臭氧處理對獼猴桃采后抗氧化系統的影響

王燕，牛耀星，葉力瑕，羅安偉

（西北農林科技大學 食品科學與工程學院，陜西 咸陽 712100）

獼猴桃富含豐富的營養物質，尤其是抗壞血酸含量遠高于其他水果，具有抗氧化功效[1]。然而，由于獼猴桃是典型的呼吸躍變型水果，在采摘之后，它們很快就會過熟變質，從而使其品質大幅度降低。臭氧（O3）由于其具有易于分解和無殘留的特性，已作為一種比傳統技術更好的物理保鮮方法，來保持收獲后的水果和蔬菜的品質。研究發現，臭氧對獼猴桃在內的多種水果具有良好的保鮮效果[2-3]。

臭氧處理可能導致氧化應激。臭氧處理后細胞中過多的活性氧可能對植物有毒，并增加機械損傷和微生物污染的易感性[4]。因此，維持一個平衡的氧化系統對植物細胞的正常代謝至關重要。許多研究表明，線粒體代謝與水果在貯藏期間受到的各種脅迫相關[5]。線粒體是呼吸作用及能力轉換的重要場所，是內源性活性氧（reactive oxygen species，ROS）的主要來源，也是ROS 誘導氧化損傷的主要靶點。線粒體狀態不僅反映出果實的抗氧化情況，而且反映果實的衰老情況。植物線粒體中存在抗氧化系統，可以調節控制活性氧的產生，修補活性氧對大分子造成的損傷，其中抗氧化系統包括抗壞血酸、谷胱甘肽途徑和谷胱甘肽過氧化物酶途徑等[6]。谷胱甘肽和抗壞血酸還在細胞氧化還原緩沖起著關鍵性的調節作用。此外，植物體內酶促防御系統保護植物免受過氧化傷害的防御機制，由過氧化氫酶、超氧化物歧化酶、過氧化物酶等組成。Piechowiak 等[3，7]研究表明臭氧處理可以提高面臨過度氧化脅迫的抗氧化酶的活性，從而影響水果的氧化還原狀態。但以往研究只考慮了抗氧化酶，難以全面評估ROS 和ROS 清除系統。

本研究為確定臭氧處理對獼猴桃果實冷藏期間線粒體及其抗氧化系統的影響。在探索臭氧處理的獼猴桃的抗氧化能力基礎上，不僅對酶清除ROS 系統包括超氧化物歧化酶、過氧化物酶、過氧化氫酶等進行測定，還對線粒體內抗氧化系統包括谷胱甘肽、抗壞血酸、谷胱甘肽過氧化物酶等進行研究，對線粒體微觀狀態進行觀察。本研究為獼猴桃采后貯藏提供了理論參考，也為后續活性氧代謝相關基因的功能研究奠定了良好的基礎。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

“海沃德”獼猴桃產自陜西梅縣，成熟均勻，無機械損傷。

氫氧化鈉、鹽酸羥胺、對氨基苯磺酸、α-萘胺、硫代巴比妥酸、三氯乙酸、四氯化鈦、濃氨水、愈創木酚、氮藍四唑、甲硫氨酸、乙二胺四乙酸（均為分析純）：廣東光華科技股份有限公司；核黃素、過氧化氫、鄰苯二酚、磷酸、無水乙醇、三氯化鐵、二硫代硝基苯甲酸、戊二醛、醋酸雙氧、檸檬酸鉛、還原型谷胱甘肽、二硫蘇糖醇（均為分析純）：北京索萊寶科技有限公司。

1.2 儀器與設備

HC-3018R 高速冷凍離心機：安徽中科中佳科學儀器有限公司；T-7001 紅外CO2分析儀：北京華儀通泰科技有限公司；T-203 電子天平：北京科普爾科技發展有限公司；spark 酶標儀：奧地利Tecan 股份有限公司；N6000 紫外分光光度計：上海佑科儀器儀表有限公司；DK-98-11-A 電熱恒溫水浴鍋：天津市泰斯特儀器有限公司；Leica UC7 型超薄切片機：徠卡儀器有限公司；HT7800 透射電子顯微鏡：日立高新技術公司

1.3 試驗方法

1.3.1 獼猴桃臭氧處理及呼吸速率、腐爛率測定

將果實隨機分為兩組：臭氧處理組（HC）和對照組（HD）。獼猴桃在低溫條件（溫度0～1 ℃，相對濕度90%～95%）下保存，每隔15 d 取樣一次。HC 組采用臭氧發生器進行臭氧處理，處理濃度為45 mg/m3。臭氧處理在貯藏后持續7 d，間隔12 h。

