仔豬腹瀉是規模化豬場的主要問題之一,導致高死亡率及嚴重經濟損失。其病因復雜,包括病毒(如豬輪狀病毒(PoRV)、豬傳染性胃腸炎病毒(TGEV)、豬流行性腹瀉病毒(PEDV))、細菌、寄生蟲及管理不當等因素。其中,病毒與細菌混合感染較為常見。2025年4月,福建省福安市某生豬養殖場75% 的斷奶仔豬陸續出現嘔吐、排黃白色水樣稀糞等癥狀,隨病程發展,病豬出現食欲減退、消瘦、四肢無力,最終脫水衰竭死亡,使用多種抗生素均無效。本研究采集病死豬的肺臟、肝臟、腎臟、腸系膜淋巴結及腸道內容物,通過熒光定量PCR、細菌分離培養及藥敏試驗等進行綜合診斷。現報告如下
1材料和方法
1.1病料來源
采集福建省福安市某生豬養殖場的4頭病死豬肺臟、肝臟、腎臟、腸系膜淋巴結及腸道內容物等樣品
1.2主要試劑
DNA/RNA核酸提取試劑盒購自西安天隆科技有限公司,PoRV/TGEV/PEDV熒光定量PCR檢測試劑盒購自廣州易安生物技術有限公司。
1.3主要儀器
熒光定量PCR儀(Q1000,杭州郎基科學儀器有限公司)、全自動核酸提取儀(NP968-C西安天隆科技有限公司)、超凈工作臺(SW-CJ-2FD蘇凈安泰)。
1.4診斷方法
第一,臨床觀察與病理剖檢。詳細記錄豬場的發病情況和臨床癥狀。對病豬進行剖檢,觀察并記錄各組織器官大體病理變化。
第二,病毒核酸檢測。稱取同一病死豬組織病料 1g ,加入1mL生理鹽水研磨,待勻漿后轉至滅菌離心管,與腸道內容物拭子混勻, 12 000r/min 離心2min ,取上清液至新的滅菌離心管。使用全自動核酸提取儀及配套試劑盒提取總RNA/DNA。按試劑盒說明書配制反應體系。反應程序: 95‰ 預變性5min :
, 60°30s (收集FAM信號),共45個循環。設置陰陽性對照。以CT值lt;40判定為陽性。
第三,細菌的分離與鑒定。無菌操作取肺臟、肝臟及腸道組織等組織樣品,剪碎后加人無菌生理鹽水勻漿,靜置取上清液備用。將上清液涂布于含5% 脫纖維綿羊血的TSA瓊脂培養基, 37°C 條件培養18~24h 。挑選生長良好的可疑菌落,劃線接種法將其分別接種于麥康凱瓊脂培養基和三糖鐵瓊脂培養基, 37°C 條件培養 18~20h ,觀察菌落,挑取優勢菌落及可疑單菌落進行革蘭染色和生化鑒定。
第四,藥敏試驗。藥敏試驗采用紙片擴散法。取 100μL 培養后的菌液均勻涂布在平板上,靜置5min ,無菌鑷夾取紙片,按 :25mm 間距貼附于平板表面。 37°C 恒溫培養箱中孵育 16~18h 。培養結束后,測量各藥物抑菌圈直徑,每片測量3次取均值,并記錄。參照美國臨床實驗室標準化協會(NCCLS)的判定標準判定結果。
第五,動物致病性試驗。將10只SPF小白鼠分試驗組和對照組,各5只。試驗組小鼠腹腔接種 10.2mL 菌液,菌液濃度為 1.0×108CFU/mL ;對照組小鼠腹腔接種 0.2mL 滅菌生理鹽水。
2結果與分析
2.1剖檢病變
剖檢病變集中于消化道:表現為腸道(尤其空腸和回腸)嚴氣,部分空腸和回腸腸壁變薄,呈半透明,腸內容物為黃白色水樣或漿液性液體。腸系膜淋巴結明顯充血、腫大。詳見圖1。
2.2病毒PCR檢測結果
通過定量PCR對腹瀉樣本進行PoRV、TGEV和PEDV的病原學檢測(見表1)。PoRV檢測:4份樣品均呈典型“S”形擴增曲線(如圖2),4份樣品CT分別值為30.29,30.85,31.75,32.28,均小于35,陽性對照CT值為18.86,陰性對照未檢測出CT值,陰陽性結果成立,4份樣本的PoRV核酸呈陽性。TGEV檢測:4份樣本的TGEV的核酸檢測均為陰性(如圖3),均未檢測出CT值,陽性對照CT值為18.15,陰性對照未檢測出CT值。PEDV檢測:4份樣本的PEDV的核酸檢測均為陰性(如圖4),均未檢測出CT值,陽性對照CT值為19.44,陰性對照未檢測出CT值。因此,病原學檢測證實該豬場的腹瀉疫情由豬輪狀病毒(PoRV)感染所致,排除TGEV與PEDV感染。
實踐案例

