金松酸對高脂飲食誘導的肥胖小鼠肝臟脂質代謝的影響

楊興文，姚詩煒，盧紅伶，蔣陳凱，胡文君，馮永才，陳振濱，沈國新，相興偉1,，陳 琳,

（1.浙江工業大學食品科學與工程學院，浙江湖州 313200；2.浙江省農業科學院蠶桑與茶葉研究所，浙江杭州 310021；3.諸暨綠康生物科技有限公司，浙江紹興 311800）

肥胖是人類目前最緊迫的公共健康問題之一[1]，主要是由能量攝入、消耗以及儲存之間的不平衡所造成[2]。據報道，截止到2019 年，青少年肥胖率和成人肥胖率分別增長至11.5%和16.4%[3]，在全球范圍內肥胖和超重作為導致人類死亡的危險因素位居第五，肥胖每年導致的成人死亡人數超過340 萬[4]。同時，肥胖是造成一系列慢性疾病的因素之一，包括心血管疾病[5]、糖尿病[6]、慢性腎病[7]、非酒精性脂肪肝[8]、代謝綜合征[9]和許多癌癥[10]，以及其他并發癥。改善肥胖途徑主要包括節食、服藥和外科手術等，然而每種方法都存在一定的弊端，如節食難以長期堅持，且可能會對大腦造成不良影響。而藥物的副作用較為明顯，手術的風險也更大[11]。因此尋求安全高效預防肥胖的活性物質非常必要。

香榧（Torreya grandis），是我國的藥食同源食物[12]，具有一定的降脂功效[13]。香榧起源于中國，是一種常綠樹種，主要分布于中國亞熱帶丘陵地區，以其可食用且營養價值豐富的種子而聞名[14]。香榧籽油脂含量豐富，約為40%～65%[15]，且富含角鯊烯、生育酚、甾醇等天然生物活性物質[16]，具有抗炎[17]、抗腫瘤[18]、降脂[13]等諸多生理作用。

香榧仁油是多不飽和脂肪酸的良好來源[19]，其含量約為52.58%～56.50%[20]，其中以非亞甲基間斷多不飽和脂肪酸和具有順-5 乙烯鍵的多不飽和脂肪酸為主。非亞甲基間斷多不飽和脂肪酸包含一種特殊脂肪酸—順5,11,14－二十碳三烯酸，即金松酸（sciadonic acid，SA），含量為6.68%～11.20%[21-22]。有研究表明，SA 能通過減少體內自由基的產生達到減輕氧化應激的效果，并可抑制肝臟和血清中涉及脂肪酸合成酶的活性、提高肉毒堿棕櫚酰基轉移酶和酰基輔酶A 氧化酶的活性，進而調節小鼠的血脂水平，改善肥胖[1]。碳水化合物引起的高甘油三酯血癥與肥胖密切相關[23]，研究表明SA 作為肝臟Δ9-不飽和酶SCD1 的抑制劑，能夠降低血漿中甘油三酯含量，調節高甘油三酯血癥[24]，進而改善肥胖。雖然當前研究已證明SA 具有一定的減肥作用，但對香榧籽油中SA 改善肥胖的降脂機制研究甚少。

本文在已有研究的基礎上，以高脂高糖飼料飼喂C57BL/6J 小鼠，建立肥胖模型，并在造模的同時使用低、中、高三種劑量的SA 進行干預，16 周后檢測小鼠與肥胖和脂質代謝相關的生理生化指標，旨在更加深入地揭示SA 調節高脂飲食誘導的肥胖小鼠肝臟脂質代謝紊亂的作用機制，以期為金松酸降脂減重功能食品的開發提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

香榧（細榧）于2022 年購自浙江省諸暨市浙江旭璟健康科技有限公司，在干燥陰涼處堆漚至假種皮柔軟，剝離假種皮后晾曬種子，蒸餾水沖洗后再次晾曬，得到香榧籽；雄性C57BL/6 小鼠（質量合格證編號20170005070777）四周齡，體重18～22 g，杭州杭斯生物科技有限公司；小鼠高脂糧（45%）、小鼠普通糧、小鼠墊料 蘇州雙獅實驗動物飼料科技有限公司；總膽固醇（TC）、甘油三酯（TG）、游離脂肪酸（NEFA）、高密度脂蛋白膽固醇（HDL-C）、低密度脂蛋白膽固醇（LDL-C）、谷丙氨酸轉氨酶（ALT）、門冬氨酸氨基轉移酶（AST）、超氧化物歧化酶（SOD）、丙二醛（MDA）、谷胱甘肽過氧化酶（GSH-Px）試劑盒南京建成生物工程研究所；白介素6（IL-6）、白介素1β（IL-1β）試劑盒 武漢博士德有限公司；總RNA提取試劑盒 翌圣生物科技股份有限公司；反轉錄試劑盒、實時熒光定量 PCR 試劑盒 北京天根有限公司。