采用紅外CO2分析儀檢測呼吸速率。每組取3 kg獼猴桃，將3 kg 分為3 份，為3 個重復，將每份獼猴桃輕輕放入干燥器中，上面放置紅外CO2分析儀，再將密封蓋蓋嚴。等系統穩定30 min 后開始計時讀數，1 h后再讀一次數。呼吸速率單位為mg CO2/（kg·h）。

每組取20 個果實用于測定腐爛率。采用計數法測定果實腐爛的速率。按照下式計算每組果實的腐爛率（X，%）。每個試驗重復3 次。

式中：X為腐爛率，%；m為腐爛果實數量，個；M為果實總數，個。

1.3.2 過氧化氫含量、丙二醛含量、超氧陰離子含量檢測

超氧陰離子（superoxide anion，O2-）含量根據曹建康等[8]描述的方法進行測定。取獼猴桃1.0 g，用5.0 mL磷酸鹽緩沖液（50 mmol/L，pH7.8）冰浴研磨，然后4 ℃、8 000 r/min 離心30 min，得到上清液。取1.0 mL 上清液，依次加入1.0 mL 磷酸緩沖液和1.0 mL 1 mmol/L鹽酸羥胺溶液，混勻后置于25 ℃保持60 min，后依次加入1.0 mL 17 mmol/L 的對氨基苯磺酸和1.0 mL 7 mmol/L 的α-萘胺溶液，然后混合液于25 ℃反應20 min，待反應結束，在530 nm 處測定溶液吸光度。O2-含量以每千克樣品中超氧陰離子產生的物質量表示，單位為mmol/kg。

丙二醛（malondialdehyde，MDA）含量根據Xu 等[9]的方法測定。取1.0 g 獼猴桃果肉加入5.0 mL 100 g/L三氯乙酸溶液研磨成漿，之后于4 ℃、8 000 r/min 下離心30 min 得上清液。取2.0 mL 上清液加入2.0 mL 6.7 g/L 的硫代巴比妥酸溶液，沸水浴保溫20 min。8 000 r/min 離心20min 后，分別測定OD450、OD532和OD600。重復3 次，單位為μmol/kg。

過氧化氫（hydrogen peroxide，H2O2）含量的測定方法參照曹建康等[8]的方法。稱取獼猴桃1.0 g，在4 ℃條件下用預冷丙酮提取H2O2。研磨后于4 ℃、3 000 r/min離心30 min，取上清液1.0 mL 加入0.1 mL 10% 的四氯化鈦-濃鹽酸溶液，接著加入0.2 mL 濃氨水，在4 ℃的條件下12 000 r/min 離心30 min，再向沉淀中加入3.0 mL 2 mol/L H2SO4溶解沉淀。測定412 nm 處吸光度，重復3 次。獼猴桃果肉中H2O2含量以mmol/kg表示。

1.3.3 抗氧化酶活性測定

抗氧化酶[超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）、過氧化物酶（peroxidase，POD）、過氧化氫酶（catalase，CAT）]活性測定參考文獻[10-12]方法。將1.0 g 獼猴桃果肉加入5.0 mL 50 mmol/L 磷酸緩沖液中，冰浴均質。將混合好的均質溶液放入離心管，在4 ℃、8 000 r/min 下，經過20 min 的離心，獲得的上層溶液即為酶提取液。

POD 活性：采用愈創木酚法測定POD 活性。2.0 mL 0.1 mol/L 醋酸緩沖液、1.0 mL 0.25%愈創木酚溶液、0.05 mL 酶提取液和0.1 mL 0.75% H2O2溶液按順序加入試管中，并將其混合均勻，室溫下放置5 min，470 nm 波長處測量其吸光度。1 個過氧化物酶活性單位（U）以每分鐘引起吸光度（470 nm）變化0.01 的量表示，POD 活性單位表示為U/kg。

SOD 活性：采用氮藍四唑法測定SOD 活性。反應液由54.0 mL 14.5 mmol/L 甲硫氨酸、2.0 mL 3 μmol/L的乙二胺四乙酸、2.0 mL 2.25 mmol/L 的氮藍四唑和2.0 mL 75 μmol/L 核黃素組成。取3.0 mL 反應液加入50 μL 酶提取液，在25 ℃、11 W 的熒光燈下光照10 min，立即測定560 nm 處的吸光度，重復3 次。一個SOD 活性單位（U）被定義為抑制氮藍四唑光還原50%所需的量。SOD 活性單位表示為U/kg。

