藜麥甜菜素提取純化及穩定性和抗氧化能力研究

摘 要：以中藜7號成熟期地上部分為實驗材料，分別設計甜菜素提取溶劑種類、料液比、溫度、時間和搖床轉速等單因素實驗，探究了藜麥甜菜素提取條件，通過響應面優化獲得了藜麥甜菜素提取最佳工藝流程.通過乙醇脫水和大孔樹脂吸附的方法純化藜麥甜菜素.探究了光、pH值和溫度對甜菜素穩定性及抗氧化能力的影響.結果表明，以去離子水為提取溶劑，料液比為1∶20（g/mL），溫度為27 ℃，提取時間為35 min，搖床轉速為150 r/min時，提取效果較好.最終，甜菜素實際得率為9.55%±0.12%，純度達到87.57%±1.60%；大孔樹脂對藜麥甜菜素吸附效果為XDA-7gt;HP20gt;D101gt;S-8gt;NKA-9gt;AB-8，解析效果為D101gt;HP20gt;AB-8gt;XDA-7gt;NKA-9gt;S-8，D101為純化藜麥甜菜素最好的樹脂，通過D101吸附可以將藜麥甜菜素色價提高5.72%±1.13%;穩定性實驗表明，甜菜素在避光、溫度低于30 ℃、pH值為3.0～11.0的條件下最穩定；抗氧化實驗表明，甜菜素的ABTS自由基清除率gt;DPPH自由基清除率gt;OH自由基清除率.

關鍵詞：藜麥；甜菜素；提取；穩定性；抗氧化

中圖分類號：TS210.9

文獻標志碼：A

0 引 言

食用色素在食品中有廣泛的應用，天然色素具有安全無毒與色彩豐富等特點，還具有一定營養價值和藥用價值.目前，市場上常用的天然色素主要包括胭脂蟲紅、花青素、焦糖色素、類胡蘿卜素和姜黃素等［1］，而優質天然植物色素甜菜素占比較小.甜菜素最早在紅甜菜根中分離得到［2］.自然界中天然甜菜素主要分布在石竹目下17個科屬植物中，如紅甜菜、火龍果和仙人掌等植物［3］.甜菜素為水溶性含氮色素，有良好的著色能力，還有抗氧化、抗炎、抑菌、抗癌、治療肥胖和預防冠心病等功效［4］.長期以來，紅甜菜幾乎是甜菜素的唯一來源.然而，用紅甜菜提取的甜菜素容易攜帶微生物，伴有強烈的土腥味［5］，難以廣泛應用，而火龍果和仙人掌果因其成本過高，難以用于甜菜素商業開發［6］，因此，尋找其他來源的甜菜素是亟待解決的問題［7］.

色彩絢麗的藜麥中富含甜菜素，主要分布在成熟的藜麥秸稈、葉片、穗和種皮等組織中［8］.藜麥種子的營養價值被人們充分認識和重視，但秸稈、葉片和種皮等副產物往往被棄于田間，未被充分利用 ［9］.將藜麥秸稈等副產物作為提取甜菜素的原料，可使副產物得到充分利用，提升附加值，幫助種植戶增收［7］.目前，從藜麥秸稈等副產物中大量提取甜菜素的研究較少，藜麥來源的甜菜素與眾多天然色素一樣，也存在結構不穩定、提取得率與純度低等問題［10］，從藜麥秸稈等副產物中提取大量高純度的甜菜素顯得尤為重要.基于此，本研究以成熟期藜麥地上部分植株為實驗材料，探究藜麥甜菜素最佳提取工藝，并對其穩定性和抗氧化能力進行系統研究，研究結果可為藜麥甜菜素的開發利用提供依據.

1 材料與方法

1.1 儀 器

H2050R型離心機（湖南湘儀實驗室儀器開發有限公司），PHSJ-5T型實驗室pH計、721G-100型分光光度計（上海儀電科學儀器股份有限公司）.

