七氟烷后處理對大鼠腦缺血再灌注損傷保護作用的研究

毛藝錕 王士雷 吳秀云 趙芹 李瑜

［摘要］ ?目的??探討七氟烷后處理對大鼠腦缺血再灌注（I/R）損傷的保護作用及其機制。

方法選擇SPF級成年健康雄性SD大鼠80只，隨機分為假手術組（S組）、腦缺血再灌注組（I/R組）、腦I/R+七氟烷后處理組（ISP組）、腦I/R+七氟烷后處理+核因子E2相關因子2（Nrf2）抑制劑組（ISPB組），每組20只。除S組外，其余組大鼠均用線栓法閉塞大腦中動脈2 h并再灌注24 h的方法制備腦I/R損傷大鼠模型（S組大鼠只在大腦中動脈下穿線不結扎）。ISP組大鼠于再灌注即刻吸入3%七氟烷30 min，ISPB組在缺血前30 min腹腔注射Nrf2抑制劑鴉膽子苦醇（2 mg/kg），其余處理同ISP組。建模成功后通過神經功能評分評估各組大鼠神經功能損害程度。隨后獲取大鼠左心室血及腦組織病理切片，以2，3，5-氯化三苯基四氮唑（TTC）染色測定各組大鼠腦梗死體積百分比，采用酶聯免疫吸附試驗檢測大鼠血清中炎癥因子白細胞介素-1β（IL-1β）、腫瘤壞死因子-α（TNF-α）和氧化應激相關因子丙二醛（MDA）及超氧化物歧化酶（SOD）水平，采用免疫印跡實驗檢測大鼠腦組織中凋亡相關蛋白B細胞淋巴瘤-2（Bcl-2）、Bcl-2相關聯x（Bax）、半胱胺酸天冬氨酸蛋白酶-3（Caspase-3）及Nrf2信號通路相關蛋白Nrf2和血紅素加氧酶1（HO-1）表達，采用免疫熒光實驗檢測大鼠腦組織細胞核內外Nrf2表達。

結果與I/R組相比，ISP組大鼠神經功能缺損評分、腦梗死體積百分比，以及血清IL-1β、TNF-α、MDA水平和腦組織總蛋白Bax、Caspase-3水平均下降（t=5.76～18.39，P<0.05）；血清中SOD水平及腦組織總蛋白Nrf2、HO-1、Bcl-2水平均升高（t=5.73～14.08，P<0.05），Nrf2免疫熒光強度增強。與ISP組相比，ISPB組神經功能缺損評分、腦梗死體積百分比，以及血清中IL-1β、TNF-α、MDA水平和腦組織總蛋白Bax、Caspase-3水平均升高（t=3.06～8.19，P<0.05）；血清中SOD水平和腦組織總蛋白Nrf2、HO-1、Bcl-2水平均下降（t=2.67～9.01，P<0.05），Nrf2免疫熒光強度減弱。

結論七氟烷后處理可以通過激活Nrf2信號通路抑制氧化應激、炎癥反應和細胞凋亡，減輕大鼠腦I/R損傷。

［關鍵詞］ ?七氟烷；缺血后處理；腦缺血；再灌注損傷；NF-E2相關因子2；信號傳導；大鼠，Sprague-Dawley

［中圖分類號］ ?R619.9;R743.31

［文獻標志碼］ ?A

Protective effect of sevoflurane postconditioning against cerebral ischemia/reperfusion injury in rats

MAO Yikun， WANG Shilei， WU Xiuyun， ZHAO Qin， LI Yu

（Department of Anesthesiology， The Affiliated Hospital of Qingdao University， Qingdao 266555， China）

;［ABSTRACT］?Objective?To investigate the protective effect of sevoflurane postconditioning against cerebral ischemia/reperfusion （I/R） injury in rats and its mechanism of action.

