微波超聲聯用處理對青稞β-葡聚糖理化性質及結構特性的影響

于麗雅，石夢夢，王月琴，周 明，曹洪偉,3, ，張春紅，宋洪東,3，管 驍,3

（1.上海理工大學健康科學與工程學院，上海 200093；2.西藏喜馬拉雅生態科技股份有限公司，西藏 日喀則 857000；3.國家糧食產業（城市糧油保障）技術創新中心，上海 200093；4.中國人民解放軍海軍特色醫學中心，上海 200052）

青稞是一種營養價值較高的谷物，具有三高兩低，即高蛋白、高纖維、高維生素、低脂肪、低糖的成分結構特性[1]。β-葡聚糖是一種重要的谷物膳食纖維組分，它是以D-葡萄糖為基本單位，由β-(1→4)、β-(1→3)糖苷鍵連接而成的混合鍵型多糖。青稞中的β-葡聚糖主要存在于麩皮中，根據谷物品種、產地和環境的不同，其含量會有一定差距[2]。有研究表明，青稞中的β-葡聚糖在谷類作物中含量最高，質量分數約為3.66%～8.62%，其含量遠遠高于大麥、小麥和燕麥[3]。而青稞麩皮是青稞加工過程中最主要的副產物，常作為農作物殘渣、加工廢料或飼料，未經綜合利用就被丟棄，只有少部分被加工成烘焙食品等高纖維食品。因此，若采用青稞麩皮制取β-葡聚糖，不僅可以避免資源浪費，還能將增加農牧民收入。

超聲空化產生的能量可以破壞細胞壁，提高溶劑分子擴散進入多孔介質的速率，致使β-葡聚糖提取率增加[4]。如Chen Chao等[5]對超聲輔助法和常規法提取燕麥β-葡聚糖進行了比較，研究表明，超聲處理提取的β-葡聚糖產量比常規法高37%。谷物β-葡聚糖的提取多以酶解的方式進行，酶法提取是通過酶反應，將原料中的大分子物質降解從而破壞細胞壁，促進多糖的釋放，提高其得率[6]。Karimi等[7]使用酶法提取大麥麩皮中的β-葡聚糖，研究結果表明用α-淀粉酶可有效地提高β-葡聚糖的純度，并能在4 h內從大麥麩中去除淀粉、蛋白質和戊聚糖。微波可以通過偶極子旋轉對分子產生直接的內部加熱作用，利用微波可以快速均勻地加熱材料，實現更高的產率，有研究表明適度微波處理可以提高酶的活性。超聲和微波作為綠色、安全、無污染的技術，受到了社會的廣泛關注。梁茜茜等[8]對微波-超聲協同提取法與傳統水提法提取燕麥麩多糖進行比較，研究結果顯示，燕麥麩多糖得率提高了將近2 倍。β-葡聚糖具有獨特的理化性質和生理功能，與其結構、相對分子質量和構象密切相關。值得注意的是，不同提取方法會影響β-葡聚糖的流變性、黏度、相對分子質量等理化性質并造成其結構發生改變[9]，從而影響食品的質地和口感。

目前，關于青稞β-葡聚糖的研究多集中在提高提取率上，而忽略了青稞β-葡聚糖的理化性質及結構特性。因此，本研究以青稞麩皮為原料，采用微波超聲聯用提取青稞β-葡聚糖。研究了微波時間對α-淀粉酶活性及超聲功率對青稞β-葡聚糖提取效果的影響，并對不同超聲處理時間下提取的青稞β-葡聚糖溶解特性、乳化性、起泡性和流變學特性進行研究，通過動態光散射儀測定其粒徑大小及分布情況，采用傅里葉變換紅外光譜和掃描電子顯微鏡對其結構進行表征，以期對青稞資源開發和利用提供理論和應用基礎。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