1.2 材 料

中藜7號（ZL-7）、臺灣紅藜（TWHL）、黑藜1號（HL-1）、成都黑藜2號（成都H2），均采收于成都大學農業農村部雜糧加工重點實驗室簡陽試驗基地；甜菜素標準品，購自上海麥克林化科技股份有限公司；2，2-聯氮-雙（3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸）（ABTS）自由基、二苯基苦基苯肼（DPPH）自由基、羥基（OH）自由基，均購自北京索萊寶科技有限公司；其余試劑為分析純.

1.3 方 法

1.3.1 藜麥甜菜素檢測方法及預處理條件探究

1）甜菜素檢測方法探究.首先，配制1‰抗壞血酸（Vc）水緩沖液，調pH值為4.5.然后，用緩沖液分別配置1%的甜菜素標準品母液和ZL-7甜菜素粗提液，在380～700 nm波長范圍檢測最大吸收峰［7，11］.并用甜菜素標準品配制系列溶液，繪制標準曲線，甜菜素含量計算公式［7，12］為，

式中，X為甜菜素含量，g/mL；y為吸光度；b為標準方程截距；k為標準方程斜率；g為原材料重量.

2）藜麥原材料篩選及預處理.在已有的多份藜麥資源中，篩選出顏色較深的藜麥植株，植株成熟后，采收地上部分，將其在40 ℃條件下烘干3 d后，將藜麥莖稈、種皮和種子等組分分離，檢測其中的甜菜素含量，統計其不同組分的質量占比［7］.

3）藜麥甜菜素提取溶劑篩選.分別取5 mL去離子水、甲醇、乙醇、丙酮、氯仿、石油醚、食用油、乙二醇、乙酸乙酯、50%甲醇、50%乙醇、50%丙酮、50%乙二醇和50%丙三醇于試管中，分別加入0.2 g左右ZL-7種皮，在37 ℃，180 r/min條件下提取30 min，靜置1 h，然后在4 ℃，5 000 r/min條件下離心15 min，靜置到室溫，以對應提取劑為空白組，每組3個重復，全程避光操作，檢測535 nm波長處吸光度（OD535），計算甜菜素提取率［7，13］.

配制0%、10%、20%、30%、40%、50%、60%、70%、80%、90%和100%的乙醇溶液，各取10 mL，分別加入0.5 g ZL-7種皮，在37 ℃，180 r/min條件下提取30 min，靜置1 h，在4 ℃，5 000 r/min條件下離心15 min，靜置到室溫，以對應提取劑為空白組，每組3個重復，全程避光操作.檢測OD535，計算甜菜素提取率［7，14］.

1.3.2 藜麥甜菜素提取條件探究

1） 溫度.稱取0.1 g左右的ZL-7種皮，加入20 mL去離子水，將提取溫度分別設置為0、10、20、30、40、50、60和70 ℃，在180 r/min條件下震蕩30 min，靜置1 h，在5 000 r/min條件下離心15 min，檢測OD535，每組3個重復，全程避光操作［7，15］.

2） 時間.稱取0.5 g左右的ZL-7種皮于錐形瓶中，分別加入50 mL去離子水，于搖床中37 ℃，180 r/min震蕩，分別在0 min、1 min、5 min、10 min、15 min、30 min、1 h、1.5 h、2 h、3 h、4 h、5 h、6 h、7 h、8 h和9 h時進行取樣，靜置1 h后，在4 ℃，5 000 r/min條件下離心15 min，檢測OD535，每組3個重復，全程避光操作［7，16］.

3） 料液比.以ZL-7種皮為原材料，去離子水為提取劑，將料液比配制為1∶1、1∶2、1∶4、1∶10、1∶20、1∶30、1∶40、1∶50、1∶60、1∶70、1∶80、1∶90、1∶100、1∶200、1∶400和1∶1 000（g/mL），于搖床中37 ℃，180 r/min震蕩30 min，靜置1 h后，在5 000 r/min條件下離心15 min，檢測OD535，每組3個重復，全程避光操作［9，17］.

