the 0.05 level.

2.3 低溫脅迫對紫花苜蓿種子吸脹期間胚根線粒體內H2O2含量的影響

不同溫度處理下胚根線粒體H2O2含量在吸脹期間呈現不同的變化規律，20 ℃處理下胚根線粒體H2O2含量在吸脹24 h 期間總體呈上升趨勢，但變化幅度較小，吸脹24 h 后含量最高；10 ℃處理下胚根線粒體H2O2含量總體呈先上升后下降的趨勢，吸脹12 h 后含量最高。10 和20 ℃分別吸脹6 和12 h 后相比，胚根線粒體H2O2含量差異顯著（P＜0.05）。吸脹12 和24 h 后，10 ℃處理的胚根線粒體H2O2含量高于20 ℃處理（圖3）。

圖3 紫花苜蓿種子吸脹期間胚根線粒體內H2O2含量的變化Fig. 3 Changes of H2O2 content in radicle mitochondrial of alfalfa seeds during imbibition*表示同一吸脹時間不同溫度處理之間差異顯著（P＜0.05），下同。* indicate significant differences under different temperature at the 0.05 level.The same below.

2.4 低溫脅迫對紫花苜蓿種子吸脹期間胚根線粒體內抗氧化酶活性的影響

由圖4 可知，吸脹6、12 和24 h 后，10 ℃處理的胚根線粒體GR 活性低于20 ℃處理。不同溫度處理下胚根線粒體GR 活性在吸脹期間呈不同的變化規律，20和10 ℃處理下胚根線粒體GR 活性在吸脹6、12 和24 h 后均呈先上升后下降的趨勢，在吸脹12 h 后活性最高。20 和10 ℃吸脹6 h 相比，胚根線粒體GR 活性無顯著性差異；20 和10 ℃吸脹12 h 相比，胚根線粒體GR活性差異顯著（P＜0.05）；20 和10 ℃吸脹24 h 后相比，活性無顯著性差異。

圖4 紫花苜蓿種子吸脹期間胚根線粒體內GR 和MDHAR 活性的變化Fig.4 Changes of GR and MDHAR activity in radicle mitochondrial of alfalfa seeds during imbibition

20 ℃處理下胚根線粒體MDHAR 活性在吸脹24 h 期間呈先下降后上升的趨勢，吸脹24 h 后活性達到最大值（圖4）。10 ℃處理下胚根線粒體MDHAR 活性在吸脹24 h 期間呈下降趨勢，吸脹24 h 后，10 ℃處理的胚根線粒體MDHAR 活性低于20 ℃處理。各吸脹時間不同溫度處理之間MDHAR 活性差異均不顯著。

20 ℃處理下胚根線粒體POD 活性在吸脹24 h 期間總體呈先下降后上升的趨勢，吸脹6 h 后活性最高，吸脹12 h 后活性最低。與其不同的是，10 ℃處理下胚根線粒體POD 活性呈上升的趨勢，吸脹6 h 后活性最小，吸脹24 h 后活性最大，10 和20 ℃吸脹6 h 后相比，胚根線粒體POD 活性差異顯著（P＜0.05）；10 和20 ℃分別吸脹12 和24 h 后相比，胚根線粒體POD 活性無顯著差異（圖5）。

20 ℃處理下胚根線粒體CAT 活性在吸脹24 h 期間總體呈先下降后上升的趨勢，吸脹6 h 后胚根線粒體CAT活性達到最大值，10 ℃處理下胚根線粒體CAT 活性呈上升的趨勢，吸脹24 h 后活性最大。20 與10 ℃吸脹6 h 后相比，胚根線粒體CAT 活性差異顯著（P＜0.05）；20 與10 ℃分別吸脹12 和24 h 后相比，胚根線粒體CAT 活性無顯著差異（圖5）。

圖5 紫花苜蓿種子吸脹期間胚根線粒體內CAT 和POD 活性的變化Fig.5 Changes of CAT and POD activity in mitochondrial radicle of alfalfa seeds during imbibition

2.5 低溫脅迫對紫花苜蓿種子吸脹期間胚根線粒體內抗氧化劑含量的影響

20 ℃處理下胚根線粒體AsA 的含量總體呈逐漸上升的趨勢，吸脹24 h 后含量最高。10 ℃處理下胚根線粒體AsA 的含量隨著吸脹時間的延長保持不變。20 與10 ℃分別吸脹6 和24 h 后相比，胚根線粒體AsA 含量差異顯著（P＜0.05）；20 與10 ℃吸脹12 h 后相比，胚根線粒體AsA 含量無顯著差異（圖6）。

20 ℃處理下胚根線粒體GSH 的含量在吸脹24 h 期間總體呈先下降后上升的趨勢，吸脹24 h 后含量最高。10 ℃處理下胚根線粒體GSH 的含量也呈先下降后上升的趨勢，吸脹12 h 后含量最低。10 與20 ℃分別吸脹6、12和24 h 后相比，胚根線粒體GSH 含量差異均顯著（P＜0.05）（圖6）。

圖6 紫花苜蓿種子吸脹期間胚根線粒體內AsA 和GSH 含量的變化Fig.6 Changes of AsA and GSH content in radicle mitochondrial of alfalfa seeds during imbibition

