OsMAPK5基因調(diào)控水稻株高和穗發(fā)育的功能研究

中圖分類號：S511：Q781 文獻(xiàn)標(biāo)識號：A 文章編號：1001-4942（2025）08-0008-07

Abstract The MAPK （mitogen-activated protein kinase） signaling pathway is an important signaling mechanism widely present in eukaryotes，which regulates the physiological response of cells to external stimuli through gradually activating three key protein kinase families，MAPKKK， MAPKK and MAPK by phosphorylation. In order to study the function of OsMAPK5（accesson number：LOC_Os03g17700） gene in rice，we created the OsMAPK5 gene knockout mutants and overexpresion materials by CRISPR/Cas9 gene editing and transgenic technology.The results of phenotypic identification at maturity showed that the OsMAPK5 gene could dwarf the plant height of rice，and the lossof OsMAPK5 gene function was achieved by inhibiting the panicle length and the inverted internode length，while the overexpresson of OsMAPK5 gene was achieved by inhibiting the length of panicle and the first and second inverted internodes.Further studies showed that OsMAPK5 also affcted panicle development and seed setting in rice，and overexpression of OsMAPK5 gene significantly reduced the number of primary branches，secondary branches，grains per panicle and seed seting rate. However，the loss of OsMAPK5 function had no significant effct on panicle development，but significantly reduced the seed setting rate.Inconclusion，the OsMAPK5 gene had the function of dwarfing rice plant height，and affected panicle development and seed seting，which would be helpfulto further improve the molecular regulation mechanism of rice plant height and provide gene resources for breeding.

KeywordsRice ; OsMAPK5 gene; Plant height; Spike development; Gene editing

株高作為水稻、玉米、小麥等糧食作物育種中重點選擇的農(nóng)藝性狀之一，不僅影響作物整體株型的建成，還與產(chǎn)量、光合作用效率及抗倒性具有重要的相關(guān)性[1]。株高主要受節(jié)間數(shù)目和節(jié)間長度兩部分影響，是受主效因子和微效因子調(diào)控的數(shù)量性狀[2]。株高增加，有助于提高水稻光合作用效率，但植株抗倒伏性差；株高適當(dāng)矮化，導(dǎo)致光合作用效率下降，但對水稻耐肥、抗倒伏、高產(chǎn)有利。另外，利用分子手段進(jìn)行株高改良也是作物育種領(lǐng)域的研究熱點，目前水稻生產(chǎn)上廣泛使用矮稈基因sd1實現(xiàn)株高矮化[3]，然而過多使用同一基因又會引起遺傳基礎(chǔ)狹窄、產(chǎn)量瓶頸等難題。因此，繼續(xù)深入研究水稻株高的遺傳和分子機(jī)制，挖掘新的矮稈基因，尋找兼顧產(chǎn)量和抗倒伏的合適株高，仍是水稻育種研究的重要目標(biāo)。