4）搖床轉速.稱取0.1 g左右ZL-7種皮，加入20 mL去離子水，將搖床轉速設置為0、50、100、150、200和250 r/min，溫度設置為30 ℃，震蕩時間為30 min，靜置1 h，在5 000 r/min條件下離心15 min，檢測OD535，每組3個重復，全程避光操作［7，18］.

1.3.3 響應面優化甜菜素提取條件

在響應面優化實驗中，以ZL-7種皮為原材料，其使用量定為1 g，用提取溶劑體積直接體現料液比.設置響應面因素見表1，使用Deseign-Expert 12進行響應面分析，用優化后的方法提取藜麥甜菜素，然后在-80 ℃，20 Pa條件下冷凍干燥，直到得到藜麥甜菜素粉末，用棕色瓶封裝后，放于4 ℃冰箱內避光保存［7，19］.

1.3.4 藜麥甜菜素純化

1）乙醇純化.稱取0.1 g藜麥甜菜素粉末11份，分別放入10 mL微型離心（EP）管中，分別加入10 mL 0%、10%、20%、30%、40%、50%、60%、70%、80%、90%和100%的乙醇溶液，充分混勻后，在5 000 r/min，25℃條件下離心15 min，每組3個重復，觀察甜菜素溶解情況.另取濃度為10%的藜麥甜菜素溶液，用9倍體積的無水乙醇脫水，再在5 000 r/min，25℃條件下離心15 min，每組3個重復，觀察藜麥甜菜素析出情況［7，10］.

2）大孔樹脂活化及靜態吸附.稱取一定量XDA-7、H20、D101、AB-8、S-8和NKA-9大孔樹脂，用2倍體積的95%乙醇浸泡24 h，用去離子水清洗至無乙醇味，用4%NaOH浸泡4 h，用去離子水洗至中性，再用4%HCl浸泡4 h，再用去離子水洗至中性，最后保存于4 ℃冰箱中備用［9，20］；配制1‰的藜麥甜菜素水溶液，檢測OD535，記作A0；分別稱取10 g上述步驟已活化的大孔樹脂于250 ml錐形瓶中，分別加入100 mL 1‰的藜麥甜菜素水溶液，每組3次重復，于搖床中以150 r/min，25 ℃的條件搖晃3.5 h，每隔0.5 h取樣，檢測OD535，記作A1.甜菜素吸附率［7，20］計算公式為，

3）大孔樹脂解析.配制1‰的藜麥甜菜素水溶液，檢測OD535，記作A0;分別稱取10 g上述步驟已活化的大孔樹脂于250 ml錐形瓶中，分別加入50 mL 1‰的藜麥甜菜素水溶液，每組3次重復，于搖床中以150 r/min，25 ℃的條件搖晃3.5 h，檢測OD535，記作A1；然后抽濾，保留固體樹脂，分別加入50 mL 40%的乙醇溶液于搖床中以150 r/min，25 ℃的條件搖晃3 h，每隔0.5 h取樣，檢測OD535，記作A2.每組3次重復，并避光操作，甜菜素解析率［7］計算公式為，

稱取60 g上述步驟得到的解析效果最好的大孔樹脂，加入300 mL 1‰的藜麥甜菜素水溶液，初始OD535記作A0;于搖床中以150 r/min，25 ℃的條件搖晃3 h后，然后抽濾，保留固體樹脂，檢測濾液OD535記作A1;平均分成11份，分別加入50 mL的0%、10%、20%、30%、40%、50%、60%、70%、80%、90%和100%的乙醇溶液，于搖床中以150 r/min，25 ℃的條件搖晃0.5 h，檢測OD535，記作A2.每組3次重復，并避光操作，用公式（3）計算藜麥甜菜素解析效率，找到最適合樹脂解析的乙醇濃度［14］.