表1PoRV/TGEV/PEDV熒光定量PCR檢測結果

2.3細菌分離與鑒定結果
樣本進行細菌培養,在血瓊脂平板上形成圓形、灰白色、邊緣整齊的不透明菌落,直徑為 2~3mm 在麥康凱瓊脂平板上形成中等大小、不透明的粉紅色菌落。挑取菌落進行革蘭氏染色,結果顯示為革蘭氏陰性、兩端鈍圓的短直桿菌(如圖5)。對細菌進行生化鑒定結果為:吲哚試驗陽性、甲基紅試驗陽性、V-P試驗陰性、檸檬酸鹽利用試驗陰性、尿素酶試驗陰性,符合大腸埃希菌的典型生化特征。
圖1病死豬剖檢結果

圖2豬輪狀病毒(PoRV)擴增曲線

2.4藥敏試驗結果
紙片擴散法(K-B法)對分離菌進行藥敏試驗結果顯示分離到的大腸埃希菌對硫酸黏菌素敏感,對頭孢噻肟和阿米卡星中介,對卡那霉素、慶大霉素、大觀霉素、多西環素、氟苯尼考、恩諾沙星、環丙沙星、四環素、硫酸新霉素、紅霉素和克林霉素等11種藥物耐藥。詳見表2。
表2藥敏試驗結果