MAPK（mitogen-activated protein kinase，促分裂原活化蛋白激酶）信號轉(zhuǎn)導(dǎo)途徑在真核細(xì)胞信號轉(zhuǎn)導(dǎo)過程中起著主導(dǎo)作用，MAPKKK、MAPKK、MAPK三種蛋白激酶是該信號轉(zhuǎn)導(dǎo)途徑的主要功能酶[4]。其作用機(jī)理是：MAPKKK通過感受細(xì)胞中的各種逆境和刺激而發(fā)生磷酸化反應(yīng)，激活下游的MAPKK；MAPKK活化后再通過磷酸化激活下游的MAPK；MAPK活化后，部分激活細(xì)胞內(nèi)下游的蛋白和轉(zhuǎn)錄因子，從而影響下游基因的表達(dá)，調(diào)控細(xì)胞對外界的刺激做出生物學(xué)響應(yīng)[5]。在植物體內(nèi)，MAPK信號轉(zhuǎn)導(dǎo)途徑負(fù)責(zé)調(diào)控生物或非生物脅迫反應(yīng)、生長發(fā)育和程序性死亡等多種生理機(jī)制[6，在配子生成、胚發(fā)育、植物形態(tài)構(gòu)建、細(xì)胞代謝、花粉受精和種子發(fā)育等過程中都發(fā)揮著重要作用[7]。研究表明，NPK1-NQK1-NRK1所構(gòu)成的MAPK信號通路在煙草細(xì)胞分化過程中扮演著重要角色，NPK1（MAPKKK）與NACK1/NACK2結(jié)合，在M期細(xì)胞周期中被活化，從而促進(jìn)細(xì)胞板的形成[8]。ANP1/ANP2/ANP3是與NPK1關(guān)系密切且功能冗余的同源物，在擬南芥細(xì)胞分裂期高度表達(dá)，并且與MKK6/ANQ1、MAPK4共同參與胞質(zhì)分裂[9]。由YODA（YDA、MAPKKK）、MKK4/MKK5、MAPK3/MAPK6構(gòu)成的完整MAPK信號通路在調(diào)控擬南芥花序功能方面發(fā)揮著重要作用[10]。近期的研究結(jié)果揭示了YODA在擬南芥的主根、側(cè)根分化中起調(diào)節(jié)作用[]，并且YODA在細(xì)胞早期的分化和氣孔發(fā)育過程中起著非常重要的作用[12]，yoda 功能缺失可使擬南芥的氣孔增多。MAPKK（MKK4、MKK5）、MAPK（MAPK3、MAPK6）在YODA下游發(fā)揮作用[13]。MKK9-MAPK6 是擬南芥中與葉齡相關(guān)的MAPK通路，其中mkk9突變體和mapk6基因突變均能延緩葉片老化[14]

目前，在水稻基因組中已預(yù)測到17個MAPK基因，但只有少數(shù)成員的生物學(xué)功能被揭示，且大多響應(yīng)水稻生物脅迫或非生物脅迫應(yīng)答[15-16]，其余成員的功能仍有待探索。值得關(guān)注的是還未見有關(guān)MAPK成員在水稻生長發(fā)育方面功能的研究報道。因此，本研究利用CRISPR/Cas9基因編輯技術(shù)與轉(zhuǎn)基因技術(shù)，在粳稻日本晴與中花11背景下創(chuàng)制OsMAPK5突變體 _kol，ko2 以及過表達(dá)株系OE1、OE2，通過表型鑒定、穗部性狀分析，初步探索OsMAPK5調(diào)控水稻生長發(fā)育的功能，以期為深入解析水稻株高的分子調(diào)控網(wǎng)絡(luò)提供理論支持，并為水稻株型改良提供基因資源。

材料與方法

1.1 供試水稻品種

野生型粳稻品種日本晴（簡稱NIP）和中花11（簡稱 ZH11）。

1.2 水稻材料的遺傳轉(zhuǎn)化

挑取陽性農(nóng)桿菌單菌落，接種于 5mL YEB液體培養(yǎng)基（含卡那霉素 50mg/L ，利福平50mg/L 中，在 28‰ 條件下培養(yǎng) 2～3d 。吸取 4mL 菌液， 4000r/min 離心 3min ，倒去上清液，加入少量AAM培養(yǎng)基重新懸浮細(xì)胞，然后加入 20mL AAM培養(yǎng)基（含 0.1mmol/L 乙酰丁香酮，As）， 搖床避光培養(yǎng)1～2h ，至 0D₆₀₀=0.4 左右。挑選生長狀態(tài)良好、顆粒狀愈傷組織浸入農(nóng)桿菌培養(yǎng)液中， 28^°C，150～200 r/min 搖床培養(yǎng) 20min ，將愈傷倒出，用無菌濾紙吸干多余菌液，將愈傷平鋪在含多層濾紙的無菌平皿中，超凈臺上吹干（愈傷分散不結(jié)塊），然后將愈傷組織轉(zhuǎn)移到NB共培養(yǎng)基上，黑暗條件下培養(yǎng) 2～3d 。將愈傷轉(zhuǎn)至含 30mg/L 潮霉素以及400mg/L 頭孢霉素的NB培養(yǎng)基上篩選3～4周（一篩）。將成活的愈傷組織轉(zhuǎn)入二篩培養(yǎng)基（含50mg/L 潮霉素或 200mg/LG418 抗生素及200mg/L 頭孢霉素的NB培養(yǎng)基）上篩選3周。將抗性愈傷組織轉(zhuǎn)入分化培養(yǎng)基上（ 30mg/L 潮霉素或 200mg/LG418） 進(jìn)行分化，再生植株在含30mg/L 潮霉素的壯苗培養(yǎng)基上生根后（約3～4周）轉(zhuǎn)移至溫室中。