LDO-101-5 型電熱恒溫鼓風干燥箱 上海龍躍儀器設備有限公司；ZYJ-9028 型榨油機 德國Bestday 有限公司；FA1004N 型分析天平 上海民橋精密科學儀器有限公司；5425R 型低溫高速冷凍離心機 德國Eppendorf 有限公司；JX-24 型樣品快速研磨儀 上海凈信公司；Multiskan SkyHigh 多功能酶標儀 賽默飛世爾科技公司；TC-EA-B-48DA 型PCR 擴增儀 杭州博日科技有限公司；StepOne 實時熒光定量PCR 儀 美國Applied Biosystems 公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 香榧籽油的制備 將香榧籽樣品放置于45 ℃烘箱中干燥一段時間，控制其水分含量在5%以下，然后剝離種殼、種衣，將種仁切碎，采用螺旋壓榨得到香榧籽原油，靜置分層后，過濾，于10000 r/min 離心15 min，取上清，即得香榧籽油。

1.2.2 SA 的提取 參照溫思思等[25]制備SA 的方法，并在其基礎上對實驗條件加以優化。即將制備脂肪酸乙酯的攪拌時間延長至6 h，并調整包埋時間為20 h。

1.2.3 模型制備及分組 將48 只四周齡C57BL/6雄性小鼠在動物房內適應性喂養1 周，在此期間內觀察每只小鼠的外觀、精神狀態、自主活動、進食飲水和排泄情況，一周后將小鼠隨機分為6 組，分別為正常對照組（C 組）、肥胖造模組（M 組）、奧利司他陽性對照組（S，60 mg/kg）、低劑量SA 干預組（LSA，250 mg/kg/d）、中劑量SA 干預組（MSA，500 mg/kg/d）和高劑量SA 干預組（HAS，750 mg/kg/d），每組8 只，實驗周期為16 周。C 組小鼠飼喂基礎飼料，其余5 組均飼喂高脂飼料（飼料配方見表1），同時對SA 干預組小鼠每日上午9 時按0.1 mL/10 g/d 的劑量灌胃SA 溶液，C 組和M 組小鼠灌胃相同劑量生理鹽水。

表1 高脂飼料配方Table 1 Formula of high-fat feed

所有實驗大鼠均飼養于浙江省農業科學院實驗動物中心SPF 級動物房內，環境溫度22±2 ℃、相對濕度60%±5%、明暗交替12 h/12 h，每周記錄小鼠體重及各組小鼠總攝食量，并定期更換小鼠籠具內的墊料及飲水，整個實驗過程小鼠皆可自由飲水、飲食，遵循“3R”原則給予實驗動物人道主義關懷，動物福利倫理審查批文號2022ZAASLA86。16 周后，確定肥胖造模組相對于正常對照組是否肥胖模型造模成功，以及SA 干預組是否有減肥的功效。

1.2.4 血清和組織樣本的收集 造模給藥結束后，小鼠均在不禁止飲水的情況下禁食12 h（9:30 pm 至9:30 am），并在處死小鼠前對其體重進行記錄，后腹腔注射10%體重的水合氯醛將其麻醉，進行腹腔靜脈采血，并將血樣置于無菌離心管，于提前預冷至4 ℃的離心機中12000 r/min 離心15 min，分離出血清并保存在-80 ℃冰箱，用于血清生化指標檢測。

血取凈后，將小鼠脫頸處死，用75%酒精進行全身消毒后進行解剖，分離肝臟等主要臟器，剝離附睪周圍脂肪組織墊，經無菌PBS 漂洗后用濾紙吸干殘留溶液，并依次稱重，記錄。另因需制作肝臟切片，稱重后對肝臟進行切割，分裝，制片部分置于盛有4%多聚甲醛溶液的離心管中固定。將所有實驗樣本置于液氮冷卻，儲存于-80 ℃冰箱備用。