青稞原料 西藏奇正集團；高溫α-淀粉酶（20 000 U/mL）、胰蛋白酶（250 U/mg）上海源葉生物科技有限公司；其他試劑均為分析純。

1.2 儀器與設備

UV2300II型紫外-可見分光光度計 上海天美科學儀器有限公司；DV-I+數字式黏度計 美國Brookfield公司；HR20旋轉流變儀 美國TA儀器公司；SCIENTZ-IID超聲波細胞粉碎機 寧波新芝生物科技股份有限公司；N a n o S t a r I I 動態光散射儀 美國Wy a t t 公司；Nicolet iS5傅里葉變換紅外光譜儀 賽默飛世爾科技（中國）有限公司。

1.3 方法

1.3.1 微波超聲聯用條件確定

將α-淀粉酶溶液置于60 ℃水浴加熱并記錄加熱溫度，用微波合成儀模擬水浴升溫曲線。通過測定水浴和微波處理時間（0、10、20、30、40、50、60 min）下α-淀粉酶相對活力確定微波處理時間。然后按青稞β-葡聚糖的提取方法確定最佳超聲處理功率（0、200、400、600、800 W），以提高青稞葡聚糖的提取效果。

1.3.2 青稞β-葡聚糖的提取

微波超聲聯用提取青稞β-葡聚糖的提取工藝參考Maheshwari[10]和Yuan Qin[11]等的基礎上稍有改動。將青稞麩皮粉末按水料比20∶1（mL/g）稱取，添加蒸餾水至500 mL并混勻。調節pH值到8.0，混合液進行超聲處理，超聲參數為功率600 W，頻率20 kHz，超聲不同時間（0、10、20、30、40 min）后離心（6 000 r/min、20 min）取上清液。調節pH值到6.0，加入α-淀粉酶（添加量為40 U/mL），對5 組溶液分別進行微波處理，微波參數為溫度60 ℃、時間30 min、功率300 W[12]。溶液冷卻后調節pH值到8.0，加入胰蛋白酶（添加量為2.5 U/mL）以去除溶液中剩余的淀粉和蛋白質，置于37 ℃酶解2.5 h，滅酶。冷卻后調節pH值到4.5，于4 ℃靜置12 h，離心（6 000 r/min、20 min）取上清液。調節上清液pH值到7.0，加入乙醇至醇體積分數為70%，冷藏沉淀12 h，離心（6 000 r/min、20 min）取沉淀，沉淀冷凍干燥后得到β-葡聚糖粗提物。

1.3.3 青稞β-葡聚糖提取效果評價

根據剛果紅法[13]測定β-葡聚糖的含量，采用苯酚-硫酸法測定總糖的含量。取0.02 g不同處理條件下冷凍干燥后的β-葡聚糖溶于蒸餾水中，定容至250 mL，稀釋100 倍后取0.5 mLβ-葡聚糖溶液，加5.5 mL蒸餾水補足至6 mL，再分別加入4 mL剛果紅溶液后搖勻，在波長545 nm下測定其吸光度。根據實驗結果由標準曲線計算出β-葡聚糖的含量。β-葡聚糖得率、純度計算公式如下：

式中：m表示提取所得樣品中β-葡聚糖的質量/g；M表示青稞麩皮粉質量/g；M1表示提取所得樣品中總糖質量/g。

1.3.4 青稞β-葡聚糖溶解特性的測定

青稞β-葡聚糖濁度測定：參考GB/T 13200—1991《水質 濁度的測定》，配制福爾馬肼濁度標準溶液并繪制標準曲線，得到標準曲線方程為y＝0.003 5x+0.008 7，R2＝0.987。稱取0.5 g不同處理條件下冷凍干燥后的β-葡聚糖于蒸餾水中，在60 ℃條件下水浴攪拌使其充分溶解，待溶液冷卻至室溫后定容至100 mL，得到β-葡聚糖溶液（下同）。分別吸取不同處理條件下的β-葡聚糖溶液50 mL于100 mL容量瓶中，加蒸餾水定容。于680 nm波長下測定吸光度。根據測量結果由濁度標準曲線計算樣品溶液濁度。濁度計算公式如下：

