投喂方式對斑點叉尾生長性能的影響

張文平，劉洪巖，張世勇*，鐘立強，王明華，陳校輝，

（1.江蘇海洋大學海洋科學與水產學院，江蘇 連云港 222005；2.江蘇省淡水水產研究所，江蘇 南京 210017；3.江蘇省農業種質資源保護與利用平臺，江蘇 南京 210014）

在環境脅迫或人工控制下，魚類停止進食，解除脅迫或人工控制后，魚類恢復攝食，其生長速度得到不同程度的提高，這種生長機制被稱為補償性生長[1]。各種魚類的補償生長能力有所不同[2]，按照恢復程度的不同，將補償性生長分為四類，分別為超補償生長、完全補償生長、不完全補償生長和完全不補償生長[3]。補償生長的機制尚不明確，有3 種可能：（1）在饑餓后增強了攝食欲望，提高了餌料攝入量；（2）在饑餓后提高了餌料轉化率；（3）以上2 種情況同時存在[4]。目前，主要通過測量體質量、體長、質量增加率和餌料轉化率等指標，評估是否存在補償生長和補償生長程度[5-6]。

魚類缺少外來營養物質的補充，代謝發生適應性變化，其通過對體內消化酶的調節，穩定和維持生命活動[7]。在失去外來營養物質的供給，肝臟的代謝反應，是維持機體生命活動能量的主要來源[8]。通過測定肝臟消化酶的變化，以了解機體在饑餓脅迫及復投喂后的代謝調節。在對黑鯛（Acanthopagrus schlegelii）20 d 的饑餓復投喂試驗中發現，饑餓對脂肪酶的調節最為顯著，饑餓時，脂肪酶活力被顯著上調，在復投喂后，其恢復到試驗前水平[9]。在對黃鱔的饑餓研究中發現，隨著饑餓時間的延長，其蛋白酶、淀粉酶和脂肪酶均被顯著下調[10]。

在饑餓脅迫下，魚類體內的營養物質被氧化分解來提供能量。在這個過程中，活性氧的生成速率變高，超量的活性氧所產生的自由基，會造成細胞DNA、脂質與蛋白質等大分子損傷[11]。而體內抗氧化體系的調節，是體內各種分子抵抗自由基氧化的保證[12]。抗氧化體系主要由過氧化氫歧化酶、過氧化氫酶和谷胱甘肽過氧化物酶等組成[13]。

目前，對多種水產生物均開展了饑餓和復投喂過程中機體生長、組織消化酶和抗氧化酶變化規律的研究，如對牙鲆（Paralichthys olivaceus）、黃鱔（Monopterus albus）、團頭魴（Megalobrama amblycephala）等研究[14-16]，而未對斑點叉尾（Ictalurus punctatus）進行系統性研究。斑點叉尾，屬鲇形目（Siluriformes），科（Ictaluridae），是世界上養殖最為廣泛的魚類之一[17]。自20 世紀80 年代引入我國后，先后突破了養殖、苗種繁育、流通、加工等技術難關，已成為斑點叉尾最重要的生產和消費國[18]。現對斑點叉尾開展饑餓和復投喂試驗，并比較其生長性能、消化酶和抗氧化酶活性，以掌握在饑餓脅迫下以及解除脅迫后，斑點叉尾的補償性生長性能和生理響應機制。

1 材料與方法

1.1 時間與地點

2022 年8 月24 日—10 月5 日。試驗地點位于江蘇省淡水水產研究所揚中基地。

1.2 試驗設計

1.3 生長性能指標計算

式中：t2、t1——不同時間，周；

M2、M1——t2、t1時，斑點叉尾體質量，g；

ML——肝臟質量，g；

MB——肝臟對應魚體質量，g；

F——一周投喂量，g。

1.4 抗氧化酶和消化酶活性測定

稱取一定質量肝臟組織樣本，按質量（g）∶體積（mL）=1∶9，加入無菌生理鹽水，在冰水浴條件下進行機械勻漿，于4 ℃、2 500 r/min 離心10 min，收集上清液。按照試劑盒說明書，測定肝臟抗氧化酶、消化酶活性，抗氧化酶包括超氧化物歧化酶（SOD）、過氧化氫酶（CAT）和谷胱甘肽過氧化物酶（GSHPX），消化酶包括蛋白酶（PTA）、脂肪酶（LPA）和淀粉酶（ALA）。試驗用試劑盒均購自南京建成生物工程研究所。

1.5 數據分析

試驗結果以“平均值±標準差”表示。使用Excel 2019 和Origin2021 軟件進行數據處理，采用Origin2021 軟件單因素方差分析模塊，進行差異性比較，P<0.05 作為差異顯著性判斷標準。