1.3 OsMAPK5敲除突變體和過表達(dá)材料的構(gòu)建與鑒定

1.3.1OsMAPK5敲除突變體的構(gòu)建與鑒定在NCBI官網(wǎng)上查尋OsMAPK5基因序列，對第一外顯子進(jìn)行靶位點設(shè)計，利用CRISPR在線工具（http：//crisprhzau. edu. cn/cgi-bin/CRISPR2/CRISPR）選擇特異性靶點，酶切獲得線性化CRISPR/Cas9載體，將其與目的基因連接重組，通過熱激法將重組產(chǎn)物轉(zhuǎn)入大腸桿菌中，挑取單克隆進(jìn)行測序驗證，然后將陽性質(zhì)粒轉(zhuǎn)化日本晴愈傷組織（具體操作見1.2），用潮霉素篩選后獲得再生苗，即為 T₀ 代植株。將 T₀ 代組培試管苗經(jīng)過煉苗后移栽到溫室，培養(yǎng)7d后取樣，采用CTAB法提取水稻葉片基因組DNA，使用ABIVeritiProPCR儀進(jìn)行擴(kuò)增，所用引物見表1。擴(kuò)增反應(yīng)體系：模板DNA 2μL ， ddH₂0 11μL 2× Taq MasterMix（Dye Plus） 15μL ，上、下游引物各 1μL 。擴(kuò)增反應(yīng)程序： 95^°C 預(yù)變性 3min;95^qC 變性 15s ，58^°C 退火 15s，72‰ 延伸 2min，38 個循環(huán);保溫72°C5min 。使用VectorNTI軟件比對鑒定突變類型。

1.3.2 OsMAPK5過表達(dá)材料的構(gòu)建與鑒定將擴(kuò)增出的OsMAPK5的CDS區(qū)域連人過表達(dá)載體UBI-YFP， K_Pn^-I 和 Spe-I 雙酶切后按比例進(jìn)行重組連接后轉(zhuǎn)化大腸桿菌，挑取單克隆進(jìn)行菌落PCR鑒定，將陽性質(zhì)粒轉(zhuǎn)化ZH11愈傷組織（具體操作見1.2），用潮霉素篩選后獲得再生苗，即為T₀ 代植株。將 T₀ 代組培試管苗經(jīng)過煉苗后移栽到溫室，培養(yǎng) 7d 后取樣，使用Trizol法提取Os-MAPK5過表達(dá)植株總RNA，采用南京諾唯贊生物科技有限公司提供的反轉(zhuǎn)錄試劑盒將RNA反轉(zhuǎn)錄合成cDNA，以Actin為內(nèi)參基因，使用Bio-Rad實時熒光定量PCR 儀（CFX ConnectReal-timeReactionSystem）進(jìn)行擴(kuò)增，所用引物見表1。擴(kuò)增反應(yīng)體系：模板RNA 2μL ， Premix ExTaq^TM（2×）5μL ，上、下游引物各 0.5μL 2μL 。擴(kuò)增反應(yīng)程序， 95^°C5min，95^°C10s，58^°C 1min ，重復(fù)40次。每個樣本3個重復(fù)，采用2^-ΔΔCt 法計算OsMAPK5基因的相對表達(dá)量。

