環境RNA技術在水生生態系統生物多樣性監測中的應用

李文瓊, 代書勤, 張 輝, 2, 3, 線薇薇, 2

環境RNA技術在水生生態系統生物多樣性監測中的應用

李文瓊1, 3, 代書勤1, 張 輝1, 2, 3, 線薇薇1, 2

(1. 中國科學院海洋研究所 中國科學院海洋生態與環境科學重點實驗室, 山東 青島 266071; 2. 青島海洋科學與技術試點國家實驗室 海洋生態與環境科學功能實驗室, 山東 青島 266237; 3. 中國科學院大學, 北京 100049)

隨著人類活動在全球范圍內的不斷增強, 水生生態系統的生物多樣性喪失, 群落結構發生巨大變化。因此, 進行準確可靠的生物多樣性監測來確定目標區域的物種豐度和群落結構對生態保護和資源可持續利用至關重要。環境DNA技術(eDNA)作為一種非入侵性的新手段, 正在迅速發展, 然而, eDNA技術易出現假陽性, 從而導致實時生物多樣性監測不準確的現象仍然普遍存在。與eDNA技術相比, 環境RNA技術(eRNA)的快速降解使得它具有減少eDNA監測結果假陽性的潛力。本文概述了eRNA技術在水生生態系統的生物多樣性監測中的可行性, 主要從eRNA技術在水生生態系統中的可檢測性和提高檢測分辨率的潛力兩個方面來介紹; 綜述了eRNA技術目前在水生生態系統生物多樣性監測方面的研究進展; 指出了eRNA技術目前存在的問題并分析了未來的研究方向。本文對未來將eRNA技術實際應用于水生生態系統的生物多樣性監測、生態保護和資源可持續利用具有一定的參考價值。

環境RNA; 生物多樣性; 生態監測; 生態保護

隨著網箱養殖、過度捕撈、礦物及油氣資源開發等人類活動在全球范圍內的不斷增強, 水生生態系統的生物多樣性喪失, 群落結構發生巨大變化[1]。為了在受影響區域實施及時、有效的措施以保護隱蔽的、脆弱的以及瀕危的物種, 提前干預和監管外來物種的入侵行為并保證海洋資源的可持續利用, 探究準確可靠的生物多樣性監測方法來確定目標區域的物種豐度和群落結構是至關重要的[2-3]。

上述挑戰, 以及傳統野外監測方法的局限性, 均促進了基于分子技術的生物多樣性監測的快速發展。新型分子技術引入了對生物多樣性進行非靶向監測的可能性, 它可以探索研究區域的所有群落, 并進一步提供了將某些稀有或未知物種和生態上重要的物種納入生物多樣性監測的可能性[4]。目前應用于生物多樣性監測較為成熟的分子技術是環境DNA(environmental DNA, eDNA)技術, 該技術成本低、破壞性小、準確性高的特點使其越來越頻繁的應用于水生生態監測, 其中包括生物多樣性監測及生物量定量評估。例如, Zhang等[5]基于eDNA 技術研究了長江口及其鄰近水域魚類群落, 結果表明, 與傳統方法相比, eDNA技術能夠更為靈敏地監測到魚類群落結構隨季節的變化。Diao等[6]基于eDNA技術對中國南海的生物多樣性進行監測, 結果表明, 通過eDNA技術成功實現了對三大類群的多樣性監測。以上研究均證明了eDNA技術能夠應用于水生生態系統生物多樣性監測。在Salter等[7]對大西洋鱈魚進行eDNA技術的定量研究中, 將eDNA技術與傳統拖網調查的結果進行比較, 發現大西洋鱈魚的捕獲量與eDNA技術所得結果呈顯著正相關關系, 因此, eDNA技術具有水生生態系統的魚類種群的區域性定量評估的潛力。盡管eDNA技術日漸成熟且廣泛應用于水生生態監測, 然而eDNA在生物體離開后仍在環境中持續存在數周以及在水柱中遷移的能力, 可能導致檢測結果的假陽性, 從而導致實時生物多樣性評估不準確[8-14]。而環境RNA技術(environ-mental RNA, eRNA)有望作為一種高敏感性的補充技術與eDNA技術結合使用來解決這一問題。

eRNA, 指在環境中存在的RNA, 由生物體釋放到周圍環境中, 主要以游離、囊泡或細胞的形式存在, 并在環境介質中發生一段距離的遷移, 之后大部分eRNA迅速降解, 還有極少的eRNA吸附在沉積物顆粒上向下沉降并在深海沉積物中積累[15-17](圖1)。

圖1 環境RNA在海洋中的活動軌跡

eRNA技術指從環境樣本中直接提取RNA片段后進行相關生物多樣性研究。eRNA技術的操作流程主要包括環境樣品采集, 提取樣品中的RNA并將其逆轉錄, 將獲得的互補DNA(complementary DNA, cDNA)作為模板進行PCR擴增, 以及基于高通量測序技術來監測研究區域中的生物多樣性(圖2)。