Methods?A total of 80 specific pathogen-free healthy adult male Sprague-Dawley rats were selected and randomly divided into sham-operation group （S group）， cerebral I/R group （I/R group）， cerebral I/R+sevoflurane postconditioning group （ISP group）， and cerebral I/R+sevoflurane

postconditioning+nuclear factor ery-throid 2-related factor 2 （Nrf2） inhibitor group （ISPB group）， with 20 rats in each group. All rats except those in the S group were used to establish a rat model of cerebral I/R injury using the suture method for occlusion of the middle cerebral artery for 2 h， followed by reperfusion for 24 h， and for the rats in the S group， threading was performed below the middle cerebral artery without ligation. The rats in the ISP group were given inhalation of 3% sevoflurane immediately after reperfusion for 30 min， and those in the ISPB group were given intraperitoneal injection of the Nrf2 inhibitor brusatol （2 mg/kg） at 30 min before ischemia in addition to the treatment in the ISP group. After successful modeling， neurological deficit score was used to eval-

uate the degree of neurological impairment. Left ventricular blood samples and pathological sections of brain tissue were obtained， and 2，3，5-triphenyltetrazolium chloride staining was used to determine the percentage of cerebral infarct volume; enzyme-linked immunosorbent assay was used to measure the serum levels of inflammatory factors （interleukin-1β ［IL-1β］ and tumor necrosis factor-α ［TNF-α］） and oxidative stress-related factors （malondialdehyde ［MDA］ and superoxide dismutase ［SOD］）; Western blotting was used to mea-sure the expression of apoptosis-related proteins （B-cell lymphoma-2 ［Bcl-2］， Bcl-2 related x ［Bax］， and Caspase-3） and Nrf2 signaling pathway-related proteins （Nrf2 and heme oxygenase-1 ［HO-1］） in brain tissue; immunofluorescence assay was used to measure the expression of Nrf2 inside and outside the nucleus of brain tissue cells.

Results?Compared with the I/R group， the ISP group had significant reductions in neurological deficit score， the percentage of cerebral infarct volume， the serum levels of IL-1β， TNF-α， and MDA， and the levels of Bax and Caspase-3 in brain tissue （t=5.76-18.39，P<0.05） and significant increases in the serum level of SOD and the levels of Nrf2， HO-1， and Bcl-2 in brain tissue （t=5.73-14.08，P<0.05）， as well as a significant increase in Nrf2 immunofluorescence intensity. Compared with the ISP group， the ISPB group had significant increases in neurological deficit score， the percentage of cerebral infarct volume， the se-

rum levels of IL-1β， TNF-α， and MDA， and the levels of Bax and Caspase-3 in brain tissue （t=3.06-8.19，P<0.05） and significant reductions in the serum level of SOD and the levels of Nrf2， HO-1， and Bcl-2 in brain tissue （t=2.67-9.01，P<0.05）， as well as a reduction in Nrf2 immunofluorescence intensity.

Conclusion?Sevoflurane postconditioning can inhibit oxidative stress， inflammatory response， and cell apoptosis by activating the Nrf2 signaling pathway， thereby alleviating cerebral I/R injury in rats.

［KEY WORDS］?Sevoflurane; Ischemic postconditioning; Brain ischemia; Reperfusion injury; NF-E2-related factor 2; Signal transduction; Rats， Sprague-Dawley

腦缺血再灌注（I/R）損傷大多發生在大腦主要動脈閉塞的情況下，缺血后血管再通往往會給機體造成更大損害。大量實驗均采用大腦中動脈閉塞（MCAO）模型來研究腦I/R的機制［1］。當前，缺血性腦卒中在臨床中的發生率和致殘率仍較高，其病理損傷所涉及的分子機制復雜多樣，例如炎癥反應、細胞自噬、線粒體自噬、氧化應激、內質網應激、鈣超載、血腦屏障破壞等［2-3］，因此臨床上目前缺少針對腦I/R損傷的有效治療方案。