4） 大孔樹脂動態吸附.在室溫下，將最適大孔樹脂填裝色譜柱，填料高36 cm，柱內徑2 cm，用3.5 mL/min的去離子水沖柱6 h，然后用40%乙醇溶液沖柱1 h，加入20 mL 1%藜麥甜菜素的40%乙醇溶液，再用流速為3.5 mL/min的40%乙醇溶液洗脫甜菜素，并每隔10 min取樣，在藜麥甜菜素大量流出時每隔5 min進行取樣，檢測OD535，每組3個重復，繪制甜菜素動態吸附曲線，甜菜素的洗脫速率用填料高度與最大出峰時間比值表示［7，21］.

1.3.5 甜菜素回收、色價檢測及純度鑒定

在甜菜素洗脫峰值時收集液體，并凍結干燥成粉末，將粉末配制成1%的藜麥甜菜素水溶液，檢測OD535，記作A4;將未用大孔樹脂吸附的甜菜素同樣配制成1%的甜菜素水溶液，檢測OD535，記作A5.色價變化率［7，18］計算公式為，

將0.01 g/mL的甜菜素標準品和已純化的藜麥甜菜素均梯度稀釋成0.001、0.002、0.003、0.004、0.005、0.006、0.007、0.008、0.009和0.01 g/mL的溶液，分別檢測OD535，進行線性擬合.將已純化的藜麥甜菜素配制1‰水溶液，檢測OD535，3組重復，計算藜麥甜菜素的平均純度［7，22］.稱取ZL-7秸稈和種皮等副產物混合物約100 g，各3份，用優化方案提取藜麥甜菜素，冷凍干燥后稱量得到甜菜素粉末重量，計算甜菜素平均得率.

1.3.6 甜菜素穩定性探究

1） 光照對甜菜素穩定性的影響.配制1%的藜麥甜菜素水溶液，檢測OD535，然后取30 mL甜菜素溶液放到培養皿中，3組重復，然后分別放置于30 ℃紫外強度為0.037 9 μmol/（m2·s）的紫外光室，可見光強度為1.524 0 μmol/（m2·s）的室內散光處，LED光照強度為54.370 0 μmol/（m2·s）的光室，以及光照強度為0.001 5 μmol/（m2·s）的黑暗條件下，每隔12 h檢測OD535，統計甜菜素OD535值的變化［7，12］.

2） 溫度對甜菜素穩定性的影響.配制1%藜麥甜菜素水溶液，將其分裝到10 mL EP管中，分別在0、10、20、30、40、50、60、70、80、90和100℃溫度下水浴0.5 h，冷卻至室溫后，檢測OD535，計算甜菜素百分比含量，每組3個重復，取平均值，全程避光操作［7，23］.

3） pH值對甜菜素穩定性的影響.用NaOH和HCl分別配制pH值為1.0、2.0、3.0、4.0、5.0、6.0、7.0、8.0、9.0、10.0、11.0、12.0、13.0和14.0的水溶液，各稱取0.5 g藜麥甜菜素粉末，分別加入5 mL對應pH值的水溶液，37 ℃條件下放置0.5 h，檢測OD535，每組3個重復，取平均值，用未加藜麥甜菜素的溶液做空白對照，全程避光操作［7，13］.

1.3.7 藜麥甜菜素抗氧化能力研究

配制1‰、2‰、3‰、4‰、5‰、6‰、7‰、8‰、9‰和1%的甜菜素溶液，放置于4 ℃冰箱，避光保存備用，配制1% Vc水溶液，再將其稀釋成0.2‰、0.4‰、0.6‰、0.8‰、1‰、2‰、3‰、4‰、5‰、6‰、7‰、8‰、9‰和1%的Vc水溶液，相同條件保存.以去離子水為空白對照，Vc溶液為陽性對照，甜菜素溶液為實驗組，分別用ABTS自由基、DPPH自由基和OH自由基清除能力檢測試劑盒進行抗氧化檢測，每組3個重復，注意避光操作［7，24］.