CAT 活性：將0.1 mL 酶提取液與2.9 mL 20 mmol/L過氧化氫混合，并使用蒸餾水作為參比，在反應15 s時記錄240 nm 處吸光度，每隔30 s 測量一次，最終總計測量6 個點，并且重復測量3 次。CAT 活性單位（U）定義為吸光度每分鐘降低0.01。CAT 活性單位表示為U/kg。

1.3.4 抗壞血酸、谷胱甘肽過氧化物酶、谷胱甘肽、脫氫抗壞血酸含量的測定

谷胱甘肽（glutathione，GSH）含量的測定：采用Su等[13]的方法建立測定GSH 的反應系統。稱量1.0 g 果實樣品，加入1.0 mL 經過4°C 預冷的50 g/L 三氯乙酸溶液（含5 mmol/L EDTA-Na2）。冰浴研磨后8 000 r/min離心20 min 得到上清液，上清液用于測定GSH 含量。根據GSH 和二硫代硝基苯甲酸的顏色反應，用分光光度計在412 nm 處測量了反應系統的吸光度。通過對標準曲線中吸光度進行比較，計算出每克果實組織中GSH 含量的降低。GSH 含量單位表示為mmol/kg。

抗壞血酸（ascorbic acid，ASA）含量的測定：根據ASA 具有較強還原力，參考曹建康等[8]的方法測定。1.0 g 果肉放入研缽內，加入2.0 mL 50 g/L 三氯乙酸溶液，在冰浴中進行研磨，12 000 r/min 條件下離心25 min，即可獲得用于脫氫抗壞血酸（dehydroascorabate，DHA）和ASA 測定的上清液。向1.0 mL 的上清液中添加1.0 mL 5%TCA，再將無水乙醇、0.5 mL 0.4%的磷酸-乙醇、1.0 mL 0.5%的鄰苯二酚-乙醇和0.5 mL 0.03%的三氯化鐵-乙醇混合，并將混合物放置于30 ℃進行60 min的保溫處理，最終在534 nm 處測量吸光度，計算出ASA 含量。ASA 含量單位表示為g/kg。

脫氫抗壞血酸（dehydroascorbic acid，DHA）含量的測定：采取Chumyam 等[15]方法，利用二硫蘇糖醇將DHA還原成ASA 來進行DHA 定量分析。取1.0 mL 上清液與0.5 mL 60 mmol/L 二硫蘇糖醇混合，并用0.2 mol/L 磷酸氫二鈉-氫氧化鈉調節至pH7～8，室溫反應10 min。加入0.5 mL 20% 三氯乙酸，pH 值調節為1～2 以測定總抗壞血酸。DHA 含量為總抗壞血酸含量減去ASA含量。DHA 單位為g/kg。

谷胱甘肽過氧化物酶（glutathione peroxidase，GPX）活性測定：GPX 活性采用試劑盒測定。取上清液0.4 mL，分別加入酶管和非酶管中，并將非酶管加熱使酶失活，加入1.0 mmol/L GSH 0.4 mL 和經37 ℃預熱的0.2 mL 1.5 mmol/L H2O2，立即于37 ℃下反應3 min。再向2 支試管中加入1.67% 偏磷酸沉淀液4.0 mL，2 000 r/min離心10 min，保留上清液。最后向空白管和測定管中加入0.32 mol/L Na2HPO42.5 mL 和二硫代對二硝基苯甲酸0.5 mL，反應5 min，在412 nm 處讀取OD 值。酶活單位（U）定義為在25 ℃反應條件下，每克樣本每分鐘氧化1 nmol GSH。GPX 活性單位為U/g。

1.3.5 微觀結構變化

采用透射電子顯微鏡在3 個不同的時間點（第0天、第75 天和第135 天）觀察獼猴桃（包括線粒體和細胞壁）的微觀結構。將果實去皮后，用雙面刀片從表面切割出2 mm3的立方體，然后固定在含有磷酸鹽緩沖液和2.5%戊二醛的溶液中16 h。用0.1 mol/L 磷酸鹽緩沖液（pH7.2）沖洗果肉中殘留的戊二醛3 次。然后將樣品固定在1.0%滲透酸和0.1 mol/L 磷酸鹽緩沖液的混合物中。隨后用50 mL 30%、50%、70%、80%、90%和100%的乙醇溶液沖洗梯度洗脫。隨后樣品在55 ℃烘箱用樹脂滲透、聚合48 h。使用超薄切片機，將樣品精確地分割成薄片，然后進行鈾鉛雙染（醋酸雙氧鈾和檸檬酸鉛）染色處理。最后，用透射電子顯微鏡觀察和拍攝樣品。