圖2 eRNA技術的操作流程——以水樣為例

1 環境RNA技術在生物多樣性監測中的可行性

與DNA相比, RNA是一種不太穩定的分子。RNA分子的單鏈結構、致使堿基催化水解的額外羥基的存在以及外源性和內源性RNA酶的普遍存在可能是eRNA的降解速率較eDNA更快的主要原因[18-19]。因此, 普遍認為環境介質中的RNA會因其過快的降解速率而無法檢測到具有生物學意義的數量[20]。然而, 最近的實驗研究表明, eRNA在水生生態系統中具有一定的可檢測性、高釋放率和快速周轉率, 這些eRNA所特有的優勢以及eRNA技術在提高檢查分辨率方面的潛力, 使得eRNA技術在水生生態系統的生物多樣性監測中具有可行性。

1.1 環境RNA在水生生態系統中的可檢測性

Cristescu[15]在闡述eRNA持久性的綜述性文章中表明, 代謝活躍的生物體可以將大量RNA釋放到環境中, 而細胞外囊泡、衣殼等結構的存在能夠防止RNA被RNA酶迅速降解, 從而大大延長了微生物或大型生物釋放到周圍環境中的RNA在環境中的存在時間; von Ammon等[21]在關于eDNA與eRNA分子信號的檢測相關性的研究中表明, eRNA的可檢測性隨著eDNA拷貝數的增加而增加。這些研究為eRNA在水生生態系統中的可檢測性提供了初步的理論依據。之后人們利用水族箱進行受控實驗, 以更具體地探究eRNA在水體環境中的存在時間, 進一步證實了eRNA在水生生態系統中的可檢測性。例如, Wood等[22]以兩種海洋無脊椎動物(纓鰓蟲和柄海鞘)為研究對象, 比較了eDNA和eRNA的可檢測時間, 研究發現eRNA在移除生物體的水族箱中的可檢測時間長達13 h, 比eDNA時間要短; Mérou等[23]在檢測受感染牡蠣中的牡蠣寄生蟲的eDNA和eRNA在海水中存在時間的實驗中發現, 牡蠣寄生蟲的eRNA能夠持續存在30 d, 比eDNA的存在時間還長; Marshall等[24]基于eDNA技術和eRNA技術, 采集了移除斑馬貽貝和條紋貽貝后的水族箱樣品進行研究, 結果表明在移除生物體的3 d后僅檢測到核糖體RNA(ribosomal RNA, rRNA)基因靶標, 而H2B信使RNA(messenger RNA, mRNA)基因靶標在24 h后就無法檢測到。在最近的2項探究環境條件對eRNA降解速率影響的實驗中, Qian等[25]調查了溫度對中國對蝦eRNA可檢測時間的影響, 結果顯示eRNA在低溫下可檢測時間較長(22 h左右), 而隨著溫度的升高, eRNA的可檢測時間縮短至11 h左右; Kagzi等[26]在基于pH梯度探究蚤狀溞eRNA的存在時間的研究中發現, pH值的變化對其eRNA的存在時間影響不大, 范圍約為21～27 h。在最近的一項野外試驗中, Littlefair等[27]發現, 野外采集水樣后低溫儲存2～5 h仍然可以檢測到來自eRNA的可靠信號。因此, eRNA可以足夠持久的存在于水體環境中, 這使得eRNA具有一定的可檢測性。

1.2 環境RNA技術的檢測分辨率

eDNA技術的分辨率僅限于物種水平的檢測或種群水平的遺傳推斷, 而eRNA技術在這方面具有超越eDNA技術的潛力[28]。多年來, 侵入性生物監測方法一直使用從組織或整個生物體產生的 mRNA圖譜來闡明個體的生物學狀態[29-30]。從微觀上來說, mRNA反映了來源生物的轉錄圖譜。個體隨時間推移或者來自不同環境的個體之間所產生的mRNA圖譜的變化可以作為生物體對特定環境應激源反應的特征。也就是說, 擁有相似基因圖譜的生物體, 根據它們的發育階段、生理狀態、遺傳背景或表型的不同, 可能會在轉錄圖譜中表現出顯著的差異[31-34]。

由于RNA序列只由在生物體組織內轉錄活躍的基因產生, 因此不同狀態的同種生物之間相應的轉錄特征可以由生物體產生的eRNA來反映, 而這種生物特征可以在一段時間內檢測到[22, 24]。因此, Yates[20]認為eRNA技術能夠比eDNA技術以更高的檢測分辨率來更精確地反映物種的存在, 并提供物種存在與否之外的信息, 這個過程可以通過使用高特異性靶向分析檢測eRNA序列, 反映從環境樣品中檢測到產生的特異性或強烈上調的eRNA轉錄物相應的生理狀態來實現。Tsuri等[35]的研究首次證明了eRNA技術具有提高檢測分辨率的能力, 研究通過斑馬魚eRNA的mRNA分型來確認遺傳分子的組織來源, 發現一部分特定的靶向組織的mRNAs是在水中檢測到的eRNA的來源, 這進一步證明了eRNA技術具有監測水生脊椎動物生理狀態的潛力。因此, eRNA技術有望通過檢測不同生理狀態特異性表達的mRNA分型來監測生物個體的生理狀態, 從而提高生物多樣性監測的檢測分辨率, 以更好的進行生態保護, 進一步實現資源可持續利用。

