維生素C對大鼠腎小管上皮細胞增殖活力的影響

陳 昕，趙 雷，周余來

腎臟疾病在臨床具有較高的發病率，近些年來，隨著相關醫療技術的發展，許多疾病得到了有效控制，但是，腎衰竭等腎臟疾病尚未得到有效治療，相關的死亡率也沒有得到明顯的改善，部分慢性疾病常反復發作，遷延不愈，其發病率甚至有逐年增高的趨勢［1，2］。

目前，部分研究表明，腎小管細胞的損傷，是多種腎疾病的最終促成因素［3－5］。因此，本實驗旨在優化大鼠腎小管上皮細胞的培養方法，為腎臟疾病的體外研究提供一定的技術支持。

1 材料與方法

1.1 實驗動物 清潔級 Wistar大鼠，雌性，體重80－110 g，由吉林大學白求恩醫學院動物中心提供，動物許可證號：SCXK－（吉）2007－0003。

1.2 試劑及儀器 DMEM／F12培養基及胎牛血清購自Gibco公司，II型膠原酶購自Sigma公司，Percoll分離液購自Pharmacia公司，兔抗大鼠CK－18 IgG單克隆抗體購自北京博鰲森生物技術有限公司，FITC－羊抗兔IgG多克隆抗體購自武漢博士德生物工程有限公司，羊抗兔IgG SABC試劑盒及濃縮型DAB試劑盒購自北京中杉金橋生物技術有限公司，CCK－8試劑盒購自碧云天生物技術研究所。IX－70倒置相差顯微鏡及正置生物學顯微鏡均購自日本Olympus公司，FACSCalibur流式細胞儀購自美國BD公司。

1.3 大鼠腎小管上皮細胞的分離培養 斷頸處死大鼠，用75%酒精進行全身消毒，開腹取出腎臟，去除腎包膜后，棄去髓質，剪碎皮質后，用PBS反復沖洗，洗凈殘余血液成分。用0.1%的Ⅱ型膠原酶，于37℃震蕩消化20 min，收集消化液，并用適量PBS溶液洗滌殘余組織塊2次，收集清洗液，消化液和清洗液經80目篩網過濾后，1 800 rpm離心5 min收集沉淀。沉淀經PBS清洗2－3次后，用DMEM／F12培養基懸起，用45%Percoll分離液進行梯度分離，3 000 rpm離心20 min，進一步分離純化腎小管節段［6］。將腎小管節段接種在培養皿內，用含10%胎牛血清的DMEM／F12培養基，于37℃、5%CO2條件下，對腎小管節段進行貼壁培養，2－3天換液一次。

1.4 大鼠腎小管上皮細胞的觀察和鑒定 在腎小管節段貼壁后，于倒置相差顯微鏡下觀察腎小管上皮細胞的生長狀態，記其生長特征；待腎小管上皮細胞從腎小管組織周圍爬出后，對細胞進行CK－18的免疫組化染色，免疫組化染色過程按SABC和DAB試劑盒操作說明進行，染色結果于正置生物學顯微鏡下進行觀察；同時，用流式細胞儀檢測細胞CK－18的表達情況。

1.5 維生素C對大鼠腎小管上皮細胞增殖活力的影響 將腎小管上皮細胞以1×103cells／well的量種于96孔板中，每孔終體積為100μl，用含10%胎牛血清的DMEM／F12培養基進行培養，分別在接種后的第0天、第1天和第2天，用CCK－8方法檢測細胞的增殖情況，具體操作方法按CCK－8試劑盒操作說明進行。用此方法對P2、P3代細胞的增殖活力進行初步分析，并檢測在加入不同劑量（10 mg／L、30 mg／L和100 mg／L）維生素C后，P3代細胞的增殖變化情況。

2 結果

2.1 大鼠腎小管上皮細胞的形態觀察和鑒定結果

大鼠腎小管節段在貼壁12 h后，可見小管節段形狀明顯改變，培養24 h后，上皮細胞開始從組織內爬出，細胞呈鋪路石樣生長（圖1）。細胞在培養一周左右可進行首次傳代。