式中：A表示稀釋后樣品溶液濁度/NTU；B表示稀釋后樣品溶液體積（100 mL）；C表示原樣品溶液體積（50 mL）。

青稞β-葡聚糖溶解度測定：取凍干后不同處理條件下的β-葡聚糖0.5 g加入100 mL蒸餾水中，使用磁力攪拌器攪拌40 min使其充分溶解，離心（3 000 r/min、20 min）去除沉淀。取上清液至恒質鋁盒內，于105 ℃烘干至恒質量。溶解度計算公式如下：

式中：m1表示β-葡聚糖烘干后的質量/g；m2表示β-葡聚糖初始質量/g。

1.3.5 青稞β-葡聚糖乳化性質和起泡性質的測定

青稞β-葡聚糖乳化性測定：取不同處理條件下β-葡聚糖溶液各50 mL，調節pH值為7.0，于室溫下加入50 mL色拉油，再加入0.1%的吐溫80混合，混合液用高速分散器以2 000 r/min下乳化2 min，離心（1 300 r/min、5 min），記錄乳化層體積。將乳化后樣品置于80 ℃水浴30 min，再以蒸餾水冷卻15 min后離心（1 300 r/min、5 min）并記錄此時乳化層體積。乳化能力和乳化穩定性計算公式如下：

式中：V0表示液體總體積/mL；V1表示乳化層初始體積/mL；V2表示靜置15 min后乳化層體積/mL。

青稞β-葡聚糖起泡性測定：取不同處理條件下β-葡聚糖溶液各50 mL，調節pH值為7.0，加入質量分數1%的卵清蛋白10 mL混合，混合液用高速分散器以10 000 r/min轉速下攪打2 min，計算泡沫體積。停止攪打后靜置30 min后再次記錄泡沫體積。起泡能力和泡沫穩定性計算公式如下：

式中：V0表示最初溶液總體積/mL；V1表示攪打后泡沫體積/mL；V2表示靜置30 min后泡沫體積/mL。

1.3.6 青稞β-葡聚糖流變學特性測定

稱取適量冷凍干燥的樣品均勻配制質量濃度為1 mg/mL的β-葡聚糖溶液，用流變儀分別測定其動態黏彈性特征和靜態黏彈性特征。靜態黏彈性測定條件為：剪切速率0.1～100 s-1，溫度25 ℃；動態黏彈性測定條件為：角頻率范圍0.1～100 rad/s，剪切應變力0.1%。處理靜態流變數據時，以剪切速率為自變量，表觀黏度為因變量；處理動態流變數據時，以頻率為自變量，儲能模量（G’）、損耗模量（G”）和損耗因子（tanδ）為因變量。

1.3.7 青稞β-葡聚糖粒徑測定

取5 mL不同處理條件下的β-葡聚糖溶液于100 mL容量瓶中，加蒸餾水定容，確保稀釋后溶液中無肉眼可見雜質。離心（3 000 r/ min、2 min），加入至四面透光比色皿，在25 ℃平衡2 min，采用動態光散射儀進行測定，以粒徑為橫坐標，強度為縱坐標，得到粒徑大小及分布情況。

1.3.8 青稞β-葡聚糖紅外光譜測定

將不同處理條件下提取的青稞β-葡聚糖樣品取少量粉末與溴化鉀粉末以1∶100的比例混合，于瑪瑙研缽中研磨，用壓片機壓片并抽真空，獲得樣品薄片。將樣品薄片放入樣品架，用紅外光譜儀進行掃描，分辨率為4 cm-1，掃描波數為400～4 000 cm-1，共掃描32 次。