2 環境RNA技術的研究進展

自2010年以來, 隨著生物技術特別是高通量測序技術的飛速發展, 越來越多的研究利用eRNA技術監測復雜的生態系統的不同生物的多樣性, 主要包括陸地以及水生生態系統等, 其中與水生生態系統有關的研究約占eRNA技術相關研究總數的89%[36-43](圖3)。

圖3 環境RNA研究統計

截至2022年7月, 相比于較為成熟并已投入實際應用的eDNA技術, 大多數評估eRNA技術對生物多樣性監測的適用性的研究都是概念驗證研究, 還有一部分是與eDNA技術進行對比或作為傳統監測方法和eDNA技術的補充方法進行的實驗研究。雖然eRNA技術主要用于監測水生生態系統生物多樣性, 但其中多數研究主要集中在海洋沉積環境中的原核生物、微型真核生物等小型生物的多樣性監測上, 而利用eRNA技術監測海洋水體環境中的魚類等大型生物的生物多樣性的研究相對較少(圖4)。

圖4 以小型生物與大型真核生物為研究對象的環境RNA研究統計

2.1 環境RNA技術在小型生物多樣性監測中的應用

自2014年以來, 許多研究將eRNA技術用于水生生態系統的沉積環境和水體環境中原核生物、微型真核生物等小型生物的多樣性監測上, 并與基于eDNA技術和傳統的監測方法所得數據進行了比較, 以反映沉積物和水體中小型生物的多樣性受人類活動的影響, 評估eRNA技術在監測水生生態系統的生物多樣性方面的可行性。盡管一部分研究認為, eDNA技術在進行生物多樣性監測方面的可行性與eRNA技術一致甚至更高[41, 44-47]。但更多研究發現, eRNA技術在生物多樣性監測方面有相較eDNA技術所特有的優勢, 因此能夠作為一種監測水生生態系統的小型生物多樣性的有力工具(表1)。

表1 eRNA 技術應用在小型生物群落監測中的文獻統計

續表

在水生生態系統的沉積環境中, Pawlowski等[44, 50]和Pochon等[49]對海洋漁業養殖場沉積物中的有孔蟲進行監測, 發現eRNA技術能夠更加強烈地檢測到有孔蟲物種豐富度隨著有機富集程度的增加而急劇下降; Pochon等[49]基于eRNA技術所推斷的不同流量養殖場之間的有孔蟲群落結構與基于eDNA技術及傳統的監測方法的所得結果一致, 且eRNA技術所得數據與各項生物指數及環境變量之間存在比eDNA技術更強的相關性; Laroche等[41, 46, 51]在監測近海石油鉆井對有孔蟲群落影響的研究中發現eRNA技術所得數據與環境變量及空間梯度之間的相關性更強, 且能夠更好地反映人類活動對α多樣性的影響。Lejzerowicz等[48]監測了蘇格蘭鮭魚養殖場中微型后生動物的生物多樣性, 證明了基于eRNA技術推斷的生物指數能更好地反映與基于傳統監測方法所得生物指數之間的相關性; Forster等[56]以纖毛蟲為研究對象, 發現基于eRNA技術的纖毛蟲群落監測的分辨率比基于eDNA技術的更高; Huang等[61]在對黃海冷水團內外底棲微型真核生物群落結構進行調查的研究顯示, eRNA技術分析在監測海洋底棲微型真核生物的空間分布方面具有很大優勢。在水生生態系統的水體環境中, Marquardt等[52]和Meshram等[53]在監測挪威西斯皮茨卑爾根島海水中的原生生物及微型藻類的生物多樣性研究中得出, eRNA技術能夠更好地反映微型真核生物群落中纖毛蟲類群的存在; Pochon等[54]對新西蘭附近碼頭的船艙壓載水樣品進行調查, 發現基于eRNA技術與eDNA技術所得數據之間存在差異, 且更為突出地反映了纖毛蟲等微型后生動物的生物多樣性。eRNA技術可以作為水生生態系統小型生物多樣性監測的有效工具。

2.2 環境RNA技術在大型生物多樣性監測中的應用

eRNA技術的相關研究多聚焦于海洋、淡水沉積物中的小型生物多樣性的監測, 而以水生生態系統中的魚類等大型生物為研究對象的相關研究較少。但自2020年開始, 一些利用eRNA技術來監測水生生態系統中大型生物多樣性的研究證實, 其可以作為eDNA技術的一種補充工具來監測魚類等大型生物的群落結構和物種多樣性(表2)。

