摘要:為了探討不同干旱脅迫條件下黃瓜幼苗的光合和活性氧代謝之間的關系,采用土壤稱重法模擬干旱脅迫,測定了黃瓜幼苗的光合和活性氧代謝等生理指標,并進行了相關性分析。結果表明:干旱脅迫使光合速率下降,活性氧增加,超氧物歧化酶(SOD)、過氧化物酶(POD)和抗壞血酸過氧化物酶(APX)活性受到抑制,超氧陰離子(O2-)產生速率及丙二醛(MDA)含量與凈光合速率(Pn)呈顯著負相關。說明干旱脅迫下大量發生的活性氧可導致膜脂質過氧化,引起光合速率的下降。
關鍵詞:干旱脅迫;黃瓜;幼苗;光合特性;活性氧代謝
中圖分類號:S642.2文獻標識碼:A DOI編碼:10.3969/j.issn.1006-6500.2010.04.002
Effects of Drought Stress on Photosynthetic Characteristics and Active Oxygen Metabolism of Cucumber Seedlings
SUN Qiao-nan1, LI Jin-cai2, WANG Yue-mei1, ZHANG Yuan-yuan1, QIAN Yi-shi1
(1. Xi'an Modern Chemistry Research Institute, Xi’an, Shaanxi 710065, China; 2. College of Agriculture and Bioengineering, Tianjin University, Tianjin 300072, China)
Abstract:To ascertain the effect of drought stress on photosynthesis and active oxygen metabolism of cucumber and correlation between them, different drought stress were simulated by weighting soil to ease drought stress, the physiological indices of photosynthesis, active oxygen metabolism and correlation analysis were measured. The results showed that net photosynthesis of cucumber declined under drought stress, increasing active oxygen metabolism, the activity of SOD, POD and APX were inhibited. O2- generating rate and MDA were negative correlation with net photosynthesis rate. It indicated that O2- accumulating more had led to lipid peroxidation increased and declining net photosynthesis rate.
Key words: drought stress;cucumber; seedlings;photosynthesis;active oxygen metabolism
干旱對世界農業生產的威脅日趨嚴重,全球大約1/3的陸地面積為干旱地區[1]。決定作物產量的光合作用對干旱脅迫的響應,與抗氧化酶保護系統關系的研究引起廣大學者的重視。干旱脅迫條件下,葉片氣孔開度減小或者關閉,CO2吸收受阻,導致CO2同化速率下降[2],隨著光水解產生的電子用于CO2同化的減少,過剩的電子就會還原O2生成活性氧,活性氧對細胞結構和生理功能會產生傷害[3]。
不同作物對干旱脅迫的適應能力差異較大,黃瓜(Cucumis sativus L.)原產于亞熱帶雨林地區,對土壤濕度條件要求較高,在實際生產中經常會因栽培管理不善受到干旱脅迫的影響,造成減產和品質下降。為了探討干旱脅迫對黃瓜生長發育的影響機理,本研究采用土壤稱重法模擬不同程度的干旱脅迫條件,探討了不同干旱脅迫條件下黃瓜幼苗的光合特性和活性氧代謝之間的關系。

1材料和方法
1.1試驗材料及處理
試驗處理于2007年7月2008年10月進行,試材為“津優4號”黃瓜,種子經40~50 ℃溫水處理后,播種到裝有混合營養土(園土3:草炭1:蛭石1)的塑料缽(高12 cm,直徑10 cm),于防雨大棚中育苗。
幼苗到4片真葉時,設3個處理,分別為對照、中度干旱脅迫和重度干旱脅迫,每天傍晚用土壤稱重法記錄每缽重量(減去黃瓜幼苗的重量),在對照、中度干旱脅迫和重度干旱脅迫處理的土壤含水量分別下降到80%、65%和45%時進行充分灌水[4,5]。干旱脅迫處理開始后至第15 d,每隔3 d進行1次取樣,于10:00許取幼苗第1至第2片真葉,-80℃保存用于生理指標測定。
1.2測定方法

用英國ADC公司生產的LCi-002/B型光合儀測定凈光合速率(Pn)、胞間CO2濃度(Ci)、蒸騰速率(Tr)和氣孔導度(Gs),活性氧超氧陰離子(O2- )產生速率的測定參考王愛國等[6]方法,H2O2含量按Mukherjee等[7]的方法,超氧物歧化酶(SOD)活性測定采用氮藍四唑(NBT)光化還原法[8],過氧化氫酶(CAT)活性按Greenfield等[9]方法,過氧化物酶(POD)活性測定采用愈創木酚法[10],抗壞血酸過氧化物酶(APX)活性測定參考Nakano和 Asada[11]的方法,丙二醛(MDA)采用硫代巴比妥酸(TBA)比色法[12],脯氨酸(Pro)測定采用李紹軍等[13]的方法,測得的數據使用Microft Excel和SPSS軟件進行處理和相關性分析。
2結果與分析
2.1干旱脅迫對黃瓜幼苗光合特性的影響