2 結果與分析

2.1 藜麥甜菜素檢測條件優化

甜菜素標準品溶液的最大吸收峰在528～538 nm波長范圍內.藜麥甜菜素溶液最大吸收峰在530～540 nm波長范圍內.藜麥甜菜素和甜菜素標準品的最大吸收峰基本保持一致，所以本研究將其檢測特征波長定為535 nm.甜菜素濃度和其在535 nm處的吸光度呈線性關系，相關系數為0.999，線性關系良好.

2.2 藜麥原材料篩選結果

比較幾種藜麥相同部位，ZL-7甜菜素含量均顯著高于其他幾種藜麥，葉片干粉中甜菜素含量最高，達到9.7%±0.15%，如圖1所示.ZL-7植株地上部分不同組分的質量占比統計結果表明，莖和種子的占比相當，分別為41.7%±3.3%和41.6%±3.63%，葉片質量占比為10.4%±0.41%，種皮的質量占比最低，為6.3%±0.43%，其地上部分廢棄物中莖質量占比最多，但是，其甜菜素含量卻低于種皮和葉片.可以將ZL-7的莖、葉片和種皮組分粉碎，混合后一起用作提取藜麥甜菜素的原材料.

2.3 藜麥甜菜素提取溶劑篩選

藜麥甜菜素不溶于食用油、丙酮、氯仿、石油醚、甲醇、乙酸乙酯和乙醇等有機溶劑，可溶于部分有機溶劑的水溶液中，如50%乙醇、去離子水、50%丙三酮、50%乙二醇、50%甲醇和50%丙酮等.藜麥甜菜素既能溶于無水乙二醇中，又能溶于乙二醇的水溶液.ZL-7甜菜素在乙二醇中溶解度最大，其次是去離子水和50%乙醇，但在50%乙醇和去離子水中的溶解性沒有顯著性差異，在50%丙酮、50%乙二醇、50%甲醇和50%丙三酮中的溶解度依次降低，如圖2（A）所示.選擇藜麥甜菜素提取溶劑時應考慮甜菜素下一步用途，若用于醫藥和食品等則要選用乙醇和去離子水等安全無毒的溶劑.甜菜素提取效率隨著乙醇溶液的濃度增大，逐漸降低，當乙醇濃度大于60%后，提取效率會顯著下降，如圖2（B）所示.從安全無毒和節約成本的角度出發，應選擇去離子水為提取溶劑.

2.4 藜麥甜菜素提取條件篩選

溫度對藜麥甜菜素提取率的影響如圖3（A）所示.隨著提取溫度的上升，藜麥甜菜素提取率逐漸上升，當溫度大于50℃后，藜麥甜菜素提取率逐漸下降.溫度上升，溶劑分子熱運動加劇，藜麥甜菜素更易溶出，當溫度過高時，藜麥甜菜素分子降解，導致藜麥甜菜素含量降低，所以藜麥甜菜素提取溫度應控制在20～40 ℃之間.

時間對藜菜麥甜素提取率的影響如圖3（B）所示.隨著提取時間的增加，藜麥甜菜素提取率逐漸上升，在1.5 h達到最高點，隨著時間的繼續增加，藜麥甜菜素提取率逐漸下降.提取時間越長，溶解到溶劑中的甜菜素越多，但是時間過長也會導致藜麥甜菜素的降解，這可能與藜麥甜菜素分子遇熱分解或被氧化有關.因此提取藜麥甜菜素的時間不應超過1.5 h，提取時間過長還可能因其他因素影響藜麥甜菜素的提取效果.

料液比對藜麥甜菜素提取率的影響如圖3（C）所示.藜麥原材料與去離子水的料液比為1∶1和1∶2（g/mL）時，溶劑太少，無法檢測，隨著料液比的增大，藜麥甜菜素提取率逐漸升高，當料液比為1∶30（g/mL）時達到最高點，當料液比超過1∶30（g/mL）后，藜麥甜菜素提取率逐漸下降.隨著料液比增大，溶劑逐漸增多，藜麥甜菜素更易析出，提取效果越好，當料液比超過1∶30（g/mL）時，其幾乎完全溶解于水溶液中，但是稀釋程度越大，其氧化分解與熱分解等更加劇烈，所以提取藜麥甜菜素時料液比在1∶30（g/mL）左右較好.