表2 eRNA技術應用在大型真核生物群落監測中的研究統計

在水族箱實驗的基礎上, Tsuri等[35]成功檢測了斑馬魚的6個特異性mRNA靶標; Miyata等[65]通過eRNA技術靶向在日本那珂河中采集的水樣中的線粒體12S rRNA基因, 成功地對魚類進行了eRNA技術的分析, 結果顯示eRNA技術對環境中存在物種的檢測敏感性略高于eDNA技術, 而陽性預測性明顯高于eDNA技術, 同時, eRNA技術所得數據與傳統的實地調查所得物種豐度之間的相關性高于eDNA技術, 因此, 可以得出eRNA技術具有更強的潛力來識別實際存在于采樣點的代謝活躍的魚類物種組合; Littlefair等[27]利用eRNA技術來調查加拿大IISD實驗淡水湖區中采集的水樣, 研究成功確認eRNA來源于魚類生物, 且實現了與eDNA技術相似的魚類物種檢測率, 甚至其檢測到的真陽性率明顯更高, 說明eRNA技術能夠準確檢測到更多的已知存在于湖泊中的物種。因此, eRNA技術在監測水生生態系統中包括魚類在內的大型真核生物的多樣性方面是切實可行的。

2.3 環境RNA技術與環境DNA技術相結合

自2016年以來, 大量研究對水生生態系統中的小型生物多樣性進行監測, 證明了將eRNA技術與eDNA技術結合使用, 能夠監測最近存在于研究區域的代謝活躍的生物類群, 有效改善eDNA技術所產生的假陽性, 以提高檢測結果的準確性。Meshram等[53]的研究顯示, 將二者結合使用可以解釋已識別分類群的代謝活性水平; Pochon等[54]在調查船舶壓載水樣品的研究中, 進一步證實了eRNA技術能夠確定環境樣品中是否存在代謝活躍的生物體; Lejzerowicz等[62]監測太平洋上克拉里昂-克利珀頓區深海底棲微型真核生物的生物多樣性, 結果表明eRNA技術可以更準確地描繪深海群落在空間和時間上的斑塊性, 從而反映代謝活躍的、更短的時間尺度內的生物多樣性。Laroche等[41, 46]研究表明, 結合eRNA技術和eDNA技術所得數據、建立共享數據集, 有望成為處理遺留DNA、減少假陽性更為有效的方法; Greco等[64]監測圍隔生態系統中鉻含量不同的沉積物中底棲有孔蟲群落所受的影響, 結果表明結合使用eRNA技術和eDNA技術有利于更準確地捕捉生態影響; López- Escardó等[55]在基于eRNA技術調查歐洲六6個沿海地點采集的水柱和沉積物樣品的研究中發現, 使用eRNA技術和eDNA技術所得的共享數據集能夠更好地監測研究區域的生物多樣性。因此, eRNA技術有望成為eDNA技術的有力補充。

3 環境RNA技術存在的問題及改進措施

eRNA技術可以與eDNA技術優勢互補、結合使用來提高監測水生生態系統生物多樣性的準確度, 但迄今為止, eRNA技術與eDNA技術仍然存在很多問題亟待解決。因此, 將eRNA技術作為新型補充工具投入實際應用還需要很多努力(表3)。

表3 eDNA和eRNA技術監測生物多樣性的優缺點總結

一方面, 相比于eDNA技術, eRNA的快速降解使eRNA技術投入應用的條件更為嚴格[54]。具體表現在eRNA技術在樣品采集、保存以及提取過程中, 為了確保能夠獲得足量的eRNA以用于下游分析, 需要付出比eDNA技術更多的成本和時間。在目前的研究中, 將樣品低溫保存或儲存在RNA保存液中通常是最大限度地減少現場采樣和實驗室處理之間eRNA損失的方法。然而, 低溫保存以及RNA保存液昂貴的成本, 使得eRNA技術的實際應用存在限制[70]。另一方面, 與eRNA的組成、來源、濃度等相關的問題還沒有明確的結論, 且水生生態系統中eRNA釋放和降解的相關研究均是在封閉的水族箱中針對有限的目標物種進行的, 并不能完全還原自然環境對eRNA的影響, 也無法推斷各項研究結果之間存在差異甚至完全相反的原因[20]。

因此, 需要針對eRNA的敏感性來進一步研究專門、廉價且能夠廣泛應用的采樣、保存以及提取方法, 從而得到濃度高、穩定性好的eRNA以用于下游分析。另外, 需要對eRNA自身存在的問題及自然環境中不同物種的eRNA的釋放和降解進行進一步研究。