1.4 統計分析

數據結果用平均值±標準差表示。使用SPSS 軟件22.0 分析數據，并使用Origin 繪制圖形。采用T檢驗分析對照組與處理組的差異（P<0.05）。

2 結果

2.1 臭氧處理對呼吸速率和腐爛率的影響

獼猴桃在貯藏過程中呼吸速率和腐爛率的變化見圖1。

圖1 臭氧處理對獼猴桃冷藏期間呼吸速率及腐爛率的影響Fig.1 Effect of ozone treatment on respiration rate and decay rate of kiwifruit during cold storage

由圖1A 可知，果實呼吸速率貯藏至30 d 達到峰值，對照組和處理組差異顯著（P<0.05）。對照組是處理組的1.23 倍。在貯藏期間，臭氧處理組的呼吸速率總體低于對照組。因此，臭氧處理能夠降低獼猴桃的呼吸速率。如圖1B 所示，獼猴桃果實貯藏過程中臭氧處理組及對照組的腐爛率都呈現逐漸上升的趨勢。在前60 d，對照組及臭氧處理組沒有果實腐爛。貯藏60 d，對照組的獼猴桃開始出現腐爛現象，腐爛率為5.0%。結束貯藏時，對照組的腐爛率達30.0%，而臭氧處理組的腐爛率則為16.7%。研究結果顯示，臭氧處理能夠有效地延緩獼猴桃在貯藏過程中的衰老。

2.2 臭氧處理對H2O2、O2-、MDA 含量及抗氧化酶活性的影響

獼猴桃在收獲后出現的氧化應激是獼猴桃保質期縮短的原因之一。活性氧主要包括H2O2和O2-，容易導致脂質中的不飽和脂肪酸過氧化，造成一些毒性和對細胞的損害[16]。獼猴桃在貯藏過程中超氧陰離子含量、過氧化氫含量、丙二醛含量的變化見圖2。

圖2 臭氧處理對獼猴桃超氧陰離子含量、過氧化氫含量、丙二醛含量的影響Fig.2 Effect of ozone treatment on superoxide anion content，H2O2 content，and MDA content of kiwifruit

由圖2A 和圖2B 可知，貯藏期間，經過臭氧處理的獼猴桃的O2-和H2O2水平明顯低于對照組，特別是在貯藏60 d 之后。和對照組相比，臭氧處理組的O2-含量在45、60、75、90 d 差異顯著（P<0.05）。H2O2含量在75 d 時，對照組是臭氧處理組的1.6 倍，差異達到最大。結果表明，臭氧處理抑制了獼猴桃中ROS 的積累，并將H2O2水平保持在較低水平。另外，ROS 的廣泛產生導致膜損傷和脂質過氧化，導致MDA 的產生。MDA 作為植物的脂質過氧化指數，反映了水果收獲后的氧化程度。獼猴桃貯藏期間MDA 含量呈先上升后下降再上升趨勢（圖2 C），臭氧處理組樣品MDA 含量低于對照組，且在15、30、75 d 差異顯著（P<0.05）。結果表明，臭氧處理可抑制MDA 含量積累，從而延緩果實衰老。

獼猴桃在貯藏過程中過氧化氫酶、超氧化物歧化酶、過氧化物酶活性的變化見圖3。

圖3 臭氧處理對獼猴桃過氧化氫酶、超氧化物歧化酶、過氧化物酶的影響Fig.3 Effect of ozone treatment on CAT activity，SOD activity，and POD activity of kiwifruit