1.3.9 青稞β-葡聚糖微觀結構觀察

使用掃描電子顯微鏡在3.0 kV的電壓下獲得樣品的顆粒顯微照片。在觀察之前，將樣品用導電膠帶安裝在金屬載物臺上。所有樣品涂上金，并在×1 000的放大倍數下觀察。

1.4 數據處理與分析

本研究中每個實驗均重復3 次，并用IBM SPSS Statistics 25和Origin 9.1軟件對實驗數據進行整理和圖表繪制。實驗結果采用表示。

2 結果與分析

2.1 微波超聲聯用條件的確定

谷物β-葡聚糖的提取多以酶解方式進行處理，α-淀粉酶作為提取β-葡聚糖時常用的酶，其相對活力至關重要。如圖1A所示，在溫度為60 ℃附近時，α-淀粉酶的溫度趨于穩定；隨著加熱時間的延長，α-淀粉酶相對活力呈現先升高后降低的趨勢，并且在30 min時達到最高值，與傳統的水浴加熱相比，微波處理α-淀粉酶的相對活力高于水浴加熱。這可能與微波處理更能引起酶蛋白質分子空間結構發生改變有關[14]。然而，當微波處理時間繼續延長時，α-淀粉酶的相對活力逐漸降低，可能是因為α-淀粉酶達到臨界點，導致酶活性下降。因此，選擇微波參數為60 ℃處理30 min作為提取青稞β-葡聚糖的條件。

圖1 微波超聲提取條件的確定Fig.1 Determination of extraction conditions by microwaveultrasonict reatment

超聲功率控制空化強度，有助于從基質中釋放被包埋的β-葡聚糖。因此，超聲功率是影響提取效率的重要因素。圖1B顯示了超聲功率對β-葡聚糖得率的影響。隨著超聲功率的增加，β-葡聚糖得率增加，當超聲功率達到600 W時得率最高。在高于600 W的超聲功率下，β-葡聚糖得率緩慢下降。因此，選擇超聲功率600 W作為后續實驗的超聲功率。

2.2 超聲處理時間對β-葡聚糖提取效果和溶解特性的影響

如圖2A所示，不同超聲處理時間對青稞β-葡聚糖的得率和純度均有影響。經過微波處理提取的青稞β-葡聚糖得率和純度分別為（4.10±0.13）%和（70.42±0.63）%。但隨著超聲處理時間的延長以及微波熱效應的影響下，青稞β-葡聚糖的得率和純度顯著增加（P＜0.05）；超聲處理時間為30 min時，β-葡聚糖的得率和純度最高，分別為（6.30±0.38）%和（83.53±0.13）%。這是因為超聲和微波處理破壞了青稞麩皮細胞壁，細胞溶脹后β-葡聚糖擴散溢出需要時間。在一定時間內，超聲處理時間越長，溶液機械振動時間越長，超聲設備的機械攪拌越充分，更有利于β-葡聚糖溶出[15]；當超聲處理時間為40 min時，β-葡聚糖得率降低。這是因為超聲處理時間過長會使提取液局部溫度過高，導致β-葡聚糖發生降解[16]，從而導致β-葡聚糖得率下降。與此同時，在超聲處理過程中，雜質也不斷被提取出來，雜質的增加也會在一定程度上影響β-葡聚糖的溶出。

圖2 超聲處理青稞β-葡聚糖提取效果（A）和溶解特性（B）的變化Fig.2 Effect of sonication time on the extraction efficiency (A) and solubility (B) of highland barley β-glucan

如圖2B所示，隨著超聲處理時間的延長以及在微波熱效應的影響下，β-葡聚糖溶液濁度顯著降低，溶解度顯著升高（P＜0.05）。有研究發現，β-葡聚糖相對分子質量越大，溶液濁度越大[17]。未經超聲處理時，多聚物處于聚集狀態，β-葡聚糖分子鏈之間相互交聯、纏繞在一起，因此濁度較高。并且β-葡聚糖分子中存在較多羥基，親水基團的存在使得β-葡聚糖本身就對水分子有較強的親和力。由于超聲波產生的空化作用和微波的熱效應，使β-葡聚糖分子內積蓄熱量，導致β-葡聚糖的空間結構變得更加疏松，從而增強了β-葡聚糖的溶解特性。