搖床轉速對藜麥甜菜素提取率的影響如圖3（D）所示.隨著轉速的增加，藜麥甜菜素的提取率逐漸上升，當搖床轉速高于150 r/min后，藜麥甜菜素提取率趨于穩定.當轉速超過150 r/min后，藜麥甜菜素析出達到飽和，藜麥甜菜素提取率無顯著性差異.綜合來看，藜麥甜菜素提取的搖床最佳轉速為150 r/min，故在響應面優化實驗中省去搖床轉速這一單因素.

2.5 藜麥甜菜素提取條件響應面優化結果

響應面優化結果與方差分析結果表明，各因素顯著水平順序為溫度gt;時間gt;溶劑體積（料液比），失擬項不顯著，模型顯著，表明實驗值與預測值擬合度高，模型可信度高，回歸方程的復相關系數R2=0.991 3，決定系數R2adj=0.980 1，實驗模型可信度高，詳見表2、表3和圖4.

用Deseign-Expert 12分析得到3個因素的關系擬合回歸方程為Y=9.65-0.027 5A-0.653 1B-0.458 6C-0.105 9AB+0.012 7AC-0.059 4BC-0.622 2A2-1.00B2-0.848 2C2.響應面優化提取條件結果為：取1 g ZL-7種皮為底物時，提取溶劑體積為20.03 mL，提取溫度為26.8 ℃，提取時間為34.82 min，優化方案得到藜麥甜菜素提取率為9.815%.結合實驗實際情況，進一步優化藜麥甜菜素提取條件為：提取溶劑為去離子水，料液比為1∶20（g/mL），溫度為27 ℃，提取時間為35 min，搖床轉速為150 r/min.

2.6 乙醇對藜麥甜菜素的純化效果分析

藜麥甜菜素粉末在不同濃度的乙醇溶液中溶解度有明顯差異，如圖5（A）所示.在0%～60%的乙醇溶液中，甜菜素能較好溶解，無沉淀析出，上清液顏色無明顯差異，在70%～100%的乙醇溶液中，逐漸有沉淀析出，上清液顏色逐漸變淡，直至無色，90%的乙醇溶液可以將藜麥甜菜素水溶液脫水，甜菜素以沉淀形式析出，呈深紅色，上層清液呈黃橙色如圖5（B）所示.

2.7 大孔樹脂純化藜麥甜菜素的條件優化

不同大孔樹脂對藜麥甜菜素吸附效果有明顯差異.隨著吸附時間的增加，溶液中藜麥甜菜素含量逐漸減少，其中XDA-7、D101和HP20的吸附性能最好，S-8和NKA-9吸附效果居中，AB-8吸附效果最差，在吸附3.5 h后，吸附效率為XDA-7gt; HP20gt; D101gt;S-8gt;NKA-9gt;AB-8，其吸附效率分別為45.40%、44.23%、42.21%、41.76%、36.57%和29.84%.

在大孔樹脂解析時，解析0～0.5 h時，解析效果為D101gt;HP20gt;AB-8gt;XDA-7gt;NKA-9gt;S-8，其解析效率分別為73.55%、64.93%、64.56%、58.02%、43.15%和4.85%，解析過程中，溶液中藜麥甜菜素含量逐漸上升，0.5 h后，溶液中藜麥甜菜素含量整體呈下降趨勢.藜麥甜菜素的回收率用其吸附效率與解析效率乘積表示，結果D101gt;HP20gt;AB-8gt;XDA-7gt;NKA-9gt;S-8，其甜菜素回收率分別為30.71%、28.71%、27.25%、26.34%、12.88%和1.77%.乙醇濃度從0%～40%，解析效果逐漸上升，乙醇濃度從40%～100%，解析效果逐漸下降，綜上，40%的乙醇解析效果最好.