4 結論與展望

eRNA技術主要通過收集環境中的RNA片段來實現相關生物多樣性的監測調查。作為一種新穎的分子技術, 目前關于eRNA技術的研究大多是概念驗證和實驗性研究。在研究對象上, 目前基于eRNA技術的研究多集中于水生生態系統沉積環境中的原生生物等小型生物, 而有關水生生態系統中水體環境中的魚類等大型真核生物的研究相對較少; 在全球范圍內, 目前基于eRNA技術監測水生生態系統生物多樣性的研究主要集中在新西蘭、日本、加拿大等發達國家, 而國內基于eRNA技術的相關研究相對空缺。但eRNA技術具有不容忽視的應用價值, 在未來仍需國內外的科研工作者們進一步開展相關研究, 特別是對海洋水體環境中的魚類等大型真核生物多樣性的研究, 以充分發揮eRNA技術的優勢和潛力, 為海洋生物多樣性監測提供理論支持和技術手段。

目前, 將eRNA技術投入實際應用還需要解決很多問題。第一, 需要進一步對生物所釋放的eRNA在自然環境中的可檢測性進行確定; 第二, 需要標準化eRNA技術的采集方法; 第三, 需要進一步解決eRNA本身所存在的問題。eRNA技術的投入使用將有望準確監測最近存在于研究區域的代謝活躍的生物類群的生物多樣性, 減少eDNA技術帶來的假陽性, 傳遞生物個體生理狀態、環境壓力響應和繁殖狀態信息, 提高實際應用中的檢測分辨率, 從而實現高靈敏度分析, 這有助于更準確地監測人類活動造成的環境擾動并為生態保護和資源可持續提供新的信息。但應當注意的是, eRNA技術并不能完全替代eDNA技術, 應將二者結合應用, 優勢互補, 以有效減少誤差的出現, 提高研究的準確性, 在水生生態系統生物多樣性監測方面共同發揮作用。

[1] Zizka V M A, Koschorreck J, Khan C C, et al. Long-term archival of environmental samples empowers biodiversity monitoring and ecological research[J]. Environmental Sciences Europe, 2022, 34(1): 40.

[2] Ficetola G F, Miaud C, Pompanon F, et al. Species detection using environmental DNA from water samples[J]. Biology Letters, 2008, 4(4): 423-425.

[3] Rees H C, Maddison B C, Middleditch D J, et al. The detection of aquatic animal species using environmental DNA-a review of eDNA as a survey tool in ecology[J]. Journal of Applied Ecology, 2014, 51(5): 1450-1459.

[4] Darling J A, Galil B S, Carvalho G R, et al. Recommendations for developing and applying genetic tools to assess and manage biological invasions in marine ecosystems[J]. Marine Policy, 2017, 85: 54-64.

[5] Zhang H, Yoshizawa S, Iwasaki W, et al. Seasonal fish assemblage structure using environmental DNA in the Yangtze Estuary and its adjacent waters[J]. Frontiers in Marine Science, 2019, 6: 515.

[6] Diao C Y, Jia H, Guo S J, et al. Biodiversity exploration in autumn using environmental DNA in the South China sea[J]. Environmental Research, 2022, 204: 112357.

[7] Salter I, Joensen M, Kristiansen R, et al. Environmental DNA concentrations are correlated with regional biomass of Atlantic cod in oceanic waters[J]. Communications Biology, 2019, 2: 461.

[8] Barnes M A, Turner C R, Jerde C L, et al. Environmental conditions influence eDNA persistence in aquatic systems[J]. Environmental Science & Technology, 2014, 48(3): 1819-1827.

[9] Dejean T, Valentini A, Duparc A, et al. Persistence of environmental DNA in freshwater ecosystems[J]. PloS One, 2011, 6(8): e23398.

[10] Goldberg C S, Sepulveda A, Ray A, et al. Environmental DNA as a new method for early detection of New Zealand mudsnails ()[J]. Freshwater Science, 2013, 32(3): 792-800.

[11] Thomsen P F, Kielgast J, Iversen L L, et al. Monitoring endangered freshwater biodiversity using environmental DNA[J]. Molecular Ecology, 2012, 21(11): 2565-2573.

[12] Deiner K, Altermatt F. Transport distance of invertebrate environmental DNA in a natural river[J]. PloS One, 2014, 9(2): e88786.

[13] Shogren A J, Tank J L, Andruszkiewicz E, et al. Controls on eDNA movement in streams: Transport, retention, and resuspension[J]. Scientific Reports, 2017, 7: 5065.

[14] Cristescu M E, Hebert P D N. Uses and misuses of environmental DNA in biodiversity science and conservation[J]. Annual Review of Ecology Evolution and Systematics, 2018, 49(1): 209-230.

[15] Cristescu M E. Can environmental RNA revolutionize biodiversity science?[J]. Trends in Ecology & Evolution, 2019, 34(8): 694-697.

[16] Torti A, Lever M A, Jorgensen B B. Origin, dynamics, and implications of extracellular DNA pools in marine sediments[J]. Marine Genomics, 2015, 24: 185-196.

[17] Orsi W, iddle J F, Edgcomb V. Deep sequencing of subseafloor eukaryotic rRNA reveals active Fungi across marine subsurface provinces[J]. PloS One, 2013, 8(2): e56335.