1.4OsMAPK5遺傳材料苗期和成熟期表型鑒定

選取野生型水稻及1.3中創(chuàng)制的 T₀ 代遺傳材料的種子在恒溫光照培養(yǎng)箱中進(jìn)行幼苗培養(yǎng)，培養(yǎng)條件為：光周期 12h 光 ^′12^h 暗，光照強(qiáng)度30 000lx ，相對濕度 70% ，溫度 28^°C 。培養(yǎng) 14d 后隨機(jī)挑取30株幼苗，統(tǒng)計株高（最高葉片頂端至苗基部的長度）和根長（最長根的前端至苗基部的長度），分析幼苗表型差異。

將野生型水稻和1.3中創(chuàng)制的 T₀ 代遺傳材料種植在湖南農(nóng)業(yè)大學(xué)試驗基地，分別于2023年4月11日播種、5月7日插秧及5月10日播種、6月1日插秧，每個株系種植5行，每行8株，行距、株距分別為 20，15cm 。成熟期每個株系選擇15個單株統(tǒng)計株高、穗長、一次枝梗數(shù)、二次枝梗數(shù)、每穗粒數(shù)、結(jié)實率等指標(biāo)。

1.5 引物設(shè)計

使用PrimerPrimier5.0軟件進(jìn)行引物設(shè)計，并在NCBI網(wǎng)站上使用Blast檢測工具驗證引物特異性，委托北京擎科生物工程股份有限公司進(jìn)行引物合成，引物用途及序列見表1。

表1本研究所用引物序列

1.6 數(shù)據(jù)整理與分析

試驗數(shù)據(jù)采用MicrosoftExcel2021進(jìn)行整理和顯著性分析，數(shù)據(jù)展示為3次獨立重復(fù)試驗的平均值。

2 結(jié)果與分析

2.1OsMAPK5敲除突變體和過表達(dá)材料的鑒定

2.1.1OsMAPK5敲除突變體在OsMAPK5（LOC_Os03g17700）基因的第一個外顯子上設(shè)計并利用CRISPR/Cas9技術(shù)進(jìn)行基因敲除的序列靶點（圖1A），以粳稻品種日本晴（NIP）作為背景材料進(jìn)行遺傳轉(zhuǎn)化，經(jīng)測序鑒定，獲得2個OsMAPK5純合突變株系，分別命名為ko1和ko2。其中ko1是因單堿基A插入導(dǎo)致的移碼突變， ko2 是因5個堿基（GCGGA）缺失導(dǎo)致的移碼突變（圖1B），均為Os-MAPK5基因敲除突變體。苗期表型鑒定結(jié)果（圖1C_?D_?E? ）顯示，ko1和ko2突變體的株高和根長均與野生型NIP無顯著性差異，暗示了OsMAPK5基因功能缺失不影響水稻苗期的生長發(fā)育。

2.1.2OsMAPK5過表達(dá)植株構(gòu)建OsMAPK5過表達(dá)載體并轉(zhuǎn)化粳稻品種中花11（ZH11），通過潮霉素篩選后獲得2個純合的OsMAPK5過表達(dá)株系，分別命名為OE1和OE2。qRT-PCR檢測結(jié)果表明，OE1和OE2中的OsMAPK5表達(dá)量顯著升高，分別是野生型ZH11的231倍和160倍（圖2A）。苗期表型鑒定結(jié)果（圖2B、C、D）顯示，OE1和OE2過表達(dá)株系的株高和根長與野生型ZH11均無顯著差異，暗示了過表達(dá)OsMAPK5基因不影響水稻苗期生長發(fā)育。

圖1OsMAPK5基因敲除突變體的鑒定結(jié)果

A：帶CRISPR/Cas9靶點的OsMAPK5基因示意圖，圖中黑色倒三角指示突變位置;B：含有CRISPR/Cas9靶點的日本晴（NIP）與OsMAPK5敲除突變體的序列比對結(jié)果，其中ko1、ko2突變體分別為1bp的插入和5bp缺失;C：野生型NIP和OsMAPK5突變體兩周齡的幼苗，標(biāo)尺為 5cm;D 和E分別為株高和根長的統(tǒng)計結(jié)果。數(shù)據(jù)均為3次生物學(xué)重復(fù)的平均值，誤差線表示標(biāo)準(zhǔn)差（SD），下同。