2.8 藜麥甜菜素純度鑒定結果與分析

隨著洗脫時間增加，收集液中藜麥甜菜素在535nm波長處的吸光度從0緩慢上升，40 min時迅速上升，在45 min時達到最高點，吸光度最大為2.85，然后甜菜吸光度迅速下降，在60 min后下降程度逐漸趨于平穩，最后吸光度趨近于0，甜菜素洗脫速率為0.80 cm/min.1%自提藜麥甜菜素粉末的OD535為1.854，1% D101吸附處理的藜麥甜菜素粉末的OD535為1.943，其色價提高了5.72%±1.13%.用優化方案得到的藜麥甜菜素溶液，冷凍干燥后甜菜素粉末呈深紅色，略微有顆粒狀結晶，其粉末容易吸水，盡量避免將甜菜素粉末直接暴露于空氣中.

藜麥甜菜素濃度和OD535呈線性相關，1‰自提藜麥甜菜素水溶液，檢測OD535，測得吸光度為0.216，通過標準方程計算藜麥甜菜素的純度達到87.57%±1.60%.100 g左右ZL-7秸稈和種皮等副產物混合物最終藜麥甜菜素實際得率為9.55%±0.12%.

2.9 光照、溫度和pH值對藜麥甜菜素穩定性的影響

隨著光照時間延長，藜麥甜菜素OD535逐漸下降，藜麥甜菜素顏色逐漸消退，由紅色逐漸變為無色，并且在黑暗條件下，甜菜素也會緩慢降解.在室內散光、LED白光、紫外光和黑暗條件下放置72 h后，藜麥甜菜素OD535分別下降了68.49%±9.48%、71.54%±1.64%、74.36%±2.26%和74.58%±4.19%，各種光照條件均會使藜麥甜菜素降解.隨著溫度的上升，藜麥甜菜素含量會逐漸降低，從0～30 ℃時，含量變化不明顯；從30～100 ℃時，含量會顯著下降；在100 ℃條件下加熱0.5 h后，含量下降了71.75%±0.98%.pH值對藜麥甜菜素的影響較顯著，在3.0～11.0之間時，藜麥甜菜素較穩定，其小于3.0時，藜麥甜菜素含量會迅速降低，其大于11.0時，藜麥甜菜素含量也會迅速下降.

2.10 藜麥甜菜素的抗氧化活性結果與分析

隨著藜麥甜菜素濃度的增加，其抗氧化能力逐漸增加，相同濃度藜麥甜菜素溶液，其ABTS自由基清除率gt; DPPH自由基清除率gt; OH自由基清除率.5‰藜麥甜菜素ABTS自由基清除率達到88.44%±3.31%，DPPH自由基清除率達到22.89%±4.37%，OH自由基清除率達到7.23%±0.045%;藜麥甜菜素濃度達到6‰時，其ABTS自由基清除率迅速上升;當藜麥甜菜素濃度大于8‰時，其ABTS自由基清除率高于96%，接近飽和，如圖6（A）所示.然而，隨著甜菜素濃度的增加，其DPPH自由基和HO自由基清除率上升率更緩慢，如圖6（B）和圖6（C）所示.總之，相同濃度藜麥甜菜素溶液，其ABTS自由基清除效果顯著高于DPPH自由基和OH自由基，但抗氧化能力均低于Vc.