[18] Li Y F, Breaker R R. Kinetics of RNA degradation by specific base catalysis of transesterification involving the 2’-hydroxyl group[J]. Journal of the American Chemical Society, 1999, 121(23): 5364-5372.

[19] Chee T S, Chin Y B. DNA, RNA, and protein extraction: The past and the present[J]. Journal of Biomedicine & Biotechnology, 2009, 2009: 574398.

[20] Yates M C, Derry A M, Cristescu M E. Opinion environmental RNA: A revolution in ecological resolution?[J]. Trends in Ecology & Evolution, 2021, 36(7): 601-609.

[21] Von Ammon U, Wood S A, Laroche O, et al. Linking environmental DNA and RNA for improved detection of the marine invasive fanworm[J]. Frontiers in Marine Science, 2019, 6: 00621.

[22] Wood S A, Biessy L, Latchford J L, et al. Release and degradation of environmental DNA and RNA in a marine system[J]. Science of the Total Environment, 2020, 704: 135314.

[23] Mérou N, Lecadet C, Pouvreau S, et al. An eDNA/eRNA-based approach to investigate the life cycle of non-cultivable shellfish micro-parasites: the case of, a parasite of the European flat oyster[J]. Microbial Biotechnology, 2020, 13(6): 1807-1818.

[24] Marshall N T, Vanderploeg H A, Chaganti S R. Environmental (e)RNA advances the reliability of eDNA by predicting its age[J]. Scientific Reports, 2021, 11(1): 2769.

[25] Qian T Y, Shan X J, Wang W J, et al. Effects of temperature on the timeliness of eDNA/eRNA: A case study of[J]. Water, 2022, 14(7): 1155.

[26] Kagzi K, Hechler R M, Fussmann G F, et al. Environmental RNA degrades more rapidly than environmental DNA across a broad range of pH conditions[J]. Molecular Ecology Resources, 2022, 22(7): 2640-2650.

[27] Littlefair J E, Rennie M D, Cristescu M E. Environmental nucleic acids: A field-based comparison for monitoring freshwater habitats using eDNA and eRNA[J]. Molecular Ecology Resources, 2022, 22(8): 2928-2940.

[28] Sigsgaard E E, Jensen M R, Winkelmann I E, et al. Population-level inferences from environmental DNA-Current status and future perspectives[J]. Evolutionary Applications, 2020, 13(2): 245-262.

[29] Tom M, Auslander M. Transcript and protein environmental biomarkers in fish—a review[J]. Chemosphere, 2005, 59(2): 155-162.

[30] Raftos D A, Melwani A R, Haynes P A, et al. The biology of environmental stress: molecular biomarkers in Sydney rock oysters ()[J]. Environmental Science-Processes & Impacts, 2016, 18(10): 1359-1359.

[31] Akbarzadeh A, Gnther O, Houde A L, et al. Developing specific molecular biomarkers for thermal stress in salmonids[J]. BMC Genomics, 2018, 19(1): 749.

[32] Debes P V, Normandeau E, Fraser D J, et al. Differences in transcription levels among wild, domesticated, and hybrid Atlantic salmon () from two environments[J]. Molecular Ecology, 2012, 21(11): 2574-2587.

[33] Spanier K I, Mieke J, Ellen D, et al. Conserved transcription factors steer growth-related genomic programs in daphnia[J]. Genome Biology & Evolution, 2017, 9(6): 1821-1842.

[34] Watanabe Y, Tanaka R, Kobayashi H, et al. Metamorphosis-dependent transcriptional regulation of, a noveltype I keratin gene[J]. Developmental Dynamics, 2002, 225(4): 561-570.

[35] Tsuri K, Ikeda S, Hirohara T, et al. Messenger RNA typing of environmental RNA (eRNA): A case study on zebrafish tank water with perspectives for the future development of eRNA analysis on aquatic vertebrates[J]. Environmental DNA, 2020, 3(1): 14-21.

[36] Pareek C S, Smoczynski R, Tretyn A. Sequencing technologies and genome sequencing[J]. Journal of Applied Genetics, 2011, 52(4): 413-435.

[37] Soon W W, Hariharan M, Snyder M P. High-throughput sequencing for biology and medicine[J]. Molecular Systems Biology, 2013, 9: 640.

[38] Adrian-Kalchhauser I, Burkhardt-Holm P. An eDNA assay to monitor a globally invasive fish species from flowing freshwater[J]. PloS One, 2016, 11(1): e0147558.

[39] Clusa L, Ardura A, Gower F, et al. An easy phylogenetically informative method to trace the globally invasivemud snail from River’s eDNA[J]. PloS One, 2016, 11(10): e0162899.

[40] Eichmiller J J, Bajer P G, Sorensen P W. The Relationship between the distribution of common carp and their environmental DNA in a small lake[J]. PloS One, 2014, 9(11): e112611.