2 結果與分析

2.1 CG 組與EG 組斑點叉尾生長性能

表1 CG 組與EG 組斑點叉尾的生長指標①

表1 CG 組與EG 組斑點叉尾的生長指標①

時間點M/gL/cmWGR/%FCE/%CF/（g·cm-3）HSI/%CG-0 d4.83±0.08g8.87±0.08f0.61±0.06d2.27±0.21bc CG-7 d6.09±0.53f9.61±0.21e27.32±11.01bc48.79±18.39bcd0.68±0.04bc1.91±0.15cd

續表

表1 CG 組與EG 組斑點叉尾的生長指標①

①同列數據肩標字母相同表示組間差異不顯著（P>0.05）；字母不同表示組間差異顯著（P<0.05）。

時間點M/gL/cmWGR/%FCE/%CF/（g·cm-3）HSI/%CG-14 d8.12±0.71e10.42±0.35d32.72±12.17b58.45±20.33b0.71±0.03ab1.97±0.11cd CG-21 d9.78±0.89d10.9±0.27d19.94±10.95c35.62±18.30cd0.75±0.05ab2.14±0.36bcd CG-28 d11.43±1.11c11.94±0.27c16.83±12.14c30.05±20.29d0.68±0.05bc1.77±0.16de CG-35 d15.82±1.93b12.98±0.67b33.74±10.57b60.24±17.66b0.72±0.06ab2.10±0.48cd CG-42 d20.84±1.60a14.2±0.51a34.15±8.95b60.98±14.94b0.72±0.08ab2.61±0.04ab EG-0 d4.84±0.02g8.77±0.11f0.63±0.04cd2.27±0.21bc EG-7 d4.51±0.46g9.2±0.24ef6.79±9.54d0.40±0.05e1.00±0.10f EG-14 d4.51±0.25g9.08±0.15ef0.02±6.31d0.60±0.04d0.88±0.23f EG-21 d4.2±0.47g8.94±0.22ef-6.87±10.52d0.58±0.05d1.48±0.14e EG-28 d6.12±0.66f9.62±0.45e45.76±15.83a88.67±28.91a0.69±0.08b2.27±0.12bc EG-35 d7.71±0.61e10.32±0.31d26.00±10.02bc51.74±18.80bc0.70±0.03ab2.03±0.30cd EG-42 d10.02±1.22d10.85±0.71d32.44±14.23b54.73±22.63b0.82±0.21a3.09±0.64a

EG-28 d 的WGR 和FCE 均顯著高于EG-7 d、EG-14 d、EG-21 d、EG-35 d、EG-42 d（P＜0.05），見圖1（a）（b）。EG-7 d、EG-14 d、EG-21 d 的CF 顯著低于CG-7 d、CG-14 d、CG-21 d（P＜0.05）；恢復投喂后，EG-28 d、EG-35 d、EG-42 d 的CF 與CG-28 d、CG-35 d、CG-42 d 相比，無顯著差異（P＞0.05）。見圖1（c）。EG-7 d、EG-14 d、EG-21 d 的HSI 顯著低于CG-7 d、CG-14 d、CG-21 d，復投喂3 周后，EG-42 d 與CG-42 d 無顯著差異（P＞0.05）見圖1（d）。

圖1 CG 組與EG 組在不同投喂階段WGR、FCE、CF 和HIS

2.2 CG 組與EG 組斑點叉尾肝臟組織抗氧化酶

隨著試驗時間的增加，CG-0 d、CG-7 d、CG-14 d、CG-21 d、CG-28 d、CG-35 d、CG-42 d 的CAT 活性逐漸升高，EG-21 d 時，CAT 活性出現下降，但與CG-21 d 相比，無顯著差異（P>0.05），見圖2（a）；在EG-21 d 之后，CAT 活性持續上升，EG-42 d 顯著低于CG-42 d（P＜0.05）。SOD 活性在EG-14 d 時，顯著高于CG-14 d（P＜0.05），EG-21 d 時出現下降，在EG-28 d、EG-35 d、EG-42 d 持續上升，與對照組CG-28 d、CG-35 d、CG-42 d 相比，無顯著差異（P>0.05），見圖2（b）。EG-7 d 和EG-14 d 時，GSHPx 活性持續上升，顯著高于CG-7 d 和CG-14 d（P＜0.05），EG-21 d 時略有下降，但仍顯著高于EG-21 d（P＜0.05）；之后在EG-28 d、EG-35 d、EG-42 d時，持續上升，仍顯著高于CG-28 d、CG-35 d、CG-42 d（P＜0.05），見圖2（c）。

