交聯海藻糖合酶聚集體的制備及其性質

陳 穎，肖辰鵬，陳曉云，楊麗維，唐 柳，李明春，張 峻,*

(1.天津市林業果樹研究所，天津 300384；2.南開大學生命科學學院，天津 300071)

固定化酶與游離酶相比具有穩定性高、可重復使用、可連續操控、工藝簡單等一系列優點[1]。2000年荷蘭Delft理工大學的Sheldon小組提出了一種新型的無載體固定化酶方法—交聯酶聚集體(cross-linked enzyme aggregates，CLEAs)技術[2]。使用該方法所制備的固定化酶由酶蛋白和少量交聯劑組成，無惰性載體，具有酶活高、穩定性強、操作簡單、成本低廉等特點，是一種極具開發前景的固定化酶方法[3]。

CLEAs的制備通常分為沉淀和交聯兩步，首先利用蛋白沉淀劑(如中性鹽、水溶性有機溶劑、非離子型高聚物等)將溶解狀態的酶進行物理沉淀得到酶沉淀聚集體，隨后利用交聯劑(例如戊二醛)與酶聚集體分子上的氨基發生反應，從而制得水不溶性顆粒[4]。沉淀條件及交聯條件均是決定CLEAs高酶活保留的關鍵因素。

海藻糖是由兩個葡萄糖分子以α-1,1糖苷鍵連接而成的非還原性雙糖，對生物膜和生物大分子具有良好的非特異性保護作用，在生物、醫藥、食品、化妝品等領域擁有廣闊的應用前景[5]。海藻糖有多種合成途徑，而海藻糖合酶只需要一步反應即可催化麥芽糖轉化為海藻糖，較其他合成途徑操作簡單、成本低廉。然而，目前已報道的野生菌及工程菌產海藻糖合酶的水平均不高，為了解決這一問題，人們開展了酶的固定化研究。目前國內外有關海藻糖合酶的固定化研究僅局限于載體固定化，載體固定化法由于載體在固定化酶中所占比例大，通常會影響底物和產物的擴散，單位酶活低[6-8]；此外，一些載體穩定性差或具有毒性，易污染產品。本實驗采用交聯酶聚集體技術制備海藻糖合酶CLEAs，研究制備條件對CLEAs酶活的影響規律，并且考察了CLEAs的微觀結構，比較了游離酶與CLEAs的部分酶學性質。該研究對獲得性能優異的無載體固定化海藻糖合酶從而利用固定化酶低成本制取海藻糖具有重要意義。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

海藻糖合酶基因工程菌由課題組自主構建[9]；海藻糖、麥芽糖標準品 美國Sigma公司；聚乙二醇8000(PEG8000) 北京鼎國生物技術有限公司；正丙醇、異丙醇、丙酮 天津科密歐化學試劑有限公司；25%戊二醛、乙醇、硫酸銨、氫氧化鈉等均為分析純 天津科威化學試劑有限公司。

1.2 儀器與設備

JYD智能型超聲波細胞粉碎機 上海之信儀器有限公司；HZ9212S恒溫振蕩器 太倉市科教器材廠；QUANTA200掃描電鏡 美國FEI公司；SW-CJ-2FD雙人單面凈化工作臺 蘇州凈化設備有限公司；SORVALL ST16R高速冷凍離心機 賽默飛世爾科技有限公司；TU-1901雙光束紫外-可見分光光度計 北京普析通用儀器有限公司；Waters510高效液相色譜儀 美國Waters公司。

1.3 方法

1.3.1 海藻糖合酶的制備

按照文獻[10]利用發酵罐對工程菌進行高密度培養并誘導表達海藻糖合酶，離心收集菌體，用50mmol/L、pH7.0的磷酸緩沖液洗滌后配成菌懸液，進行超聲處理，超聲功率200W，超聲5s，間隔5s，總超聲時間10min，所得處理液12000r/min離心15min，上清液以Ni-NTA瓊脂糖凝膠親和純化(純化酶液進行SDS-PAGE電泳，利用Quantity one v4.52軟件計算得到，海藻糖合酶純度約90%)，超濾濃縮后冷凍干燥，所得海藻糖合酶4℃保存備用。

1.3.2 海藻糖合酶的聚集沉淀

1.3.2.1 沉淀劑的選擇

用50mmol/L、pH7.0的磷酸緩沖液配制海藻糖合酶溶液，取1mL酶液，分別加入飽和硫酸銨、PEG8000、正丙醇、異丙醇、丙酮、無水乙醇6種試劑各9mL進行聚集沉淀，定時取樣、離心，測定上清液蛋白含量，直至約90%的蛋白被沉淀，離心收集酶聚集體沉淀，將酶聚集體用磷酸緩沖液重溶后測酶活力，計算酶活回收率，酶活回收率為酶聚集體重溶后的酶活力與起始酶液酶活力的百分比。