核因子E2相關因子2（Nrf2）是堿性亮氨酸拉鏈蛋白家族的成員之一，也是維持組織和細胞動態平衡的重要防御因子。有研究表明在腦I/R損傷等中樞神經系統急性損傷的病理過程中，Nrf2發揮了重要的神經保護作用，其中包括抑制氧化應激反應，減輕炎癥反應，抑制細胞凋亡等［4］。既往有研究證實，腦組織中Nrf2的上調可一定程度改善缺血后腦神經損傷［5］。七氟烷作為吸入麻醉劑，因其起效快、誘導平穩等優點，在臨床得到廣泛應用。許多研究表明I/R開始時對缺血組織進行七氟烷處理（即七氟烷后處理）具有抑制活性氧的過度釋放、抑制氧化應激平衡失調、減輕炎癥反應、防止細胞內鈣超載、減少神經元凋亡和穩定神經細胞膜等神經保護作用［6-7］，但七氟烷保護作用的具體機制尚未完全清楚。本研究擬通過建立大鼠MCAO模型，探討七氟烷對大鼠腦I/R損傷的保護作用及其機制。

1 材料與方法

1.1 實驗材料

SPF級成年健康雄性SD大鼠80只（體質量230～250 g）購自濟南朋悅實驗動物繁育有限公司，鴉膽子苦醇購自北京索萊寶科技有限公司，2，3，5-氯化三苯基四氮唑（TTC）染色液購自上海源葉生物科技有限公司，血清超氧化物歧化酶（SOD）及丙二醛（MDA）ELISA試劑盒購江蘇蘇酶科生物科技有限公司，腫瘤壞死因子-α（TNF-α）及白細胞介素-1β（IL-1β）的ELISA試劑盒購自武漢愛博泰克生物科技有限公司，B細胞淋巴瘤-2（Bcl-2）購自英國Abcam公司，Nrf2及Bcl-2相關聯x（Bax）購自武漢三鷹生物技術有限公司，半胱氨酸天冬氨酸蛋白酶-3（Caspase-3）購買自北京博奧森生物技術有限公司，β-actin購自武漢伊萊瑞特生物科技有限公司。

1.2 分組與處理

將大鼠飼養在SPF動物房中，12 h/12 h晝夜環境，溫度控制在（22±2）℃，可以自由獲取水和食物。按簡單隨機分組將大鼠分為假手術組（S組）、腦I/R組（I/R組）、腦I/R+七氟烷后處理組（ISP組）、腦I/R+七氟烷后處理+Nrf2抑制劑組（ISPB組），每組20只。

將各組大鼠禁食12 h，麻醉后仰臥位固定，常規暴露并分離大鼠的右側頸總動脈、頸外動脈和頸內動脈。動脈夾夾閉頸外動脈，結扎頸總動脈和頸內動脈，間隔為1 cm左右。I/R、ISP及ISPB組大鼠于兩結扎點中間動脈段上剪一小口，將備好的線栓插入至大腦中動脈起始處，線栓插入深度為17～18 mm，S組大鼠結扎中間不做處理，結扎消毒后縫合各組大鼠組織皮膚。MCAO 2 h后將線栓拔出，使頭端退到頸總動脈，即可恢復血流再灌注，大鼠出現偏癱癥狀視為造模成功。ISP組大鼠再灌注開始時暴露于3%七氟烷30 min，ISPB組大鼠MCAO前30 min腹腔注射Nrf2信號通路抑制劑鴉膽子苦醇（溶于1 mL生理鹽水中）2 mg/kg，再灌注開始時暴露于3%七氟烷30 min。

1.3 神經功能缺損評分

再灌注24 h后，每組中隨機選取4只大鼠，參照Zea-longa評分標準［8］評估神經功能缺損情況。

1.4 腦梗死體積百分比測定

再灌注24 h后麻醉各組大鼠，左心室采血（每只3～5 mL），置于離心機中以3 500 r/min離心15 min，取上清液保存備用；隨后使用PBS對大鼠進行心臟灌注，待大鼠肺和口唇黏膜等由紅潤變為蒼白，心臟和肝臟等由深紅變為淺紅時結束灌注，冰上斷頭取腦備用。每組隨機選取3只大鼠的腦組織，置于－20 ℃冰箱冷凍30 min后，由前向后間隔2 mm進行冠狀切片，共切5片。將切片置于2% TTC染色液中，37 ℃下避光孵育30 min，切片變色后將其置于4%多聚甲醛中固定并拍照。用Image J軟件計算每層的梗死體積，并計算腦梗死體積百分比。腦梗死體積百分比（%）=梗塞體積/（梗塞體積+非梗塞體積）×100%。