圖2OsMAPK5過表達(dá)株系的鑒定結(jié)果

B圖為野生型中花11（ZH11）和OsMAPK5過表達(dá)株系兩周齡的幼苗，標(biāo)尺為 5cm 。 ^** 表示0.01水平差異顯著，下同。

2.2 OsMAPK5對成熟期水稻株高的影響

2.2.1OsMAPK5基因敲除突變體的株高成熟期田間表型鑒定結(jié)果（圖3）顯示，突變體ko1和 ko2 的株高與野生型NIP相比均顯著降低，分別降低了10.15% 和 12.00% ;穗長和倒一節(jié)間長相較于野生型NIP也均顯著降低，而倒二和倒三節(jié)間長則無顯著性差異。這說明OsMAPK5基因敲除突變體通過使穗長和倒一節(jié)間變短而導(dǎo)致水稻植株變矮。

2.2.2OsMAPK5 基因過表達(dá)材料的株高成熟期田間表型鑒定結(jié)果（圖4）顯示，OE1和OE2過表達(dá)材料的株高也均顯著低于野生型ZH11，分別降低了 23.35%.24.32% ;穗長、倒一和倒二節(jié)間長均顯著降低，但倒三節(jié)間長無顯著差異。這說明OsMAPK5 基因過表達(dá)通過降低穗長、倒一和倒二節(jié)間長抑制水稻株高，同時也暗示了OsMAPK5功能缺失和過表達(dá)導(dǎo)致株高變矮的機(jī)制可能存在差異。

圖3OsMAPK5突變體對水稻成熟期株高的影響

A：成熟期野生型NIP與ko1、ko2突變體植株，標(biāo)尺為 15cm 。

圖4OsMAPK5過表達(dá)對水稻成熟期株高的影響

2.3 OsMAPK5對水稻穗部性狀的影響

2.3.1 OsMAPK5基因敲除突變體穗部性狀的變化成熟期調(diào)查結(jié)果（圖5）顯示，ko1和ko2突變體的一次枝梗數(shù)、二次枝梗數(shù)、穗粒數(shù)與野生型NIP相比均無顯著性差異，但結(jié)實率顯著低于野生型NIP，分別降低了 14.79% 、 12.55% 。這暗示OsMAPK5基因功能缺失未對水稻穗發(fā)育造成影響，但影響結(jié)實。

A：成熟期野生型ZH11與OE1、OE2過表達(dá)株系植株，標(biāo)尺為 15cm 。

A、B：NIP與kol、ko2突變體的穗型和穗粒數(shù)表型，標(biāo)尺為 5cm 。

圖5OsMAPK5突變體材料的穗部性狀統(tǒng)計結(jié)果

2.3.2 OsMAPK5基因過表達(dá)水稻材料的穗部性狀變化 成熟期對穗部主要性狀的統(tǒng)計結(jié)果（圖6）顯示，OE1、OE2過表達(dá)株系的一次枝梗數(shù)、二次枝梗數(shù)、穗粒數(shù)、結(jié)實率較野生型ZH11均顯著降低，一次枝梗數(shù)分別降低 20.37%.24.07% ，二次枝梗數(shù)分別降低 33.57%，34.97% ，穗粒數(shù)分別降低 22.75% ！ 30.25% ，結(jié)實率分別降低 23.39% ！18.22% 。表明OsMAPK5基因過表達(dá)顯著抑制水稻植株的穗發(fā)育與結(jié)實。

A、B：ZH11與OE1、OE2過表達(dá)株系的穗型和穗粒數(shù)表型，標(biāo)尺為 5cm 。

圖6OsMAPK5過表達(dá)材料的穗部性狀統(tǒng)計結(jié)果

3討論與結(jié)論

OsMAPK5編碼一個磷酸激酶蛋白，是MAPK信號轉(zhuǎn)導(dǎo)途徑的MAPK家族成員。研究表明，MAPK信號轉(zhuǎn)導(dǎo)途徑主要調(diào)控植物對生物和非生物脅迫的應(yīng)答以及激素信號傳導(dǎo)等過程，但關(guān)于MAPK是否具有調(diào)控水稻生長發(fā)育的功能研究較少。