2.6 AsA-GSH 循環抗氧化指標聚類分析

通過聚類分析發現（圖7），7 個苜蓿胚根線粒體抗氧化防御系統相關指標主要分為3 組：Ⅰ包括AsA 含量和GR 活性；Ⅱ包括GSH 含量和MDHAR 活性；Ⅲ包括POD、CAT 活性和H2O2含量。從熱圖中可以明顯看出，Ⅰ中的AsA 含量和GR 活性在20 ℃處理下較大，在10 ℃處理下較小，說明低溫脅迫影響了AsA 含量和GR 活性；Ⅱ中的GSH 含量和MDHAR 活性在20 ℃吸脹早期較小，后期較大，而在10 ℃條件下吸脹早期較大，后期較小，說明低溫脅迫誘導了MDHAR 和GSH 的生成。但是萌發后期GSH 含量和MDHAR 活性又下降，降低了線粒體抗氧化能力。

圖7 基于苜蓿種子線粒體抗氧化相關指標的聚類分析Fig.7 Cluster analysis based on mitochondrial antioxidant related indexes of alfalfa seeds

3 討論

3.1 低溫脅迫對紫花苜蓿種子發芽特性的影響

種子是植物最重要的繁殖器官，種子萌發是植物生命史的關鍵一步。種子在低溫下吸脹萌發期間容易發生吸脹冷害，進而影響種子的萌發進程和萌發整齊度［24］。種子的發芽能力通常用發芽率、發芽勢、發芽指數和平均發芽時間來衡量［25］。種子發芽指數在一定程度上反映了種子萌發的速度。李建設等［26］研究發現，低溫處理茄子（Solanum melongena）種子的發芽率、發芽指數等指標均降低。李佳蔭等［27］研究發現與常溫處理相比，4 ℃低溫處理的12 個菜豆（Phaseolus vulgaris）品種種子的發芽率均顯著降低。本研究發現，10 與20 ℃條件下發芽相比，種子的發芽率無顯著變化，這與趙文靜［28］的研究結果一致。本試驗中發芽勢和發芽指數在低溫脅迫下均顯著降低（P＜0.05），平均發芽時間顯著增加（P＜0.05），這與高茜等［29］的研究結果一致。 由此可以看出，本研究中選擇的低溫脅迫溫度是10 ℃，沒有造成發芽率的顯著降低，僅僅影響了種子的萌發速度。

種子吸水速率的快慢在一定程度上反映了種子活力的高低，其對種子發芽率也有影響，因此，種子吸水速率也是影響種子萌發快慢的一個因素。種子萌發過程中，低溫脅迫影響水解酶性質、膜結合蛋白的活力及膜透性，從而延緩種子的吸水進程［30］。本研究發現，10 ℃下紫花苜蓿種子的吸水速率較20 ℃變緩，說明低溫延緩了種子的吸水速率，限制了種子的發芽速度以及萌發的整齊程度，延長了種子萌發時間，進而影響種子萌發的進程。

3.2 低溫脅迫對紫花苜蓿種子胚根線粒體抗氧化酶活性的影響

溫度影響植物體內的生理機能，進而影響生理生化過程。低溫脅迫會抑制一系列的生理機能，抑制種子的萌發和生長。研究發現，低溫對種子的生理生化過程影響十分復雜，低溫脅迫會導致種子內產生大量ROS，導致細胞膜脂過氧化，進而引起種子內代謝紊亂，最終抑制種子的生長發育［31］。本試驗中10 ℃處理下胚根線粒體H2O2含量顯著高于20 ℃處理下的每個階段。說明低溫導致紫花苜蓿種子積累了大量ROS，并且隨著低溫脅迫的持續，ROS 的積累量逐漸升高。但是植物在長期進化中形成了一套內源抗氧化保護酶系統，形成了種子對低溫等逆境脅迫的防御機制，清除體內過量的ROS，維持細胞的正常代謝［32］。種子對ROS 的抗性與種子內部清除ROS的能力息息相關。SOD、POD、CAT 以及AsA-GSH 循環中的GR 和MDHAR 是種子內主要的ROS 清除劑，共同協調ROS 維持在一個正常水平，從而防止傷害。因此，它們被稱為抗氧化保護系統。該酶系統與植物種子抗寒性的關系已有很多報道。本研究發現，10 ℃處理早期，胚根線粒體POD 和CAT 活性顯著下降，說明在低溫脅迫初期紫花苜蓿種子抗氧化系統受到破壞，胚根線粒體CAT 活性又受到低溫抑制無法正常發揮作用，這與婁慧等［33］的研究結果類似。但是種子吸脹12 h 后胚根線粒體POD 和CAT 活性逐漸升高，逐漸恢復了抗氧化能力，說明種子萌發后期胚根線粒體POD 活性維持在一個較高的水平，以清除體內積累的ROS，這與玉米種子［7］在低溫脅迫下的萌發不一致，可能是兩者脅迫溫度不同所導致。MDHAR、GR 和APX 是AsA-GSH 循環中的關鍵酶，APX 可以清除H2O2，MDHAR 和GR 是保證AsA 和GSH 再生的關鍵酶，從而保證AsA-GSH 循環的順利進行，以減輕ROS 對細胞帶來的傷害［34］。本研究中10 ℃下胚根線粒體MDHAR 和GR 活性總體呈下降的趨勢，這與趙寶龍等［35］的研究結果一致，說明紫花苜蓿種子在低溫脅迫下降低了GR 活性，從而影響了GSH 的再生，使得AsA-GSH 循環無法有序進行。根據本試驗的結果可以得出，紫花苜蓿種子在遭受低溫脅迫初期，通過提高抗氧化酶的活性以清除過量ROS，但隨著低溫脅迫的加重，大部分酶活性也會受到低溫影響無法正常發揮作用，導致種子線粒體抗氧化系統無法正常發揮作用，進一步影響了種子的萌發進程。