1.5酶聯免疫吸附試驗檢測大鼠血清中氧化應激相關因子SOD、MDA以及炎癥因子TNF-α、IL-1β水平 每組隨機采集4只大鼠的血清，按照ELISA試劑盒按照說明書要求測定各組大鼠血清中SOD、MDA、TNF-α及IL-1β水平。

1.6免疫印跡法檢測腦組織中Nrf2、HO-1、Bcl-2、Bax、Caspase-3表達

每組隨機選取4只大鼠腦組織，切片后選取梗死部位，加入含蛋白酶抑制劑的組織裂解液將腦組織裂解，并提取腦梗死區域總蛋白。使用BCA試劑盒測定蛋白濃度，上樣30 μg蛋白，80 V下于凝膠中電泳30 min，待蛋白到達分離膠后，調整為120 V下于凝膠中電泳60 min；通過濕轉法按290 mA、120 min將蛋白轉至PVDF膜，用含體積分數0.05脫脂奶粉的TBST緩沖液于室溫封閉2 h，洗膜后分別加入Nrf2（1∶5 000）、Bax（1∶15 000）、Bcl-2（1∶2 000）及Caspase-3（1∶1 000）一抗，4 ℃下孵育過夜；次日加入辣根過氧化物酶標記的山羊抗兔多克隆抗體（1∶5 000）或者抗鼠多克隆抗體（1∶5 000）室溫孵育1.5 h，條帶上滴加ECL化學發光液置于凝膠成像儀顯影。用Image J軟件測定蛋白條帶灰度值，以目的蛋白條帶灰度值和內參β-actin（1∶1 000）條帶灰度值比值代表各目的蛋白的相對表達水平。

1.7免疫熒光實驗檢測腦組織中Nrf2表達

每組隨機選取4只大鼠腦組織，在冠狀平面由前向后以4 μm厚切片，石蠟包埋并脫水，用EDTA抗原修復緩沖液將脫水后的組織切片進行抗原修復；再用體積分數0.10的驢血清封閉30 min，甩干封閉液后加入Nrf2一抗（1∶500），4 ℃下孵育過夜；洗滌之后再加入Cy3標記山羊抗兔二抗（1∶300），避光室溫孵育1 h；再加入DAPI染液，避光室溫下孵育10 min，甩干后封片，將切片置于熒光顯微鏡下觀察并采集圖像。

1.8 統計學方法

采用GraphPad Prism 8.0軟件對數據進行統計學分析。符合正態分布的計量資料以 ±s表示，多組間比較采用單因素方差分析，兩兩比較采用Tukey檢驗。以P<0.05為差異有統計學意義。

2 結 ?果

2.1 四組大鼠神經功能缺損評分和腦梗死體積百分比比較

S組、I/R組、ISP組及ISPB組大鼠的神經功能缺損評分分別為0、（3.70±0.61）、（1.10±0.10）、（2.43±0.49）分，以上四組腦梗死體積百分比分別為0、（33.44±2.55）%、（12.50±0.88）%和（24.47±2.67）%。I/R組大鼠神經功能缺損評分及腦梗死體積百分比均顯著高于S組及ISP組（F=49.67、176.20，t=7.31～22.74，P<0.05），ISP組神經功能缺損評分以及腦梗死體積百分比顯著低于ISPB組（t=4.59、7.37，P<0.05）。見圖1。