1.2.5 脂肪及肝臟指數測定 根據1.2.4 中稱量得到的肝臟和附睪脂肪重量計算肝臟系數與附睪脂肪系數。

1.2.6 血清生化指標測定 使用相應的檢測試劑盒，并根據生產廠家說明書推薦的操作方法及計算公式測定小鼠血清中TC、TG、HDL-C、LDL-C 的含量。

1.2.7 肝臟病理組織切片觀察 對固定狀態良好的肝臟進行剪切，經梯度濃度無水乙醇脫水后，采用二甲苯進行透明處理，浸沒石蠟進行包埋，后組織切片4 μm，切片經二甲苯脫蠟、分級酒精脫色脫蠟后，進行HE 染色（具體方法參照林寧等[26]肝臟病理組織檢測過程），然后再經脫水、透明處理，即可在光學顯微鏡下觀測組織形態并拍照。

1.2.8 肝臟生化指標測定 分別稱取1 g 小鼠肝臟，于組織勻漿器中勻漿，加入9 倍體積生理鹽水，制成10%（m/V）肝組織勻漿，并于4 ℃預冷的離心機中，12000 r/min 離心10 min，收集上清液，按照試劑盒說明書測定肝臟TC、TG、NEFA、SOD、MDA 和GSH-Px 水平。

1.2.9 肝臟相關因子 mRNA 表達水平測定 切取100 mg 肝臟組織于無酶管中，加入1 mL 組織裂解液研磨，將制備的勻漿液按照試劑盒說明書提取RNA。通過TGem Plus 全波長分光光度計計算RNA 樣本的濃度。根據反轉錄試劑盒的說明將RNA 反轉錄成cDNA，再進行PCR 擴增。肝臟組織擴增腺苷酸激活蛋白激酶-α（AMPK-α）、乙酰輔酶A 羧化酶1（ACC-1）、脂肪酸合成酶（FAS），固醇元件調節結合蛋白-1c（SREBP-1c）、過氧化物增殖激活受體-α（PPAR-α）、羥甲基戊二酸單酰輔酶還原酶（HMGCR）的基因表達，引物由上海生物工程公司合成，引物序列詳見表2。擴增反應條件為：95 ℃預變性30 s，95 ℃變性5 s，不同退火溫度34 s，65 ℃延伸1 min，反應循環40 次，65℃延伸10 min。數據處理采用2-ΔΔCt法對目的基因（β-actin）進行相對定量分析。

表2 目的基因引物序列Table 2 Primer sequence of target gene

1.3 數據處理

采用SPSS 23.0 軟件對本章數據進行單因素方差分析和t檢驗，結果以平均值±標準差表示，P＜0.05 表示差異具有統計學意義。另使用GraphPad Prism 8.0.2 軟件進行繪圖。

2 結果與分析

2.1 SA 對小鼠體重和攝食量的影響

小鼠的體重可直觀的反映出它是否處于肥胖狀態[27]，進而判斷SA 對高脂飲食小鼠肥胖的干預效果。如圖1a 所示，在灌胃實驗之前，6 組小鼠的初始體重之間無明顯差別，這說明分組是合理的。經過16 周的灌胃，各組小鼠體重均呈上升趨勢，灌胃期間健康狀況良好，毛發有光澤，證實了小鼠飲食結構的合理性。

圖1 金松酸對飼喂高脂飲食小鼠體重和攝食量的影響Fig.1 Effect of sciadonic acid on body weight and food intake of mice fed high-fat diet

對16 周以來小鼠的體重變化進行比較發現，M 組小鼠體重（41.20±1.15）g 始終顯著高于C 組（29.07±0.62）g（P＜0.05），且兩組間體重差異隨飼喂時間的增加而增加，說明該肥胖模型建立成功[28]。灌胃低、中、高三個劑量SA 對小鼠體重的增加均有一定的抑制作用（體重分別為39.86±0.63、38.67±0.55、32.80±1.33 g），且作用效果呈現較為明顯的劑量依賴性，同時S 組小鼠體重（35.6±0.62）g 與造模組相比也有明顯的降低，證明藥物治療和SA 干預可抑制高脂飲食小鼠體重的增加，具有預防肥胖的效果。