注:R為耐藥,I為中介,S為敏感
圖3豬傳染性胃腸炎病毒(TGEV)擴增曲線


2.5致病性試驗結果
試驗組小鼠于接種15h后開始死亡,20h內全部死亡;對照組小鼠精神狀態良好,未見異常。剖檢可見試驗組小鼠均出現肺部和腸道出血性炎癥病變。取肝臟組織進行細菌分離培養,經鑒定與原始分離菌株一致。
3討論
本研究通過病原學檢測、分離鑒定及動物試驗,確診福建省福安市某豬場暴發的斷奶仔豬腹瀉死亡病例是由豬輪狀病毒(PoRV)與致病性大腸埃希菌混合感染引起。病毒檢測PoRV陽性,結合水樣腹瀉、小腸腸壁變薄等病變,符合輪狀病毒感染特征。細菌學鑒定證實為致病性大腸埃希菌,小鼠致病性試驗顯示試驗組20h內全部死亡,剖檢見嚴重肺部和腸道出血性炎癥,并重新獲得到原接種菌。
豬輪狀病毒是一種能夠引起1~8周齡仔豬急性傳染性腸道疾病的病原,尤其對斷奶仔豬的感染力和致病力較強。病毒主要破壞小腸絨毛頂端的成熟吸收上皮細胞,導致絨毛萎縮、隱窩增生,嚴重損害腸道的消化吸收功能。本研究中,斷奶仔豬母源抗體水平下降,加之的應激因素(如環境變化、飼料轉換),是其易感PoRV的重要原因。PoRV感染造成的腸道黏膜屏障損傷,為腸道常在菌或環境中的致病性大腸埃希菌提供了人侵和增殖的有利條件。本病例分離的大腸埃希菌證實具有多重耐藥性(MDR),僅對硫酸黏菌素敏感,對臨床常用的氨基糖苷類(慶大、卡那、新霉、大觀)、氟喹諾酮類(恩諾、環丙)、四環素類(多西、四環)、氯霉素類(氟苯尼考)、大環內酯類(紅霉)、林可胺類(克林)等多種藥物耐藥。這種廣泛的耐藥性極可能是豬場長期、不規范或預防性使用抗生素的結果,也是導致臨床使用多種抗生素治療無效的關鍵原因。多重耐藥菌株的出現不僅使治療更加困難,也存在通過食物鏈或環境傳播給人類的風險,構成公共衛生隱患[1-2]
此外致病性大腸埃希菌(特別是強致病株)產生毒素(如腸毒素、內毒素)加劇了腸道炎癥、腹瀉和全身性病理損傷(如本試驗小鼠表現的肺部病變)[3]王振玲[3的研究也指出,輪狀病毒與致病性大腸埃希菌(特別是O157:H7)混合感染時,其危害遠大于單一病原感染。
基于診斷結果,現提出綜合防控建議:在免疫預防方面,對母豬實施PoRV疫苗的科學免疫(如弱毒苗或滅活苗),以提高初乳和常乳中PoRV特異性抗體(尤其是SIgA)水平,保護哺乳仔豬4,同時可考慮在仔豬斷奶前適時接種輪狀病毒疫苗。加強生物安全管理需做到嚴格消毒,尤其注重產房、保育舍的徹底清洗與有效消毒[],且運輸工具、人員物品也要嚴格消毒;產房、保育舍嚴格執行全進全出制,徹底清洗消毒并空欄干燥后再轉入新豬群;限制人員隨意串舍,進出生產區嚴格淋浴、更衣、換鞋。改善飼養管理應做好環境控制,保證產房、保育舍溫度(尤其斷奶初期,維持25 C 左右)、濕度適宜,減少溫差應激,確保良好通風以降低有害氣體濃度;保證新生仔豬及時、足量吃到初乳,對弱仔進行人工輔助哺乳或寄養,提供易消化、營養均衡的斷奶料,適當添加酸化劑、益生菌(如乳桿菌、雙歧桿菌);同時減少應激,做到斷奶操作輕柔,避免粗暴混群,保證飲水清潔充足。科學用藥與治療上,根據藥敏試驗結果(僅對黏菌素敏感),可在獸醫指導下,對嚴重細菌性感染的仔豬謹慎使用硫酸黏菌素進行治療,頭孢噻肟(中介)需高劑量或聯合用藥,嚴格避免使用藥敏顯示耐藥的抗生素,且輪狀病毒感染無特效抗病毒藥;對腹瀉仔豬及時補充口服補液鹽(含葡萄糖、甘氨酸、電解質),防止脫水和酸中毒[3],口服L-谷氨酰胺可能有助于受損腸黏膜修復和電解質吸收;在治療后期或預防階段,可使用益生菌制劑調節腸道菌群平衡,抑制致病菌定植。此外,要定期對豬群(尤其腹瀉病例)進行病原監測,掌握流行毒株/菌株變化及耐藥性動態,及時調整免疫程序和用藥方案。
結語
本研究確診福建省福安市某豬場斷奶仔豬暴發的腹瀉、死亡疫情是由豬輪狀病毒(PoRV)與致病性大腸埃希菌混合感染所致。防控該病的關鍵在于加強母豬和仔豬的免疫接種、嚴格執行生物安全措施、改善飼養管理以減少應激、并根據藥敏試驗結果精準地使用有效抗生素(如硫酸黏菌素),同時輔以支持療法和微生態調節。
參考文獻:
[1]李梓健,朱慶賀,邢曉旭,等.一例豬流行性腹瀉病毒與致病性大腸桿菌混合感染的診斷及分析[J].黑龍江八一農墾大學學報,2023,35(1):33-40.
[2]余德通.豬輪狀病毒病的防控[J].北方牧業,2023(19):30.
[3]王振玲.豬輪狀病毒和大腸桿菌混合感染病例分析[J].黑龍江畜牧獸醫,2014(11):140-142.
[4]陳少聰,吳允昆.豬輪狀病毒疫苗研究進展[J].現代畜牧獸醫,2024(07):75-79.
收稿日期:2025-09-08
作者簡介:陳鋮(1983—),男,漢族,福建省福安市,碩士,高級獸醫師。研究方向:動物生產與疫病防控。