2.2四組大鼠血清中IL-1β、TNF-α、MDA、SOD水平比較

I/R組大鼠血清中IL-1β、TNF-α和MDA水平顯著高于S、ISP組（F=60.58～126.70，t=6.16～28.74，P<0.05），SOD水平顯著低于S、ISP組（F=208.00，t=14.08、21.90，P<0.05）；ISP組IL-1β、TNF-α和MDA水平顯著低于ISPB組（t=3.06～8.19，P<0.05），SOD水平則顯著高于ISPB組（t=7.79，P<0.05）。見表1。

2.3四組大鼠腦組織當中Bax、Bcl-2、Caspase-3、Nrf2、HO-1蛋白水平比較

I/R組大鼠腦組織中Bax、Caspase-3蛋白的水平顯著高于S、ISP組（F=26.05、31.95，t=5.44～12.19，P<0.05），Bcl-2、Nrf2、HO-1蛋白水平低于S組、ISP組（F=23.55～65.14，t=5.73～11.43，P<0.05）；ISP組Bax、Caspase-3蛋白水平顯著低于ISPB組（t=3.06、3.41，P<0.05），Bcl-2、Nrf2、HO-1蛋白水平顯著高于ISPB組（t=2.67～9.01，P<0.05）。見表2、圖2。

2.4四組大鼠腦組織中Nrf2表達的比較

免疫熒光實驗檢測結果顯示，ISP組大鼠腦組織中Nrf2免疫熒光強度高于S、ISP及ISPB組。見圖3。

3 討 ?論

腦I/R損傷會造成機體一系列應激反應，如氧化應激平衡失調、炎癥反應發生、細胞出現凋亡和自噬等。既往研究表明，I/R模型造模前30 min腹腔注射Nrf2抑制劑鴉膽子苦醇會減少腦組織中Nrf2的表達［9］，本課題組前期的預實驗也得出了同樣結論，因此本研究參考以上結論設置了ISPB組。

本研究結果顯示，與ISP組相比，ISPB組大鼠的神經功能缺損評分增加，腦梗死體積百分比增加，血清中MDA、IL-1β以及TNF-α水平均升高，SOD水平降低，腦組織總蛋白Bax、Caspase-3水平升高，Bcl-2、Nrf2和HO-1水平降低，腦組織Nrf2免疫熒光強度下降，提示七氟烷后處理可以通過激活Nrf2信號通路，從而抑制氧化應激、炎癥反應和細胞凋亡，減輕大鼠腦I/R損傷。

正常情況下，機體內活性氧（ROS）的生成與細胞抗氧化機制相平衡。當暴露于有害刺激時，ROS會大量生成而打破平衡，導致氧化應激平衡失調。氧化應激通過多種不同途徑參與腦缺血損傷，破壞細胞結構，損害細胞正常功能，進而導致細胞壞死和凋亡。抗氧化系統的激活是機體對各類氧化損傷的反應機制，以減少氧化應激帶來的損害。SOD和谷胱甘肽等通過維持細胞和組織的氧化還原平衡發揮抗氧化作用［10］。SOD和MDA是衡量氧化應激反應的兩個重要的指標，SOD能夠清除體內的氧自由基，MDA則是衡量膜脂過氧化程度的常用指標之一［8］。ROS能夠導致細胞膜脂質的過氧化，生成MDA，進而加重血腦屏障等結構的損傷［11］。腦I/R損傷可以引起炎癥級聯反應，包括氧化應激、免疫細胞浸潤和炎癥因子產生等。被激活的免疫細胞中促炎M1表型小膠質細胞能夠釋放TNF-α、IL-1β和IL-6等炎癥因子，加劇腦損傷［12-13］。作為堿性亮氨酸家族成員之一，Nrf2可結合抗氧化反應元件激活轉錄因子（如HO-1等），募集炎癥細胞促進抗炎過程，Nrf2的上調能夠抑制TNF-α和IL-1β等炎癥因子的過度產生，并遏制慢性炎癥性疾病進程。Nrf2也參與細胞及組織氧化還原平衡的調節過程，Nrf2能夠激活多種抗氧化蛋白的表達，減少ROS導致的細胞損傷［14］。有研究表明，腦I/R損傷后，Nrf2被激活，一系列抗氧化基因開始轉錄，HO-1等表達增加［15］。HO-1可催化氧化性血紅素分解代謝的關鍵步驟［16］，增強腦組織對缺血導致氧化損傷的耐受程度［17］。既往研究表明，Nrf2和HO-1的表達能夠抑制細胞炎癥反應，在腦I/R過程中發揮神經保護作用［18］。本研究中，與I/R組相比，ISP組大鼠血清中MDA水平下降，SOD水平上升，血清中IL-1β和TNF-α水平下降，腦組織總蛋白Nrf2和HO-1水平上升，腦組織Nrf2免疫熒光強度增強，表明在腦I/R損傷過程中，七氟烷后處理激活了大鼠Nrf2信號通路，減弱了I/R導致的炎癥反應，并在一定程度上抑制了氧化應激反應。