2.3 超聲時間對β-葡聚糖乳化性和起泡性的影響

乳化性和起泡性作為食品體系中兩個重要的基本功能特性，在食品加工中也是必不可少的一部分。當β-葡聚糖作為穩定劑、新型食品開發以及食品品質調控等使用時，其乳化性和起泡性是非常重要的因素。因此，本實驗研究了不同超聲處理時間對青稞β-葡聚糖溶解性和起泡性的影響。

如圖3A所示，隨著超聲處理時間的延長以及微波熱效應的影響下，β-葡聚糖溶液的乳化能力和乳化穩定性逐漸降低（P＜0.05）。有研究表明，β-葡聚糖的乳化性隨著相對分子質量的變化而變化。β-葡聚糖相對分子質量越大，乳化穩定性越高。同時，β-葡聚糖溶液的黏度也與乳化穩定性有著密切關系。溶液黏度越大，乳化液中液滴的運動速度越慢。黏度大的β-葡聚糖溶液可以形成黏彈性較高的界面膜，這也是提高乳化穩定性的重要因素[18]。因此，超聲處理時間越長，β-葡聚糖相對分子質量越低，溶液黏度越小，乳化性和乳化穩定性越差。

圖3 超聲處理青稞β-葡聚糖乳化性（A）和起泡性（B）的變化Fig.3 Effect of sonication time on the emulsifying capacity (A) and foaming capacity (B) of highland barley β-glucan

如圖3B所示，隨著超聲處理時間的延長以及微波熱效應的影響下，β-葡聚糖溶液的起泡能力顯著增加，而泡沫穩定性顯著降低（P＜0.05）。β-葡聚糖的起泡能力與其凝膠特性有關，而泡沫穩定性與其表觀黏度有關。Ren Yao等[19]對β-葡聚糖相對分子質量與凝膠形成速率的關系進行了研究，結果表明β-葡聚糖相對分子質量越小，形成凝膠速率越快；Lazaridou等[20]對β-葡聚糖相對分子質量與凝膠穩定性的關系進行了研究，結果表明，相對分子質量大的β-葡聚糖能形成組織結構更為緊密的凝膠網絡，即凝膠強度較大的硬質凝膠；而相對分子質量小的β-葡聚糖其空間構型小，形成凝膠強度較小的軟質凝膠，不利于泡沫穩定。這可能是由于相對分子質量越小，β-葡聚糖運動能力越強、擴散速率越快，更易于由不規則排序轉向有序排列，形成三維凝膠網絡結構；另一種可能是相對分子質量越小的β-葡聚糖分子間相互作用程度越低，分子鏈之間有效碰撞的幾率越大，因此形成凝膠速率越快。與此同時，隨著超聲處理時間的延長，β-葡聚糖的表觀黏度、儲能模量和損耗模量均呈現下降趨勢，導致β-葡聚糖溶液黏彈性降低，有利于泡沫的形成，但不利于泡沫的穩定。

2.4 超聲時間對β-葡聚糖流變學特性的影響

如圖4A所示，在0.1～100 s-1剪切速率范圍內，不同超聲處理時間下β-葡聚糖溶液的表觀黏度（tanδ）均隨剪切速率的增大而減小，β-葡聚糖溶液呈現典型的非牛頓流體性質和假塑性流體特性，出現剪切稀化行為。這可能是因為隨著剪切速率的增大，β-葡聚糖大分子鏈解纏結，排列逐漸趨于規則，因此黏度下降[21]；另一方面可能是因為β-葡聚糖分子中存在大量的親水基團，在靜止或剪切速率較小的情況下，β-葡聚糖分子中的親水基團能束縛大量自由水，流動阻力較強，黏度較大。但隨著剪切速率的增大，β-葡聚糖分子形成外膜，流動阻力減弱，導致黏度降低[22]。同時，隨著超聲處理時間的延長，β-葡聚糖分子間的糖苷鍵和分子內糖苷鍵斷裂，導致其相對分子質量減少，表觀黏度降低。