[41] Laroche O, Wood S A, Tremblay L A, et al. Metabarcoding monitoring analysis: the pros and cons of using co-extracted environmental DNA and RNA data to assess offshore oil production impacts on benthic communities[J]. Peerj, 2017, 5: e3347.

[42] Stoeckle M Y, Soboleva L, Charlop- Powers Z. Aquatic environmental DNA detects seasonal fish abundance and habitat preference in an urban estuary[J]. PloS One, 2017, 12(4): e0175186.

[43] Wood S A, Pochon X, Ming W, et al. Considerations for incorporating real-time PCR assays into routine marine biosecurity surveillance programmes: a case study targeting the Mediterranean fanworm () and club tunicate ()[J]. Genome, 2019, 62(3): 137-146.

[44] Pawlowski J, Esling P, Lejzerowicz F, et al. Environmental monitoring through protist next-generation sequencing metabarcoding: assessing the impact of fish farming on benthic foraminifera communities[J]. Molecular Ecology Resources, 2014, 14(6): 1129-1140.

[45] Guardiola M, Wangensteen O S, Taberlet P, et al. Spatio-temporal monitoring of deep-sea communities using metabarcoding of sediment DNA and RNA[J]. Peerj, 2016, 4: e2807.

[46] Laroche O, Wood S A, Tremblay L A, et al. A cross-taxa study using environmental DNA/RNA metabarcoding to measure biological impacts of offshore oil and gas drilling and production operations[J]. Marine Pollution Bulletin, 2018, 127: 97-107.

[47] Keeley N, Wood S A, Pochon X. Development and preliminary validation of a multi-trophic metabarcoding biotic index for monitoring benthic organic enrichment[J]. Ecological Indicators, 2018, 85: 1044-1057.

[48] Lejzerowicz F, Esling P, Pillet L, et al. High-throughput sequencing and morphology perform equally well for benthic monitoring of marine ecosystems[J]. Scientific Reports, 2015, 5: 13932.

[49] Pochon X, Wood S A, Keeley N B, et al. Accurate assessment of the impact of salmon farming on benthic sediment enrichment using foraminiferal metabarcoding[J]. Marine Pollution Bulletin, 2015, 100(1): 370-382.

[50] Pawlowski J, Esling P, Lejzerowicz F, et al. Benthic monitoring of salmon farms in Norway using foraminiferal metabarcoding[J]. Aquaculture Environment Interactions, 2016, 8: 371-386.

[51] Laroche O, Wood S A, Tremblay L A, et al. First evaluation of foraminiferal metabarcoding for monitoring environmental impact from an offshore oil drilling site[J]. Marine Environmental Research, 2016, 120: 225-235.

[52] Marquardt M, Vader A, Stubner E I, et al. Strong seasonality of marine microbial eukaryotes in a high-Arctic fjord (Isfjorden, in West Spitsbergen, Norway)[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2016, 82(6): 1868-1880.

[53] Meshram A R, Vader A, Kristiansen S, et al. Microbial eukaryotes in an Arctic under-ice spring bloom north of Svalbard[J]. Frontiers in Microbiology, 2017, 8: 1099.

[54] Pochon X, Anastasija Z, Fletcher L M, et al. Wanted dead or alive? Using metabarcoding of environmental DNA and RNA to distinguish living assemblages for biosecurity applications[J]. PloS One, 2017, 12(11): e0187636.

[55] López-EscardóD, Paps J, Vargas C D, et al. Metabarcoding analysis on European coastal samples reveals new molecular metazoan diversity[J]. Scientific Reports, 2018, 8: 9106.

[56] Forster D, Filker S, Kochems R, et al. A comparison of different ciliate metabarcode genes as bioindicators for environmental impact assessments of salmon aquaculture[J]. Journal of Eukaryotic Microbiology, 2019, 66(2): 294-308.

[57] Brandt M I, Trouche B, Henry N, et al. An assessment of environmental metabarcoding protocols aiming at favoring contemporary biodiversity in inventories of deep-sea communities[J]. Frontiers in Marine Science, 2020, 7: 234.

[58] Broman E, Bonaglia S, Norkko A, et al. High throughput shotgun sequencing of eRNA reveals taxonomic and derived functional shifts across a benthic productivity gradient[J]. Molecular Ecology, 2021, 30(13): 3023-3039.

[59] Kitahashi T, Sugime S, Inomata K, et al. Meiofaunal diversity at a seamount in the pacific ocean: A comprehensive study using environmental DNA and RNA[J]. Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers, 2020, 160: 103253.

[60] Iburg S, Nybom I, Bonaglia S, et al. Organic contaminant mixture significantly changes microbenthic community structure and increases the expression of PAH degradation genes[J]. Frontiers in Environmental Science, 2020, 8: 128.

[61] Huang P P, Zhao F, Xu K D, et al. Are marine benthic microeukaryotes different from macrobenthos in terms of regional geographical distribution? New insights revealed by RNA metabarcoding[J]. Continental Shelf Research, 2020, 209: 104255.