圖2 CG 組與EG 組不同投喂階段CAT、SOD 和GSH-PX 活性

2.3 CG 組與EG 組對斑點叉尾肝臟組織消化酶的影響

EG-7 d、EG-14 d、EG-21 d、EG-28 d、EG-35 d、EG-42 d 的PTA，均顯著低于CG-7 d、CG-14 d、CG-21 d、CG-28 d、CG-35 d、CG-42 d（P＜0.05）；EG-7 d 時，PTA 出現明顯的下降（P＜0.05），至EG-28 d 時，仍保持相對較低的水平；在EG-35 d 之后開始上升，見圖3（a）。EG 組的各時間點的LPA 活性在與對照組沒有顯著差異（P＞0.05），見圖3（b）。CG-0 d、CG-7 d、CG-14 d、CG-21 d、CG-28 d、CG-35 d、CG-42 d 的ALA 活性，一直處于相對平穩狀態，沒有顯著差異（P>0.05）；而EG-0 d、EG-7 d、EG-14 d、EG-21 d、EG-28 d、EG-35 d、EG-42 d 的ALA 活性一直處于上調狀態，與CG-0 d、CG-7 d、CG-14 d、CG-21 d、CG-28 d、CG-35 d、CG-42 d 相比，均被顯著上調（P＜0.05），見圖3（c）。

圖3 CG 與EG 組在不同時間點PTA、LPA 和ALA

3 討論

有研究表明，魚類在受到饑餓脅迫時，會產生大量的活性氧，而抗氧化酶的調節是抵抗自由基氧化的保證[12]。因此常將抗氧化酶活力調節作為環境脅迫程度的指示劑[19]。諸多水產動物在饑餓脅迫下，抗氧化酶活性受到顯著性調節，如葉爾羌高原鰍（Triplophysa Yarkandensis），在饑餓15~20 d，顯著提高了CTA、SOD 和GSH-Px 的活性[20]；日本蟳（Charybdis japonica）在饑餓4 d 時，SOD 活性被顯著上調，CTA 活性在饑餓8 d 時被上調，在饑餓12 d 時被下調[21]。在本試驗中，在3 種抗氧化酶中被調節最為明顯的是GSH-Px，在饑餓和復投喂時，都顯著高于對照組。與CAT 與SOD 不同的是，GSH-Px 不僅能清除過氧化氫，而且具備清除脂質過氧化物的能力，說明在早期饑餓狀態下，即使在復投喂后，脂質過氧化物造成的影響尚未被消除。本試驗中，斑點叉尾與其他魚類相似的是，經過21 d 的饑餓，3 種抗氧化酶都出現過下降的趨勢，但均不顯著，并且在復投喂后出現上調；21 d 的饑餓，是斑點叉尾的饑餓極限，如果延長饑餓時間，3 種抗氧化酶活性會否會出現持續下降，需經過試驗進一步驗證。肝臟是蛋白質、脂肪、糖類3 大營養物質合成、代謝的主要場所，研究肝臟的代謝，是反映饑餓復投喂代謝調節的有效手段[22]。在饑餓情況下，肝臟的代謝反應是維持生命活動的主要能量來源[23-24]。而肝臟中的PTA、ALA 和LPA 在其中發揮重要作用。在對黑鱾（Girella mezina）的饑餓復投喂研究中，肝臟PTA 與LPA 活性被顯著下調，ALA沒有顯著變化[25]。在本試驗中，與黑鱾相似的是斑點叉尾肝臟的PTA，在饑餓第一周（EG-7 d），就被顯著下調，之后的PTA 活性稍有上升，但在EG-21 d 后，一直維持在較低的水平。可能是由于前3 周（EG-21 d）的饑餓。缺少蛋白質的積累，即使在復投喂后，攝入的蛋白質被優先用于生長。而LPA活力在饑餓前14 d（EG-14 d）一直保持上升，甚至超過了CG-14 d，但在EG-21 d 時出現了下降。與黑鱾的饑餓后保持較低活力不同，說明在饑餓情況下，斑點叉尾會保持較高的脂肪代謝，以應對環境脅迫。在對銀鯧幼魚的饑餓研究中[26]，認為ALA 被顯著上調，是由于對能量的急迫需求。但在本試驗中，即使在復投喂后，ALA 依然在被顯著上調。這一現象說明，ALA 被上調，可能并非由能量需求引起。在對哺乳動物的研究中，發現在肝臟受損和胰腺炎等情況下，亦能引起肝臟ALA 的異常調節[27]。說明本試驗中ALA 被上調，可能是由于饑餓導致肝臟組織受損所引起的。