I/R過程可通過細胞凋亡導致細胞死亡，而細胞凋亡則導致缺血組織產生大量炎癥反應［19］。細胞凋亡分為內源性和外源性兩種途徑，其中外源性途徑是指在病理條件下，細胞膜表面被激活的死亡配體與受體結合誘發的一系列級聯反應。腦I/R損傷引起的炎癥反應和氧化應激能夠激活巨噬細胞，巨噬細胞分泌TNF-α，其與細胞表面Toll樣受體結合后，激活Caspase-8，Caspase-8進一步激活Caspase-3，引發外源性細胞凋亡［20］。細胞內部的多種因素如DNA損傷、存活因子缺少或內質網應激等均可引起內源性凋亡，促凋亡蛋白Bax和抗凋亡蛋白Bcl-2是內源性凋亡途徑中的關鍵蛋白，其平衡在I/R誘導的細胞凋亡中起關鍵作用［21］。Nrf2信號通路可通過抑制細胞凋亡在I/R過程中起到腦保護作用，Nrf2可誘導抗凋亡蛋白Bcl-2表達并且抑制Bax易位至線粒體，從而降低細胞色素c的釋放。另外，Nrf2受體的依賴性激活能夠通過抑制Caspase-3的激活而減少腦缺血造成的細胞凋亡。本研究結果顯示，ISP組較I/R組大鼠腦組織總蛋白Bax、Caspase-3水平下降，Bcl-2水平上升，表明七氟烷后處理抑制了I/R誘導的神經細胞凋亡。

綜上所述，七氟烷后處理可以通過激活Nrf2信號通路抑制氧化應激反應、炎癥反應和細胞凋亡，減輕大鼠腦I/R損傷。

倫理批準和動物權利聲明： 本研究涉及的所有動物實驗均已通過青島大學附屬醫院實驗動物福利倫理委員會的審核批準（文件號AH-QU-MAL20220218）。所有實驗過程均遵照《實驗動物管理與使用指南》的條例進行。

作者聲明： 毛藝錕、王士雷、李瑜參與了研究設計；毛藝錕、王士雷、吳秀云、趙芹、李瑜參與了論文的寫作和修改。所有作者均閱讀并同意發表該論文，且均聲明不存在利益沖突。

［參考文獻］

［1］PARK Y H， PARK H P， KIM E， et al. The antioxidant effect of preischemic dexmedetomidine in a rat model： Increased expression of Nrf2/HO-1 via the PKC pathway［J］. Braz J Anesthesiol， 2023，73（2）：177-185.

［2］ HITOMI E， SIMPKINS A N， LUBY M， et al. Blood-ocular barrier disruption in patients with acute stroke［J］. Neurology， 2018，90（11）：e915-e923.

［3］ FAN Y Y， HU W W， NAN F， et al. Postconditioning-induced neuroprotection， mechanisms and applications in cerebral ischemia［J］. Neurochem Int， 2017，107：43-56.

［4］ YUAN Q H， YUAN Y， ZHENG Y， et al. Anti-cerebral ischemia reperfusion injury of polysaccharides： A review of the mechanisms［J］. Biomed Pharmacother， 2021，137：111303.