[62] Lejzerowicz F, Gooday A J, Angeles I B, et al. Eukaryotic biodiversity and spatial patterns in the Clarion-Clipperton Zone and other abyssal regions: Insights from sediment DNA and RNA metabarcoding[J]. Frontiers in Marine Science, 2021, 8: 671033.

[63] Pearman J K, Biessy L, Howarth J D, et al. Deciphering the molecular signal from past and alive bacterial communities in aquatic sedimentary archives[J]. Molecular Ecology Resources, 2022, 22(3): 877-890.

[64] Greco M, Lejzerowicz F, Reo E, et al. Environmental RNA outperforms eDNA metabarcoding in assessing impact of marine pollution: A chromium-spiked mesocosm test[J]. Chemosphere, 2022, 298: 134239.

[65] Miyata K, Inoue Y, Amano Y, et al. Fish environmental RNA enables precise ecological surveys with high positive predictivity[J]. Ecological Indicators, 2021, 128: 107796.

[66] Hirai J, Hidaka K, Nagai S, et al. DNA/RNA metabarcoding and morphological analysis of epipelagic copepod communities in the Izu Ridge off the southern coast of Japan[J]. Ices Journal of Marine Science, 2021, 78(9): 3444-3456.

[67] Brand S C, Jeffs A G, Von Ammon U, et al. Assessing the presence, settlement and growth of the invasive Mediterranean fanworm,, on mussel farms[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2022, 554: 151767.

[68] 刁曹鋆, 王聞, 線薇薇, 等. 環境DNA技術在漁業資源生物量評估中的研究進展: 現狀與展望[J]. 海洋科學, 2022, 46(2): 135-144. DIAO Caoyun, WANG Wen, XIAN Weiwei, et al. Role of the environmental DNA technology application in the biomass assessment of the fishery resource: current status and future perpectives[J]. Marine Sciences, 2022, 46(2): 135-144.

[69] 張輝, 線薇薇. 環境DNA在生態保護和監測中的應用[J]. 海洋科學, 2020, 44(7): 96-102. ZHANG Hui, XIAN Weiwei. Application of environmental DNA technology in ecological conservation and monitoring[J]. Marine Sciences, 2020, 44(7): 96-102.

[70] Bowers H A, Pochon X, Von Ammon U, et al. Towards the optimization of eDNA/eRNA sampling technologies for marine biosecurity surveillance[J]. Water, 2021, 13(8): 1113.

Application of environmental RNA technology in biodiversity monitoring of the aquatic ecosystem

LI Wen-qiong1, 3, DAI Shu-qin1, ZHANG Hui1, 2, 3, XIAN Wei-wei1, 2

(1. CAS Key Laboratory of Marine Ecology and Environmental Sciences, Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Qingdao 266071, China; 2. Laboratory for Marine Ecology and Environmental Science, Pilot National Laboratory for Marine Science and Technology (Qingdao), Qingdao 266237, China; 3. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China)

The continuous increase in human activities worldwide has caused a loss of aquatic biodiversity and a dramatic change in the aquatic community structure. Therefore, accurate and reliable biodiversity monitoring is essential for ecological conservation and sustainable resource use to determine species abundance and community structure in target areas. Environmental DNA (eDNA) technology is a new and noninvasive monitoring method that is rapidly developing. However, eDNA technology is prone to false positives, which lead to inaccurate real-time biodiversity monitoring that is still widespread. Owing to its rapid degradation, environmental RNA (eRNA) is potentially less prone to false positives than eDNA. This paper summarized the feasibility of eRNA in biodiversity monitoring of the aquatic ecosystem, primarily focusing on its detectability and potential to improve detection resolution in the aquatic ecosystem. Furthermore, the current research progress in the field of eRNA was also summarized. Finally, the current challenges associated with using eRNA were discussed, and a possible future research direction was proposed. This paper can provide a valuable reference for the practical application of eRNA in biodiversity monitoring, ecological conservation, and sustainable use of resources in aquatic ecosystems in the future.

environmental RNA; biodiversity, ecological monitoring; ecological conservation

Nov. 1, 2022

[National Key Research and Development Project of China, No. 2022YFE0112800; National Natural Science Foundation of China, No. 42111540159; Youth Innovation Promotion Association CAS, No. 2020211]

P735

A

1000-3096(2023)8-0090-11

10.11759/hykx20221101002

2022-11-01;

2022-12-02

國家重點研發計劃項目(2022YFE0112800); 國家自然科學基金(42111540159); 中國科學院青年創新促進會(2020211)

李文瓊(1999—), 女, 山東泰安人, 碩士研究生, 主要研究方向為漁業生態, E-mail: liwenqiong@qdio.ac.cn; 張輝(1986—), 通信作者, 男, 山東安丘人, 研究員, 主要研究方向為漁業生態, E-mail: zhanghui@qdio.ac.cn

(本文編輯: 趙衛紅)