由圖1可以看出,凈光合速率隨干旱脅迫時間延長而減小,對照與干旱脅迫處理間差異顯著,重度干旱處理的下降幅度大于中度干旱處理,處理第6 天和第9天為陰天,凈光合速率較低。
2.2干旱脅迫對黃瓜幼苗O2- 產生速率和H2O2含量的影響
圖2表明,干旱脅迫處理6 d以后,O2-產生速率大于對照,處理時間越長差異越大。H2O2含量在干旱脅迫處理3 d后明顯高于對照,6 d以后重度干旱處理的H2O2含量也高于中度干旱處理。
2.3干旱脅迫對黃瓜幼苗抗氧化酶活性的影響

由圖3可以看出,干旱脅迫處理的SOD活性在第6天高于對照,第9天以后又低于對照。CAT活性干旱脅迫處理與對照差異不大。POD活性重度干旱處理在第9天以后、中度干旱處理在第15天低于對照。APX活性在第9天以后干旱脅迫處理低于對照。

2.4 干旱脅迫對黃瓜幼苗MDA、Pro含量的影響
由圖4可知,干旱脅迫處理在第12天以后的MDA高于對照。Pro含量在第3天以后就高于對照。
2.5 相關性分析
由于天氣對光合作用的影響非常明顯,將測定中兩天陰天的數據去掉后,對干旱脅迫下黃瓜幼苗的凈光合速率與各項生理指標進行了相關性分析。O2-產生速率和MDA含量與凈光合速率呈顯著負相關(表1),說明活性氧的積累直接影響到了光合速率,干旱脅迫下凈光合速率的下降可能是由于O2- 的迅速積累,造成膜脂質的過氧化分解,從而影響了光合成反應。而各種抗氧化酶活性與凈光合速率相關不顯著(數據未列出),并非直接影響到凈光合速率,可能通過其它途徑來影響凈光合速率的變化。
3討論
干旱脅迫直接影響到黃瓜幼苗生長及各項生理指標,光合作用被大大削弱,葉綠體利用CO2的能力受到限制,能耗降低,CO2通過光合電子鏈傳遞到O2的比例增加,使植物體內活性氧O2-、H2O2產生、積累過多,MDA和游離Pro含量升高,植物受到嚴重的氧化傷害[14]。植物的酶促和非酶促抗氧化防御系統可以及時清除活性氧,保護細胞免受傷害,SOD、CAT、POD和APX是植物細胞內4種最重要的抗氧化酶。在干旱脅迫初期或輕度脅迫時,植物的抗氧化防御系統能力不斷增強,但隨著干旱脅迫逐漸加深,防御系統遭到了一定的破壞,活性氧不斷積累,最終導致凈光合速率下降。通過相關性分析發現,O2- 產生速率和MDA含量與凈光合速率呈顯著負相關,說明活性氧的積累直接影響到凈光合速率的下降,干旱脅迫下凈光合速率的下降可能是主要由于O2- 的過多積累所造成的,各種抗氧化酶活性也會間接地影響光合作用。
參考文獻:
[1] 田其云,曹艷英.我國干旱半干旱地區治理環境資源問題的技術規范探討[J].干旱區資源與環境,2005,19(3):98-103.
[2] Kaiser W M. Effect of water deficit on photosynthetic capacity physiol[J].Physiol Plant,1987, 71: 142-149.
[3] Elster E F. Oxygen activation and oxygen toxicity[J].Ann Rev Plant Physiol,1982, 33: 73-96.
[4] 周秀杰,硅促進黃瓜幼苗抗旱作用機理研究[D].天津:天津師范大學,2007.
[5] 魏永勝.干旱脅迫和不同土壤鉀水平下煙草植株鉀的分布及其抗旱性研究[D].陜西:西北農林科技大學,2001.
[6] 王愛國,羅廣華.植物的超氧物自由基與羥胺反應的定量關系[J].植物生理學通訊,1990(6):55-57.
[7] Mukherjee S P,Choudhuri M A. Determination of glycoalte oxidase activety H2O2 content and catalase activity[J].Physiol Plant,1983(58):167-170.
[8] 鄒琦.植物生理學實驗指導[M].北京:中國農業出版社,2000:163-165.
[9] Greenfield R E, Price V E. Liver catalase I Amanometric determination of catalase activity[J]. J Biol Chem,1954,209:355-361.
[10] 李合生,植物生理生化實驗原理與技術[M].北京:高等教育出版社,2000:279.
[11] Nakano Y, Asada K. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts[J].Plant Cell Physiology, 1981, 22: 867-880.
[12] 中國科學院上海植物生理研究所.現代植物生理學實驗指南[M].北京:科學出版社,1999:305-306.
[13] 李紹軍,龔月樺,王俊儒,等,關于茚三酮法測定脯氨酸含量中茚三酮與脯氨酸反應探討[J].植物生理學通訊,2005,41(3):365-368.
[14] Prasad T K, Anderson M P, Martin B A. Evidence for chilling induced oxidative stress in maize seedlings and a regulatory role for hydrogen peroxide[J].Plant Cell,1994(6): 65-74.