流式細胞儀分析結果顯示：用本實驗方法分離的腎小管上皮細胞，CK－18的表達效率在90%以上，腎小管上皮細胞具備一定的純度（圖2）。免疫組化染色結果顯示：腎小管上皮細胞的CK18表達呈陽性，陽性率在90%以上，且CK－18主要集中在細胞質中表達（圖3）。

2.2 維生素C對大鼠腎小管上皮細胞增殖活力的影響

由圖4可見：正常培養的P2代細胞具備一定增殖能力，隨著培養時間的延長，細胞數目逐漸增加；

圖1 腎小管上皮細胞的鏡下觀察形態

圖2 CK－18的流式細胞儀檢測結果

圖3 腎小管上皮細胞的CK－18免疫組化染色結果（×200）

而P3代細胞增殖活性明顯下降，細胞在培養一段時間后不再繼續生長，甚至逐漸出現凋亡現象，細胞總體數下降。在維生素C的作用下，P3代細胞可以維持一定的增殖活力，培養時間適度延長（P＜0.05），但是，各劑量之間沒有明顯統計學差別（P＞0.05），如圖5所示。

圖4 腎小管上皮細胞的增殖活力分析結果

圖5 腎小管上皮細胞的增殖活力分析結果

3 討論

隨著細胞工程和基因工程技術的發展，國內外陸續誕生了多種不同種屬的腎小管細胞株，如：人HK－2細胞株、大鼠NRK－52EA細胞株等。這些細胞株在建系過程中的轉基因等永生化技術，可能會導致細胞與在體動物模型存在一定的差異，進而對某些研究會產生影響［7，8］。而原代培養的腎小管上皮細胞，盡管在傳代、培養方面較為不便，但細胞自身生物學特性與在體細胞更為相似，因此，優化腎小管上皮細胞體外培養方法，對一些體外實驗來說仍具有著較為重要的價值［6，9，10］。

本研究所用方法經濟簡便，可用簡易方法適度提高腎小管上皮細胞的生命活性，延長培養時間。但是，本方法仍不能提高細胞的傳代次數，在維生素C存在的條件下，P4代細胞仍不能正常生長，也不能長期培養，僅前3代細胞可供體外分析實驗使用，因此，如何能在維持細胞自身特性的前提下，進一步延長腎小管上皮細胞的傳代次數，仍需進一步的探索和研究。

［1］Wichienkuer P，Naugler W，Wusirika R.Calciphylaxis in a patient with acute kidney injury and alcoholic cirrhosis［J］.Clin Nephrol，2011，76（6）：499.

［2］Wang J，Wang F，Yun H，et al.Effect and mechanism of fucoidan derivatives from Laminaria japonica in experimental adenine－induced chronic kidney disease［J］.J Ethnopharmacol，2012，139（3）：807.

［3］Inoue BH，dos Santos L，Pessoa TD，et al.Increased NHE3 abundance and transport activity in renal proximal tubule of rats with heart failure［J］.Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol，2012，302（1）：R166.

［4］Frohlich EM，Zhang X，Charest JL.The use of controlled surface topography and flow－induced shear stress to influence renal epithelial cell function［J］.Integr Biol（Camb），2012，4（1）：75.

［5］楊龍飛，朱 娜，宗敏茹，等.水通道AQP2在多囊腎上皮中的表達及意義［J］.吉林大學學報（醫學版），2010，14（4）：490.

［6］劉曉玲，邢淑華.Percoll法分離培養腎小管上皮細胞［J］.徐州醫學院學報，2006，26（2）：100.

［7］Panchapakesan U，Pollock C，Saad S.Review article：impotance of the kidney proximal tubular cells in thiazolidinedione－mediated sodium and water uptake［J］.Nephrology （Carlton），2009，14（3）：298.

［8］毛慧娟，王笑云，徐昌芬，等.人腎近端小管上皮細胞的原代培養、傳代及鑒定方法研究［J］.南京醫科大學學報，2004，24（6）：561.

［9］馮樂平，喬 偉.順鉑誘導腎小管上皮細胞程序性死亡的機理［J］.吉林大學學報（醫學版），2008，34（4）：581.

［10］Gong X，Celsi G，Carlsson K，et al.N－acetlylcysteine amide protects renal proximal tubular epithelial cells against iohexol－induced apoptosis by blocking p38 MAPK and iNOS signaling［J］.Am J Nephrol，2010，31（2）：178.