1.3.2.2 PEG質量濃度對沉淀效果的影響

取1mL酶液，加入PEG，分別使其終質量濃度在10～50mg/mL，進行聚集沉淀，將酶聚集體用磷酸緩沖液重溶后測酶活力，計算酶活回收率。

1.3.3 海藻糖合酶CLEAs的制備

于1mL一定質量濃度的海藻糖合酶溶液中加入PEG至所需質量濃度，振蕩混勻，形成酶聚集體懸液，然后加入一定量的體積分數25%的戊二醛，150r/min交聯反應一定時間后，3000r/min離心15min收集CLEAs，清洗，4℃保存。

1.3.4 硼氫化鈉處理對海藻糖合酶CLEAs酶活力的影響

海藻糖合酶CLEAs以5mL不同pH值緩沖液重懸后加入5mg或10mg硼氫化鈉分別處理30、60min后，離心、清洗、測酶活力。考察不同條件下硼氫化鈉處理對CLEAs酶活力的影響。將經過硼氫化鈉處理后的CLEAs于60℃保溫18h后測殘存酶活力，考察硼氫化鈉處理對CLEAs熱穩定性的影響。

1.3.5 海藻糖合酶及其CLEAs的部分酶學特性

1.3.5.1 最適反應溫度與熱穩定性

將海藻糖合酶及其CLEAs分別于40～80℃測定酶活力，以確定最適反應溫度。將海藻糖合酶及其CLEAs分別于40～80℃條件下保溫120min，隨后立即取出測殘存酶活力，分析其熱穩定性。

1.3.5.2 最適pH值與pH值穩定性

將海藻糖合酶及其CLEAs分別于pH5.0～8.0的磷酸緩沖液中測酶活力，用以確定最適反應pH值。取海藻糖合酶及其CLEAs分別溶于50mmol/L、pH3.0～4.0的檸檬酸-檸檬酸鈉緩沖液；50mmol/L、pH5.0～8.0的磷酸緩沖液；50mmol/L、pH9.0～11.0的碳酸鈉-碳酸氫鈉的緩沖液中，于50℃保溫60min后按標準方法測酶活力，考察其pH值耐受性。

1.3.5.3 金屬離子對CLEAs活性的影響

于1mL的CLEAs懸浮液中分別加入終濃度為2mmol/L或10mmol/L的Zn2+、Cu2+、Al3+、Fe2+，于70℃反應30min，測定生成的海藻糖含量，計算酶活力。以不加金屬離子的CLEAs懸浮液作為對照，來評估金屬離子對海藻糖合酶CLEAs酶活力的影響。

1.3.6 酶活力測定

取1mL游離海藻糖合酶溶液(或CLEAs懸浮液)，加入1mL質量濃度為20mg/mL的麥芽糖溶液(以10mmol/L、pH6.5的磷酸緩沖液配制)，于50℃(CLEAs反應溫度為70℃)保溫60min。離心，取上清液，用高效液相色譜法[11]測定生成的海藻糖含量。

酶活力單位定義為：在上述反應條件下，每分鐘轉化1μmol底物所需的酶量定義為1U。

1.3.7 海藻糖合酶CLEAs的結構特征

將制備所得的CLEAs凍干后進行表面噴金處理，隨后利用QUANTA200型掃描電子顯微鏡對其微觀形貌進行觀察，設置儀器加速電壓為15.0kV。

2 結果與分析

2.1 海藻糖合酶CLEAs制備條件的優化

2.1.1 沉淀劑的選擇

酶聚集體的形成實質上是將酶進行濃縮沉淀，常用的沉淀劑有中性鹽類、非離子聚合物、有機溶劑[12]。沉淀劑通過破壞蛋白分子表面帶電狀態或搶奪蛋白分子表面水膜使蛋白質聚集沉淀，這一過程通常伴隨著蛋白分子內非共價鍵(如氫鍵)的破壞，造成其空間結構的變形，當這種變形影響到酶分子的活性中心時，酶催化活性降低，表現為完全或部分失活，不同沉淀劑對酶分子三維結構的影響不同，造成的失活程度也有所差異[13]。本實驗采用飽和硫酸銨、終質量濃度30mg/mL的PEG、異丙醇、正丙醇、丙酮、乙醇6種不同的沉淀劑進行聚集沉淀，結果見表1。