同時，植物擁有SOD、POD 和CAT 等酶促防御系統，酶促抗氧化系統有助于消除過量的ROS，保護植物細胞免受氧化應激[17]。由圖3A 可知，CAT 酶活性在貯藏75～120 d 時，對照組和臭氧處理組差異顯著（P<0.05）。在貯藏時期內，臭氧處理組和對照組的SOD 活性總體上逐漸增加（圖3B），其中45～75、120 d 差異顯著（P<0.05）。SOD 活性在120 d 時達到最大值，臭氧處理組是對照組的1.13 倍。此外，貯藏45 d 后，臭氧處理組獼猴桃的POD 活性顯著高于對照組（P<0.05），105 d 達到峰值，臭氧處理組的POD 活性與對照組相比提高9.2%（圖3C）。結果表明，貯藏過程中，臭氧處理下獼猴桃的抗氧化酶活性總體上高于對照組的樣品，臭氧處理有助于提高獼猴桃果實中抗氧化酶的活性。

2.3 臭氧處理對氧化還原狀態及GPX 的影響

ASA 和GSH 有助于維持果實細胞的氧化還原狀態[18]。抗壞血酸-谷胱甘肽（ASA-GSH）循環是植物抗氧化代謝的重要途徑[18]。谷胱甘肽過氧化物酶是ASAGSH 循環的關鍵酶，也是線粒體抗氧化系統關鍵酶。GPX 酶能夠有效地防止氧化應激對生物體造成的損害。獼猴桃在貯藏過程中抗壞血酸含量，脫氫抗壞血酸含量、谷胱甘肽含量、谷胱甘肽過氧化物酶活性的變化見圖4。

圖4 臭氧處理對獼猴桃抗壞血酸含量、谷胱甘肽含量、脫氫抗壞血酸含量、谷胱甘肽過氧化物酶活性的影響Fig.4 Effect of ozone treatment on ASA content，GSH content，DHA content，and GPX activityof kiwifruit

由4A 可知，臭氧處理后貯藏期間獼猴桃ASA 含量總體上高于對照組，其中45、75、90、105 d 兩組間差異顯著（P<0.05）。臭氧處理組在90 d ASA 含量最高，是對照組的1.67 倍。由4B 可知，在整個貯藏期間，臭氧處理組和對照組的GSH 含量都呈現波動的趨勢。臭氧處理組獼猴桃的GSH 含量整體高于對照組。與對照組相比，臭氧處理組在30、75 d 時使GSH 含量分別提高了46.3%、27.0%。結果表明，臭氧處理可使獼猴桃在貯藏過程中保持較高的氧化還原狀態。脫氫抗壞血酸是反映細胞氧化狀態的另一個重要指標。臭氧處理組樣品及對照組樣品的DHA 含量波動，總體上臭氧處理組高于對照組，貯藏135 d 時，臭氧處理組DHA含量是對照組的1.26 倍（圖4C）。貯藏結束時，臭氧處理組及對照組的GPX 活性相比貯藏開始時低。在貯藏15、45、60、90、120、135 d 時，臭氧處理組活性顯著高于對照組（P<0.05）。貯藏135 d 時，臭氧處理組GPX 活性比對照組高19.4%（圖4D）。在貯藏過程中，臭氧通過提高獼猴桃中GPX 的活性以及DHA 含量，維持了獼猴桃中ASA 和GSH 的高氧化還原狀態，從而增強了ASA-GSH 循環。這些抗氧化成分可以保護植物免受氧化損傷，降低線粒體內ROS 積累。

2.4 臭氧處理對獼猴桃微觀結構的影響

臭氧處理后獼猴桃在貯藏過程中超微結構的變化見圖5。

在獼猴桃收獲后的初期，對比臭氧處理組和對照組的獼猴桃果肉細胞的超微結構沒有明顯的差異。初期，處理組和對照組果實細胞壁表現出明顯的明-暗-明分層結構，其結構完整而清晰可見。暗層為高電子密度的胞間層，膜結構完整，細胞質與內含物被擠成一薄層，緊貼細胞壁（圖5A-1、圖5B-1）。隨著果實的后熟，中期處理組和對照組胞間層都已分解，中間“暗”分區消失（圖5A-2、圖5B-2）。對照組細胞壁已經開始松弛，胞內物質開始分散。臭氧處理組細胞壁較對照組細胞壁物質結構更加致密。由圖5A-3 和圖5B-3 可知，果實貯藏后期，對照組和處理組細胞壁周圍細胞質與內含物出現降解。結果表明，臭氧處理延緩了采后貯藏期間細胞壁的降解，延緩了獼猴桃的后熟衰老。