圖4 超聲處理青稞β-葡聚糖黏彈性的變化Fig.4 Effect of sonication time on the viscoelasticity of highland barley β-glucan

圖4B～D表示超聲處理時間對青稞β-葡聚糖黏彈性的影響。不同超聲處理時間提取的β-葡聚糖溶液儲能模量（G’）和損耗模量（G”）均隨著振蕩頻率的增加而增加；損耗因子（tanδ）隨著振蕩頻率的增加而降低，在1.2 Hz附近出現波動。隨著超聲處理時間的延長，G’、G”和tanδ大體均呈下降趨勢。當超聲處理時間為40 min時，振蕩頻率約在0.11～0.12 Hz區域時，G”與G’出現交叉點，即tanδ＝1，β-葡聚糖溶液黏性行為與彈性行為相當；當振蕩頻率在0.01～0.11 Hz區域（tanδ＞1）時，β-葡聚糖溶液G’＜G”，β-葡聚糖分子鏈間解纏結，排列逐漸趨于規則，表現出稀溶液的性質；當振蕩頻率大于0.12 Hz（tanδ＜1）時，β-葡聚糖溶液G’＞G”，此時β-葡聚糖溶液彈性行為大于其黏性行為，并呈現出類似固體的特征。這可能是因為隨著振蕩頻率的增大，由振動引起β-葡聚糖分子鏈之間纏繞交聯的速率大于其解纏結排序速率，此時β-葡聚糖大分子之間互相纏繞，形成交聯的凝膠網絡，因此β-葡聚糖溶液彈性特征優于其黏性特征[23]。此外，超聲時間為40 min的β-葡聚糖溶液在剪切速率大于1 Hz附近時tanδ＝0.1，具有弱凝膠特性[24]。

2.5 超聲處理時間對β-葡聚糖粒徑的影響

如圖5所示，所有處理條件下提取的β-葡聚糖都在100～10 000 nm間出現峰值，經過微波處理而未經超聲處理的β-葡聚糖在7 654 nm左右出現一個峰，表明β-葡聚糖中存在大顆粒或聚集體，出現的第2個峰可能是微波的熱效應導致的。與未經超聲處理的β-葡聚糖相比，超聲處理10、20、30 min和40 min的β-葡聚糖出現兩個峰，并且峰值逐漸左移，粒徑變小。這可能是由于微波超聲聯用處理使大分子β-葡聚糖裂解成一部分小分子β-葡聚糖[25]。微波處理會引起β-葡聚糖構象轉變，破壞分子內和分子間的氫鍵，從而使β-葡聚糖粒徑減小。超聲空化是微米級氣泡快速成核、生長和破裂的過程[26]。大顆粒的出現表明小顆粒的再團聚，在持續超聲處理以及微波加熱的作用下，熱效應和空化效應導致小顆粒在超聲作用下重新團聚。

圖5 超聲處理青稞β-葡聚糖粒徑分布變化Fig.5 Effect of sonication time on the particle size distribution of highland barley β-glucan