［5］ WANG L， ZHANG X， XIONG X， et al. Nrf2 regulates oxidative stress and its role in cerebral ischemic stroke［J］. Antioxidants， 2022，11（12）：2377-2377.

［6］ WANG H L， LI P Y， XU N， et al. Paradigms and mechanisms of inhalational anesthetics mediated neuroprotection against cerebral ischemic stroke［J］. Med Gas Res， 2016，6（4）：194-205.

［7］ YANG T， SUN Y， ZHANG F. Anti-oxidative aspect of inhaled anesthetic gases against acute brain injury［J］. Med Gas Res， 2016，6（4）：223-226.

［8］ SINGH L， SINGH A P， BHATTI R. Mechanistic interplay of various mediators involved in mediating the neuroprotective effect of daphnetin［J］. Pharmacol Rep， 2021，73（5）：1220-1229.

［9］ JIANG S， DENG C， LV J J， et al. Nrf2 weaves an elaborate network of neuroprotection against stroke［J］. Mol Neurobiol， 2017，54（2）：1440-1455.

［10］ SHANG S J， SUN F Q， ZHU Y L， et al. Sevoflurane preconditioning improves neuroinflammation in cerebral ischemia/reperfusion induced rats through ROS-NLRP3 pathway［J］. Neurosci Lett， 2023，801：137164.

［11］ LI L， PENG L， ZHU J， et al. DJ-1 alleviates oxidative stress injury by activating the Nrf2 pathway in rats with cerebral ischemia-reperfusion injury［J］. Nan Fang Yi Ke Da Xue Xue Bao， 2021，41（5）：679-686.

［12］ DING Y， CHEN M C， WANG M M， et al. Posttreatment with 11-keto-β-boswellic acid ameliorates cerebral ischemia-reperfusion injury： Nrf2/HO-1 pathway as a potential mechanism［J］. Mol Neurobiol， 2015，52（3）：1430-1439.

［13］ SUN Y， YANG X， XU L J， et al. The role of Nrf2 in relieving cerebral ischemia-reperfusion injury［J］. Curr Neuropharmacol， 2023，21（6）：1405-1420.

［14］ PARK H R， LEE H， LEE J J， et al. Protective effects of spatholobi caulis extract on neuronal damage and focal ischemic stroke/reperfusion injury［J］. Mol Neurobiol， 2018，55（6）：4650-4666.

［15］SINGH S， NAGALAKSHMI D， SHARMA K K， et al. Natural antioxidants for neuroinflammatory disorders and possible involvement of Nrf2 pathway： A review［J］. Heliyon， 2021，7（2）：e06216.

［16］ JURCAU A， SIMION A. Neuroinflammation in cerebral ischemia and ischemia/reperfusion injuries： From pathophysio-

logy to therapeutic strategies［J］. Int J Mol Sci， 2021，23（1）：14.

［17］ LOU J， CAO G X， LI R R， et al. β-caryophyllene attenuates focal cerebral ischemia-reperfusion injury by Nrf2/HO-1 pathway in rats［J］. Neurochem Res， 2016，41（6）：1291-1304.

［18］ CHEN W W， TENG X， DING H M， et al. Nrf2 protects against cerebral ischemia-reperfusion injury by suppressing programmed necrosis and inflammatory signaling pathways［J］. Ann Transl Med， 2022，10（6）：285.

［19］ LIU H， JING X B， DONG A Q， et al. Overexpression of TIMP3 protects against cardiac ischemia/reperfusion injury by inhibiting myocardial apoptosis through ROS/mapks pathway［J］. Cell Physiol Biochem， 2017，44（3）：1011-1023.

［20］ SAHA S， BUTTARI B， PANIERI E， et al. An overview of Nrf2 signaling pathway and its role in inflammation［J］. Molecules， 2020，25（22）：5474.

［21］ XU Q， CHEUNG R T F. Melatonin mitigates type 1 diabetes-aggravated cerebral ischemia-reperfusion injury through anti-inflammatory and anti-apoptotic effects［J］. Brain Behav， 2023，13（9）：e3118.

（本文編輯 范睿心 厲建強）