3 討 論

通過原材料篩選，發現ZL-7成熟期地上部分甜菜素含量高，回收得率高.藜麥甜菜素提取物可以彌補紅甜菜提取物中含土腥味的不足.從藜麥秸稈中提取甜菜素可以實現“變廢為寶”，將原材料充分回收利用，提升藜麥附加值，實現可持續發展.藜麥甜菜素極性較大，易溶于水等極性溶劑中，出于食品安全的角度考慮，盡量選擇去離子水或乙醇水溶液為提取溶劑.為了保持藜麥甜菜素的穩定性，也可以在提取液中添加Vc和檸檬酸等保護劑.由于藜麥甜菜素在乙二醇和乙醇溶液中溶解度差異大，這為分離提純藜麥甜菜素提供了思路.通過一系列單因素實驗和響應面優化實驗發現，影響藜麥甜菜素提取效果的因素為溫度gt;時間gt;溶劑體積（料液比）.本研究優化所得提取條件為：提取溶劑為去離子水，料液比為1∶20（g/mL），溫度為27 ℃，提取時間為35 min，搖床轉速為150 r/min.為了維持藜麥甜菜素的穩定性，可采用冷凍干燥的方式將藜麥甜菜素干燥.

通過乙醇脫水藜麥甜菜素溶液，藜麥甜菜素以沉淀的形式析出，上層液體呈黃色，上層液體是否含有較多藜麥甜菜黃素還有待進一步探究.乙醇脫水是一種較好的藜麥甜菜素除雜方式.不同大孔樹脂對藜麥甜菜素的吸附和解析效果不同，陳宇［18］等通過大孔樹脂吸附火龍果中的甜菜素，發現S-8和NKA-9的吸附效果較最好，S-8解析效果最好.本研究中吸附效果為XDA-7gt;HP20gt;D101gt;S-8gt;NKA-9gt;AB-8，解析效果為D101gt;HP20gt;AB-8gt;XDA-7gt;NKA-9gt;S-8，40%乙醇解析效果較好.綜上，D101是吸附藜麥甜菜素較好的樹脂，同時，D101吸附可以將藜麥甜菜素色價提高5.72%±1.13%.藜麥甜菜素穩定性研究表明，其穩定性受溫度、光照和pH值等因素影響，其中溫度和pH值影響較大，過酸、過堿和高溫可以使甜菜素迅速降解，而光照的影響低于其他2種因素.這些結果與熊勇等［10］和王萍等［25］關于甜菜素穩定性研究結論大致相同.這些因素可能和氧氣共同作用，從而使藜麥甜菜素氧化、分解.在藜麥甜菜素提取過程中，與空氣接觸難以避免，所以應控制其他因素，例如控制溫度低于30 ℃，注意避光操作，維持pH值在3.0～11.0范圍內等.

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Study on Extraction，Purification，Stability and Anti-Oxidant Abilities of Quinoa Betalains

Abstract：

By using the above-ground part of quinoa material ZL-7 at its maturity stage as the experimental material，this study explored various extraction conditions for quinoa betalains，including extraction solvent，solid-liquid ratio，temperature，time and rotation speed.The optimal extraction process of betalains was obtained by response surface optimization.Betalains were purified by ethanol dehydration and macroporous resin adsorption.The effects of light，pH and temperature on betalains′ stability and antioxidant capacity were investigated.The results showed that the optimized extraction solvent was deionized water，the solid-liquid ratio was 1∶20 （g/mL），the temperature was 27 ℃，the extraction time was 35 min，and the shaking speed was 150 r/min.Finally，the actual yield of betalains was 9.55%±0.12%，and the purity was 87.57%±1.60%.The adsorption effect of macroporous resin on quinoa betalains was XDA-7gt;HP20gt;D101gt;S-8gt;NKAgt;AB-8，the analytical effect was D101gt;HP20gt;AB-8gt;XDA-7gt;NKA-9gt;S-8.The results showed that D101 was the best resin for the purification of quinoa betalains，and the plain color value of quinoa betalains could be increased by 5.72%±1.13% by D101 adsorption.Stability experiments showed that betalains were the most stable under the conditions of light avoidance，temperature below 30 ℃，and pH 3.0-11.0.The antioxidant experiment showed：the quinoa betalains ABTS clearance rate gt; DPPH clearance rate gt; OH clearance rate of betalains.

Key words：

quinoa;betalains;extract;stability;antioxidant