2.6 超聲時間對β-葡聚糖紅外光譜的影響

如圖6所示，在不同超聲處理時間以及微波熱效應的影響下，提取的青稞β-葡聚糖紅外光譜圖峰型基本吻合，基本官能團沒有發生變化，并未出現新的吸收峰。其中，3 405 cm-1處的吸收峰可能是由多糖鏈中糖苷鍵間/內的相互作用導致的O—H收縮振動引起的[27]；2 931 cm-1處的吸收峰是糖類的特征峰，可能是由于飽和碳上的C—H的收縮振動引起的[28]；1 630 cm-1處的吸收峰為糖的水化物的吸收峰，即與水結合的O-H鍵彎曲形成的，或是β-葡聚糖中殘留的少量蛋白質中的N-H基團吸收峰[29]；1 390 cm-1處的吸收峰則是C—H面內彎曲振動和變角振動產生的；1 074 cm-1處的吸收峰可能是由β-(1→4)和β-(1→3)連接的C—O—C振動產生[30]；而897 cm-1處微小的吸收峰為β-D-葡萄吡喃糖的特征吸收峰。表明不同超聲處理時間提取的青稞β-葡聚糖的基本結構是β-D-吡喃型葡萄糖[31]，且超聲提取β-葡聚糖不會造成基本官能團發生改變。與此同時，隨著超聲處理時間的延長，紅外光譜峰面積逐漸減小，這表示各個官能團的含量減少，所提取的β-葡聚糖相對分子質量逐漸減小，該結果與粒徑分布結果一致。

圖6 超聲處理青稞β-葡聚糖的紅外光譜圖Fig.6 Effect of sonication time on the FTIR spectrum of highland barley β-glucan

2.7 超聲時間對β-葡聚糖掃描電子顯微鏡結果的影響

在不同超聲處理時間以及微波熱效應的影響下提取的青稞β-葡聚糖微觀結構如圖7所示，超聲處理時間對青稞β-葡聚糖的形態和結構存在顯著差異。未經超聲處理的青稞β-葡聚糖表面結構主要以致密聚集片段的形式存在（圖7A）；隨著超聲處理時間的延長，青稞β-葡聚糖表面出現細小空洞，呈現出多孔、疏松的聚集體狀態（圖7B～E）。這是由于超聲處理產生的空化效應和機械振動以及微波的熱效應導致青稞β-葡聚糖的分子間氫鍵被破壞，使得大分子質量的β-葡聚糖分子鏈之間解離，從而形成多孔海綿狀或蓬松的外觀[32]。因此，青稞β-葡聚糖結構松散，片段變小。

圖7 超聲處理青稞β-葡聚糖的微觀結構Fig.7 Effect of sonication time on the scanning electron microscopic image of highland barley β-glucan

3 結論

超聲的空化效應可以產生的極高壓力并且提高局部溫度，從而破壞細胞壁，使得細胞中的有效成分能夠快速的釋放到溶劑中。微波處理可以破壞植物細胞壁及外膜，使胞內成分流出，同時，微波還可以通過偶極子旋轉對分子產生直接的內部加熱作用。和傳統的水浴相比，微波增強了α-淀粉酶活性，有助于增強青稞麩皮粉的酶解效果，為酶解奠定基礎；在微波超聲聯用處理的最佳提取條件下，料液比1∶20（g/mL）、超聲功率600 W提取30 min、微波加熱60 ℃提取30 min，青稞β-葡聚糖的得率最高，可達（6.30±0.38）%。同時，微波超聲聯用不僅增強了青稞β-葡聚糖的提取效果，并且改變了其功能特性。隨著超聲處理時間的延長，在超聲空化以及微波熱效應的影響下，青稞β-葡聚糖濁度、乳化性和泡沫穩定性降低，溶解度和起泡能力增加；這是由于超聲空化效應和機械振動使β-葡聚糖由較大的聚集體解聚成較小的聚集體，導致其表觀黏度降低，交聯現象變弱，而微波的熱效應破壞了β-葡聚糖分子間（內）的糖苷鍵，從而使β-葡聚糖相對分子質量和粒徑減小。同時，微波超聲聯用也使青稞β-葡聚糖微觀結構發生改變。掃描電子顯微鏡結果顯示，隨著超聲處理時間的延長，青稞β-葡聚糖結構逐漸松散，片段變小。本研究為青稞資源開發利用以及青稞β-葡聚糖新食品類型開發提供一定的理論依據。