同時，通過比較各組小鼠每周的飲食攝入量（圖1b）發現，實驗初期，各組小鼠攝食量的增加和降低交替出現，分析原因可能是初期的灌胃操作使小鼠產生了應急反應[29]。但在整個實驗過程中C 組小鼠的飲食攝入量（118.15 g）高于其他各組，LSA 組、MSA 組和HSA 組小鼠相較于C 組周均飲食量分別降低了7.68%、12.79%和15.83%，說明SA 對小鼠的飲食攝入量有較為明顯的抑制作用，且作用效果呈現劑量依賴性。以上結果表明SA 酸可能通過抑制小鼠食欲減少其飲食攝入量，從而減少了高脂飲食引起的體重增加，這可能是SA 抑制小鼠肥胖的重要原因之一。

2.2 SA 對小鼠附睪脂肪及肝臟指數的影響

小鼠體內肝臟和附睪脂肪質量，肝臟和附睪脂肪系數也是體現其肥胖程度的重要指標[30]。經奧利司他和低、中、高三種劑量SA 溶液灌胃治療16 周后，肝臟和附睪脂肪的重量變化如圖2a 和圖2b 所示，與C 組相比M 組小鼠肝臟重量和附睪脂肪重量均顯著升高（P＜0.05），約為C 組的4.64 倍和4.10倍，這與高脂高糖食物的攝入有密不可分的聯系。而與M 組相比，奧利司他治療和SA 干預顯著降低了高脂飲食小鼠肝臟和附睪脂肪組織重量（P＜0.05），其中HSA 組效果最為顯著（P＜0.05），分別降低了39.11%和48.86%。LSA 組和MSA 組小鼠肝臟和附睪脂肪重量與S 組相比有顯著差異（P＜0.05），而HSA 組肝臟重量與S 組相比無顯著差異（P＞0.05），推測原因可能是SA 與辛伐他調節脂質代謝，減緩體重增加的機制相似，且高劑量SA 作用效果與辛伐他汀更相近。

圖2 金松酸對飼喂高脂飲食小鼠肝臟和附睪脂肪重量及其系數的影響Fig.2 Effect of sciadonic acid on the weight and coefficient of liver and epididymal fat in mice fed high-fat diet

肝臟系數和附睪脂肪系數的變化趨勢和質量變化趨勢相同如圖2c 和圖2d 所示，M 組小鼠的肝臟和附睪脂肪系數顯著高于C 組（P＜0.05），且分別比正常組增加了69.45%和65.43%。與M 組相比，S 組、SA 處理組小鼠肝臟和附睪脂肪系數均顯著下降（P＜0.05），且干預效果呈現劑量依賴性，但LSA 組、MSA 組和HSA 組對肝臟系數的影響差異不顯著（P＞0.05）。圖2c 中，S 組與HSA 組肝臟系數無明顯差異（P＞0.05）。圖2d 顯示，S 組與HSA 組小鼠附睪脂肪系數雖差異顯著（P＜0.05）但均向C 組靠近（P＜0.05），說明在實驗劑量范圍內SA 對動物肝臟和脂肪無損傷作用。綜上所述，SA 能夠顯著減少高脂飲食小鼠體內脂肪蓄積，緩解肝臟重量的增加，有效改善小鼠因高脂飲食引起的機體肥胖，且劑量越高，效果越好。

2.3 SA 對小鼠血清生化指標的影響

長期高脂飲食可能會引起小鼠血脂代謝紊亂。研究表明，臨床上通過對血脂血清學指標進行檢測有助于肥胖、高脂血癥等疾病的診斷，對早篩早診早治具有良好的促進作用，血脂指標TC、TG、HDL-C、LDL-C 等與肥胖等脂代謝疾病的相關性已得到證實[31]。由圖3 可知，與C 組相比，M 組的TC、TG和LDL-C 水平顯著（P＜0.05）升高，而HDL-C 水平顯著下降（P＜0.05），表明小鼠脂質代謝紊亂引起高血脂癥。SA 干預后，小鼠血脂水平均有不同程度的改善。與M 組相比，SA 處理組在四項指標中表現出與S 組相似的趨勢，其中，HSA 組效果最為顯著（P＜0.05），與S 組無明顯差異（P＞0.05）。血清中TC 的含量隨SA 濃度的增加而顯著降低（P＜0.05），呈現劑量依賴性；而經SA 干預后血清中TG 和LDL-C 含量較M 組顯著降低（P＜0.05），HDL-C 含量顯著升高（P＜0.05），但MSA 組TG 含量與HSA 組無顯著差異（P＞0.05），LSA 組LDL-C 和HDL-C 的含量與MSA 組無顯著差異（P＞0.05），而LSA 組與HSA 組始終有顯著差異（P＜0.05）。綜上所述，辛伐他汀和SA 都能夠降低高脂飲食誘導的肥胖小鼠血清中的TC、TG 和LDL-C 水平，升高HDL-C 水平，對脂質代謝紊亂起到一定程度的改善作用。