線粒體影響果實生長發育，負責進行呼吸和能量轉換，并且與果實的衰老過程密切相關[19]。根據圖5C-1和圖5C-2 可見，在貯藏初期，臭氧處理組的果實線粒體結構清晰可見，沒有出現任何破損現象。隨著果實的后熟，中期臭氧處理組線粒體較完整，對照組線粒體完整性結構被破壞（圖5C-2、圖5D-2）。果實貯藏后期，對照組線粒體內含物與原生質互溶，嚴重空泡化，處理組線粒體內部開始分解，結構相對完整（圖5C-3、圖5D-3）。結果表明，臭氧處理后獼猴桃內線粒體降解受到抑制。臭氧處理通過調節線粒體發生的呼吸和能量代謝轉換和清除線粒體內ROS 來延緩獼猴桃的衰老進程。

3 討論

采后衰老直接影響水果的感官和營養品質。與傳統化學防腐劑相比，臭氧處理不會對產品造成額外的污染，具有高效的保鮮作用，能有效延長果蔬的貨架期與貯藏期[20-21]。但臭氧處理容易產生活性氧（ROS）。過量的ROS 在細胞中會發生氧化應激，對植物產生毒性，導致營養價值降低及水果采后保質期縮短[4]。因此，研究臭氧處理后獼猴桃抗氧化狀態和氧化應激標志物水平的影響十分必要。在本研究中，低溫臭氧處理后獼猴桃ROS 水平的增加顯著延緩。此外，臭氧處理通過抑制采后獼猴桃中MDA 的積累，減少了獼猴桃的氧化損傷，延長了獼猴桃的貯藏時間。這一結果與臭氧處理后的草莓和漿果的現象一致[22-24]，說明臭氧氧化過程激活了果實在貯藏過程中抗氧化應激的保護機制。

呼吸作用是活性氧產生的主要來源之一[25]。ROS過量可刺激線粒體脂質過氧化，從而對線粒體功能產生不利影響。因此，抑制ROS 的產生和線粒體膜損傷對于延緩衰老和延長貨架是必不可少的。O2-是在呼吸復合物I、II 和III 中的氧氣電子還原過程中產生的[26]。在臭氧處理后，SOD 作為植物抵御ROS 攻擊的第一道防線，使O2-發生歧化反應，轉化為O2-和H2O2[27]，再由POD 和CAT 進一步將H2O2催化分解成H2O 和O2-，從而減少ROS 的積累[28]。同時，產生的H2O2可以在GSH 存在下被GPX 反應生成H2O[29]。臭氧處理導致ROS 的增加，又會提高抗氧化應激機制相關酶的活性，有助于維持線粒體功能。這與透射電鏡觀察結果相一致。透射電鏡結果發現，在整個貯藏周期，與臭氧相比，對照組果實細胞壁變薄，線粒體的空泡化更加嚴重。細胞壁結構的變化表明臭氧處理顯著抑制了ROS積累，對線粒體內ROS 起到清除作用，不僅減輕線粒體蛋白氧化損傷，且減輕果實細胞膜脂過氧化程度，從而延緩果實衰老，延長貯藏期。

本研究中，臭氧處理果實具有較高的CAT、SOD、GPX 活性，說明酶促抗氧化系統被激活。臭氧處理的果實產生O2-和H2O2的能力顯著低于對照樣品，這是由于活性氧解毒系統的活性更高。之前報道的臭氧處理誘導抗氧化酶表達并增強抗氧化系統活性的研究一致[18，30]。臭氧可能通過調節ROS 的水平來改變細胞中的氧化還原狀態，增加線粒體的活性，誘導編碼抗氧化酶和參與抗氧化劑生物合成的酶的基因的表達，導致果實組織具有更高的抗氧化潛力。

4 結論

臭氧處理激活了獼猴桃冷藏過程中抗氧化應激的保護機制。臭氧處理增強了酶促抗氧化代謝相關酶SOD、POD、CAT、GPX 的活性，調控了采后獼猴桃的氧化還原狀態（GSH、ASA），從而有效抑制了H2O2、O2-等活性氧的過量產生和MDA 的生成。同時臭氧處理導致ROS 積累的增長，這又激活了對果實氧化應激的防御機制，維持了線粒體功能完整性，提高了采后獼猴桃的抗氧化能力，延遲了采后獼猴桃的成熟老化。本研究結果為進一步研究臭氧技術在獼猴桃品質保鮮和采后貯藏方面的應用提供了理論基礎。為了充分解釋臭氧化過程后果實中發生的機制，后續研究需要再進一步重視分子水平上的研究，闡明相關基因的功能和機制。