株高作為水稻株型育種的重要因素之一，決定了植株的總生物量且影響水稻產(chǎn)量。研究表明，影響水稻株高的因素有植物激素、細(xì)胞周期、細(xì)胞壁的合成、轉(zhuǎn)錄因子以及光照、溫度、水分、肥力大小等。在赤霉素的合成及信號傳導(dǎo)過程中，相關(guān)基因調(diào)控細(xì)胞分裂或伸長，進(jìn)而造成植株出現(xiàn)矮化與半矮化表型[16]。在水稻中，SD1基因編碼赤霉素合成的關(guān)鍵因子 GA₂₀ 氧化酶（GA20ox），sd1突變體導(dǎo)致 GA₂₀ 失活造成水稻株高發(fā)生矮化[17]。 D2 基因編碼油菜素內(nèi)酯合成酶CYP90D2，屬于細(xì)胞色素P450家族中的一員，催化6-脫氧茶留酮、3-脫氫-6-脫氧茶甾酮和茶甾酮向3-脫氫茶甾酮轉(zhuǎn)變的反應(yīng)， d2 突變體導(dǎo)致細(xì)胞體內(nèi)油菜素內(nèi)酯合成受阻，植株發(fā)生矮化[18]。D11基因可以催化6-脫氧香蒲苷（6-DeoxoTY）和香蒲甾醇（TY）的合成，d11突變體發(fā)生了單堿基的插入事件，從而導(dǎo)致移碼突變，使得植株矮化[19]。此外有研究報道，NAC29/31可以激活MYB61，從而活化細(xì)胞內(nèi)的纖維素合成基因CESA，進(jìn)而調(diào)控次生壁細(xì)胞的形成[20]。此外，某些基因的異常表達(dá)也會導(dǎo)致植株矮化，轉(zhuǎn)錄因子MYB110的過表達(dá)抑制了莖的伸長和細(xì)胞分裂，使得植株出現(xiàn)矮化表型[21] O

本研究發(fā)現(xiàn)MAPK信號轉(zhuǎn)導(dǎo)途徑的基因Os-MAPK5（登錄號為 也能使水稻株高矮化，其中OsMAPK5基因功能缺失通過抑制穗長與倒一節(jié)間長實現(xiàn)，而OsMAPK5過表達(dá)株系則通過抑制穗長和倒一節(jié)間長、倒二節(jié)間長實現(xiàn)同時研究發(fā)現(xiàn)，OsMAPK5還影響水稻穗發(fā)育和結(jié)實，過表達(dá)OsMAPK5基因可使水稻一次枝梗數(shù)、二次枝梗數(shù)、穗粒數(shù)、結(jié)實率顯著降低，而Os-MAPK5功能缺失對水稻穗發(fā)育的影響不顯著，但顯著降低結(jié)實率。綜上，OsMAPK5具有矮化水稻株高的功能，且抑制水稻穗的發(fā)育和結(jié)實，但具體的分子作用機(jī)制還需進(jìn)一步研究。

參考文獻(xiàn)：

［1]陳溫福，徐正進(jìn)，張龍步，等.水稻超高產(chǎn)育種研究進(jìn)展與 前景[J].中國工程科學(xué)，2002，4（1）：31-35.

[2]吳比.相引相株高基因qPh3 和產(chǎn)量QTLqYd3的遺傳解析 和SD1基因內(nèi)重組的鑒定[D].武漢：華中農(nóng)業(yè)大學(xué)，2016.

[3］谷福林，翟虎渠，萬建民，等.水稻新矮源的矮稈基因型初 步分析[J].江蘇農(nóng)業(yè)科學(xué)，2003（6）：15-18.

[4]Hamel L P，Nicole M C，Sritubtim S，et al. Ancient signals： comparative genomics of plant MAPK and MAPKK gene families[J]. Trends in Plant Science，2006，11（4） ：192-198.