圖3 金松酸對飼喂高脂飲食小鼠血清生化指標的影響Fig.3 Effect of sciadonic acid on serum biochemical indexes in mice fed high-fat diet

2.4 SA 對小鼠肝臟組織病理變化的影響

肝臟是脂肪合成的主要場所，長期高脂高糖的飲食會影響肝臟代謝功能，損傷肝臟形態結構[32]。組織形態學檢查是了解臟器受損的程度最直觀清晰的手段，各組小鼠肝臟病理切片見圖4。C 組肝細胞分界清晰，大小較均一，從中心靜脈放射出來，肝細胞核圓而清晰，位于細胞中央，胞質豐富，排列規律有序，肝細胞形態正常。而在長期喂食高脂飼料后，M 組小鼠出現明顯的肝臟病理損傷，少數肝細胞呈氣球狀，細胞質間有許多白色中性脂質，形成大小不一的脂肪空泡，肝小葉結構模糊，呈現明顯的脂肪變性，存在炎性細胞浸潤。S 組小鼠肝小葉結構清晰，肝細胞脂肪變性明顯減少，肝細胞排列較規則，接近正常的狀態。SA 各劑量組由HFD 引起的肝臟病變得到了明顯改善，肝組織內小葉結構排列較整齊，脂肪空泡明顯減少，炎癥浸潤得到緩解，肝細胞排列較整齊，細胞質保存良好，細胞核突出，形態正常，其中以HSA組改變最為明顯，且與S 組效果較為接近。

圖4 小鼠脂肪組織病理H&E 染色觀察（20×）Fig.4 Pathological H&E staining of mouse adipose tissue (20×)

2.5 SA 對小鼠肝臟生化指標的影響

高脂飲食會導致小鼠的肝臟生化指標異常，造成小鼠的代謝紊亂，從而引起小鼠肥胖[33]。如圖5a～圖5c 所示，M 組小鼠的肝臟TG、TC 和NEFA 水平與C 組小鼠相比，顯著地（P＜0.05）增加了1.80、1.52 和2.99 倍，說明高脂飲食可能誘導肝臟脂質的積累。經奧利司他和SA 干預后，相比M 組，LSA、MSA、HSA 和S 組小鼠肝臟TC、TG 和NEFA 水平均有不同程度的降低，其中S 組與M 組差異顯著（P＜0.05），且HSA 組TC、TG 和NEFA 小鼠含量與S 組小鼠無顯著差異（P＞0.05），說明SA 干預可以改善高脂飲食誘導的小鼠肝臟脂質積累，進而預防小鼠肥胖，從改善程度上看，高劑量SA 效果優于其他劑量。

圖5 金松酸對飼喂高脂飲食小鼠肝臟生化指標的影響Fig.5 Effect of sciadonic acid on liver biochemical parameters of mice fed high-fat diet

活性氧自由基（ROS）的過量產生以及抗氧化能力的下降是肥胖氧化應激產生的可能機制之一。機體的防御系統通常可以平衡體內氧自由基的產生和消除，但長期的高脂飲食會導致氧化應激使其失衡，從而導致體內ROS 的積累，而大量研究表明機體內自由基水平與肥胖呈顯著的正相關性[34]。SOD 是體內主要的氧自由基清除酶，對于緩解體內氧化應激起到重要作用；MDA 是體內多不飽和脂肪酸過氧化物的降解產物，具有一定的細胞毒性，可以反應機體內氧化損傷程度的高低[35]；GSH-Px 是體內抗氧化防御系統的重要組成部分，具有清除和中和體內自由基和過氧化物的作用[36]。如圖5d～圖5f 所示，M 組小鼠肝臟SOD 和GSH-Px 水平顯著低于C 組小鼠（P＜0.05），而其MDA 水平則顯著高于C 組（P＜0.05）。經奧利司他干預后，S 組小鼠SOD、GSH-Px 和MDA水平得到明顯改善（P＜0.05）。LSA、MSA 和HSA組對三個指標的影響與S 組趨勢相同，且呈現劑量依賴性，其中HSA 組與S 組差異不顯著（P＞0.05）。綜上，SA 能夠增加小鼠肝臟SOD 和GSH-Px 酶活力，同時顯著降低MDA 水平，從而清除體內自由基，改善氧化應激狀態，緩解小鼠肥胖。