3.3 低溫脅迫對紫花苜蓿種子胚根線粒體內抗氧化物及ROS 含量的影響

種子在吸脹萌發過程中伴隨著抗氧化能力的變化，主要包括抗氧化酶活性以及抗氧化劑含量的變化，抗氧化系統在種子吸脹過程中維持種子抗氧化狀態發揮著重要作用。AsA 和GSH 是AsA-GSH 循環系統中重要的抗氧化物質，APX 以AsA 為電子供體，催化H2O2反應生成H2O，AsA 也可以與ROS 直接反應，參與ROS 的解毒作用。AsA 可 以 在DHAR 和MDHAR 的催化 下 生 成MDHA 和DHA［36］。GR 可 以 催 化GSSG 生成GSH［37］。本研究發現，10 ℃下吸脹初期胚根線粒體AsA 較高，這說明紫花苜蓿種子通過提升體內抗氧化物的含量以抵御低溫脅迫，這與郭麗紅等［38］的研究結果相同，但是萌發后期胚根線粒體AsA 含量降低，出現這種情況可能是因為在AsA-GSH 循環中用來催化AsA 再生的MDHAR 的活性和催化GSH 再生的GR 活性受到了低溫的抑制，導致酶活性降低，從而影響胚根線粒體AsA 和GSH 的再生。在吸脹初期，胚根線粒體H2O2含量維持在一個相對較低的水平，說明此時抗氧化系統可以清除低溫脅迫產生的H2O2，而隨著低溫處理的時間延長，抗氧化系統遭遇損傷，無法清除過量的ROS 導致ROS 在胚根線粒體中積累［39］。

3.4 紫花苜蓿種子胚根線粒體AsA-GSH 循環響應低溫脅迫的規律

基于本研究的結果，依據紫花苜蓿種子在低溫下吸脹過程中胚根線粒體AsA-GSH 循環抗氧化酶和抗氧化劑含量變化規律，繪制了紫花苜蓿種子胚根線粒體AsA-GSH 循環響應低溫脅迫的規律示意圖（圖8）。與20 ℃標準發芽溫度相比，10 ℃低溫脅迫處理下，紫花苜蓿種子胚根線粒體電子傳遞鏈泄漏電子，在線粒體中產生ROS。在種子吸脹初期，AsA-GSH 循環抗氧化酶和抗氧化劑及時清除ROS，隨著低溫脅迫的進一步加重，胚根線粒體抗氧化能力降低，使得ROS 產生速率大于清除速率，最終導致ROS 在胚根線粒體中積累，限制了線粒體抗氧化能力，進而延長了紫花苜蓿種子的萌發進程。

圖8 苜蓿種子胚根線粒體AsA-GSH 循環對低溫脅迫的響應示意圖Fig.8 Response diagram of mitochondrial AsA-GSH cycle in alfalfa seed radicle to low temperature stressI、II、III、IV 和V 分別表示NADH、琥珀酸氧化還原酶、細胞色素C 氧化還原酶、細胞色素C 還原酶和ATP 合成酶；□表示10 ℃/20 ℃，紅色代表上升，白色代表不變，藍色代表下降，從左到右依次為吸脹6、12 和24 h。I，II，III，IV and V represent NADH，succinic acid oxidoreductase，cytochrome C oxidoreductase，cytochrome C reductase and ATP synthase，respectively. Square represents 10 ℃/20 ℃，red square represents a significance increase，white square represents insignificance decrease，blue square represents a significance decrease，from left to right：Imbibition 6，12 and 24 h. MDHAR、DHAR、GSSG 和DHA 分別表示單脫氫抗壞血酸還原酶、脫氫抗壞血酸還原酶、谷胱甘肽和氧化型抗壞血酸。MDHAR，DHAR，GSSG and DHA represent monodehydroascorbate reductase，dehydroascorbate reductase，glutathione and oxidized ascorbate，respectively.

4 結論

低溫脅迫抑制紫花苜蓿種子的萌發及生長，主要表現為降低種子的發芽勢和發芽指數，增加平均發芽時間；通過降低AsA-GSH 循環中GR、MDHAR、POD 活性、AsA 和GSH 含量，使胚根線粒體內的H2O2積累，產生氧化損傷，繼而延緩了種子萌發的正常進程。