[5]Chinnusamy V，Schumaker K，Zhu JK. Molecular genetic perspectives on cross-talk and specificity in abiotic stress signaling in plants[J]. Journal of Experimental Botany，2004，55（395）： 225-236.

[6]Pedley K F，Martin G B.Role of mitogen-activated protein kinases in plant immunity[J]. Current Opinion in Plant Biology， 2005，8（5） ：541-547.

[7]Xu J，Zhang S Q. Mitogen-activated protein kinase cascades in signaling plant growth and development[J].Trends in Plant Science，2015，20（1） ：56-64.

[8]Nishihama R，Machida Y. Expansion of the phragmoplast during plant cytokinesis： a MAPK pathway may MAP it out[J]. Current Opinion in Plant Biology，2001，4（6） ：507-512.

[9] Takahashi Y，Soyano T，Kosetsu K，et al. HINKEL kinesin， ANP MAPKKKs and MKK6/ANQ MAPKK，which phosphorylates and activates MPK4 MAPK，constitute a pathway that is required for cytokinesis in Arabidopsis thaliana[J]. Plant and Cell Physiology，2010，51（10） ：1766-1776.

[10]Meng XZ，Wang HC，HeY X，et al.A MAPK cascade downstream of ERECTA receptor-like protein kinase regulates Arabidopsis inflorescence architecture by promoting localized cell proliferation[J].Plant Cell，2012，24（12）：4948-4960.

[11]Smekalova V，Luptovciak I，Komis G，et al. Involvement of YODA and mitogen activated protein kinase 6 in Arabidopsis postembryogenic root development through auxin up-regulation and cell division plane orientation[J].New Phytologist，2014，203 （4） ：1175-1193.

[12]Bergmann D C，Lukowitz W，Somerville C R. Stomatal development and pattern controlled by a MAPKK kinase[J]. Science， 2004，304（5676） ：1494-1497.

[13]Wang H C，Ngwenyama N，Liu YD，et al. Stomatal development and patterning are regulated by environmentally responsive mitogen-activated protein kinases in Arabidopsis[J]. Plant Cell，2007，19（1） ：63-73.

[14]Xu J，Li Y，Wang Y，et al.Activation of MAPK kinase 9 induces ethylene and camalexin biosynthesis and enhances sensitivity to salt stress in Arabidopsis[J].Journal of Biological Chemistry，2008，283（40） ：26996-27006.

[15］劉亞菲，張帆，梁衛(wèi)紅，等.水稻MAPK級聯(lián)的功能和作用 機(jī)制[J].中國生物化學(xué)與分子生物學(xué)報，2021，37（12）： 1569-1576.

[16]Sasaki A，Ashikari M，Ueguchi-Tanaka M，et al. A mutant gibberellin-synthesis gene in rice[J]. Nature，2002，416（6882） ： 701-702.

[17]Spielmeyer W，Elis M H，Chandler P M. Semidwarf（sd1）， “ green revolution”rice，contains a defective gibberellin 20-oxidase gene[J].Proceedings of the National Academy of Sciences，2002，99（13） ：9043-9048.

[18]Hong Z，Ueguchi-Tanaka M，Umemura K，et al. A rice brassinosteroid-deficient mutant，ebisu dwarf（d2），is caused by a loss of function of a new member of cytochrome P45O[J]. Plant Cell，2003，15（12） ：2900-2910.

[19] Tanabe S，Ashikari M，F(xiàn)ujioka S，et al. A novel cytochrome P450 is implicated in brassinosteroid biosynthesis via the characterization of a rice dwarf mutant，dwarfl，with reduced seed length[J]. Plant Cell，2005，17（3） ：776-790.

[20]Huang D B，Wang S G，Zhang B C，et al. A gibberelin-mediated DELLA-NAC signaling cascade regulates celllose synthesis in rice[J]. Plant Cell，2015，27（6） ：1681-1696.

[21] Wang T T，Jin Y，Deng L X，et al. The transcription factor MYB110 regulates plant height，lodging resistance，and grain yield in rice[J]. Plant Cell，2024，36（2） ：298-323.