2.6 SA 對小鼠肝臟相關因子 mRNA 表達水平的影響

機體脂質合成和代謝通路中，ACC-1、FAS、SREBP-1c、PPAR-α、HMGCR是調控脂類物質合成和代謝的關鍵基因[37]。SREBP-1c可調控FAS、ACC-1、HGMCR表達上調，增加脂肪酸生物合成，觸發肝臟脂肪變性[38]；PPAR-α在肝臟組織中高表達，其不但參與肝臟中脂肪酸氧化代謝系統的調節，并且在脂質代謝疾病的發生和發展過程中具有重要作用。而AMPK-1α能抑制脂肪酸代謝途徑，使FAS、ACC-1、SREBP-1c表達下調，PPAR-α表達上調，促進脂質分解代謝[39]。

本實驗采用RT-PCR 檢測影響肝臟脂質積累的重要調節因子mRNA 的表達情況，由圖6a、圖6e 可以看出，與C 組相比，M 組小鼠的肝臟組織中AMPK-1α和脂質代謝相關基因PPAR-α的mRNA 表達水平顯著降低（P＜0.05）。MSA、HSA 組顯著（P＜0.05）改善了AMPK-1α和PPAR-α基因的mRNA 表達水平，相對于M 組其表達分別增加了41.85%、57.67%和26.57%、36.60%，改善效果呈現明顯的劑量依賴性，其中HSA 組對PPAR-αmRNA 表達水平的影響與S 組無顯著差異（P＞0.05）。而由圖6b～圖6d、圖6f可知，M 組小鼠肝臟中脂質合成相關基因ACC-1、FAS、SREBP-1c、HMGCRmRNA 的表達水平較C 組顯著升高（P＜0.05）。而SA 干預可不同程度的降低此類基因的mRNA 表達水平，其中以HSA 組效果最為顯著（P＜0.05），且與陽性藥物S 組無顯著差異（P＞0.05）。結果顯示，SA 可通過抑制脂肪從頭合成，增強能量代謝等來改善長期高脂飲食引起的小鼠糖脂代謝異常現象，進而發揮其抗肥胖的作用。

圖6 金松酸對高脂飲食小鼠肝組織基因mRNA 表達水平的影響Fig.6 Effect of sciadonic acid on the mRNA expression levels of liver genes in mice on high-fat diet

3 討論與結論

諸多研究報道香榧籽油中的SA 具有調節脂質沉積，促進脂質代謝的作用，進而緩解脂代謝引起的肥胖[1,40]，但是其作用機制尚不清楚。本研究證實低、中、高劑量SA 干預16 周后均能減緩由HFD 誘導的小鼠體質量增加、臟器的擴增，并降低血清中脂代謝相關指標TG、TC 和LDL-C 水平，同時增加HDL-C 水平，其中高劑量組效果最佳。

HFD 同樣會引起肝臟脂代謝紊亂，而肝臟脂質代謝紊亂是引發高血糖、脂肪肝和肥胖等代謝綜合征的關鍵原因[41]。因此，本研究探索了SA 影響肝臟脂質代謝的作用機制，結果表明經HFD 誘導的小鼠肝臟中脂質大量積累，其組織形態也發生了明顯的病變。SA 處理可顯著降低小鼠肝臟脂質水平，改善肝臟脂肪變性的程度，同時增強小鼠肝臟組織中脂質代謝基因AMPK-1α、PPAR-α的mRNA 表達，降低脂質合成基因ACC-1、FAS、SREBP-1c、HMGCR的mRNA 表達，改善機體脂質代謝紊亂，從而達到預防或減輕肥胖的目的。

除體重增加、脂質代謝紊亂外，肥胖通常還伴隨著氧化應激反應，其中以肝臟的氧化應激最為顯著，SOD、GSH-Px 和MDA 是衡量體內氧化應激水平的重要指標[42]。研究表明，SA 干預能顯著增加小鼠肝臟中SOD 和GSH-Px 含量，同時降低氧化應激產物MDA 的水平，進而減輕肥胖食小鼠氧化應激反應，保護肝臟組織。

綜上所述，SA 對高脂飲食誘導的小鼠肥胖有一定的改善作用，該作用可能與抑制脂質合成、促進脂質代謝、降低氧化應激反應等機制有關。