表 1 幾種蛋白沉淀劑的比較Table 1 Comparison of several protein precipitants on activity recovery of trehalose synthase

由表1可知，以正丙醇、異丙醇、乙醇、丙酮有機溶劑為沉淀劑時，酶聚集體重新溶解后的酶活回收率只有20%左右，而以飽和硫酸銨為沉淀劑時，酶活回收率可達到66%，以PEG為沉淀劑時海藻糖合酶的酶活回收率最高，可達到95%，可見PEG為良好的海藻糖合酶沉淀劑。

圖 1 不同質量濃度的PEG對海藻糖合酶CLEAs酶活回收率的影響Fig.1 Effect of PEG concentration on activity recovery of trehalose synthase aggregates

隨后進一步研究了不同質量濃度PEG的沉淀效果(圖1)，表明過低質量濃度的PEG對酶的沉淀不完全，而當PEG的質量濃度≥25mg/mL時，CLEAs的酶活回收率均維持在90%以上，其中，采用質量濃度為30mg/mL的PEG聚集沉淀海藻糖合酶的效果最好，酶活回收率可達到95%。

2.1.2 酶質量濃度與交聯劑體積分數對所得海藻糖合酶CLEAs酶活力的影響

表 2 交聯條件對海藻糖合酶CLEAs的影響Table 2 Effect of free enzyme concentration as well as cross-linker concentration and dosage on activity recovery of trehalose synthase aggregates

交聯過程是通過雙功能試劑將酶的聚集體進行共價捆綁，使酶的聚集體結構和活性不被破壞，并可被回收使用[14]。常用的交聯劑是戊二醛。實驗考察了不同體積分數的戊二醛與酶質量濃度對CLEAs交聯效果的影響。由表2可知，當酶終質量濃度相同時，戊二醛體積分數越高，得到的海藻糖合酶CLEAs酶活力越低，例如，酶的終質量濃度為5mg/mL時，加入體積分數均為2%戊二醛制備得到的CLEAs的相對酶活力僅為0.5%戊二醛的56.3%。此外，當戊二醛體積分數相同時，如戊二醛體積分數2%時，質量濃度較高(20mg/mL)的酶交聯后得到的CLEAs的相對酶活力最高，而酶質量濃度過低時交聯后的CLEAs酶活力相對較低；酶質量濃度過高(如50mg/mL)時由于酶分子大量的聚集交聯，形成大團簇的不規則CLEAs，影響了底物的傳質過程，因而也造成了CLEAs酶活力的降低。當加入每毫克酶添加的交聯劑體積相同時，低質量濃度(5mg/mL)的酶交聯后得到的CLEAs酶活力相對較高。綜合考慮其他試劑的使用量，為降低成本，后續實驗統一采用終質量濃度為10mg/mL的海藻糖合酶。

2.1.3 交聯強度對所得海藻糖合酶CLEAs酶活力與熱穩定性的影響

分別采用體積分數為0.5%、1%、2%的戊二醛為交聯劑，對室溫交聯1、2、4、24h后得到的海藻糖合酶CLEAs進行酶活力檢測(以酶活力最高值為100%)。考察交聯劑體積分數與交聯時間對所得海藻糖合酶CLEAs的酶活影響，結果見圖2。將上述不同條件所得CLEAs于60℃保溫2h，測殘存酶活力(以起始酶活力為100%)。考察交聯劑濃度與交聯時間對海藻糖合酶CLEAs熱穩定性的影響，結果見圖3。

由圖2可知，交聯相同時間內，CLEAs酶活隨交聯劑體積分數的升高而逐漸下降，表明過度的交聯會導致酶活力的損失。從交聯時間對酶活力的影響來看，當交聯劑體積分數較低、交聯時間較短時(0.5%的戊二醛交聯1h)，部分酶蛋白可能未被交聯，未形成CLEAs，因此所得CLEAs的酶活力較低；隨著交聯時間的延長，酶活力達到最大，隨后又開始下降；而當交聯劑體積分數較高(如2%)時，隨交聯時間的增加，所得CLEAs的酶活力則一直呈下降趨勢。

圖 2 交聯劑體積分數對海藻糖合酶CLEAs酶活力的影響Fig.2 Effects of cross-linker concentration and cross-linking time on relative activity of CLEAs

圖 3 交聯劑體積分數及交聯時間對CLEAs熱穩定性的影響Fig.3 Effects of cross-linker concentration and cross-linking time on thermal stability of CLEAs

由圖3可知，隨著交聯劑體積分數和(或)交聯時間的增加，所得CLEAs的熱穩定性逐漸提高；但交聯強度超過一定限度時，例如交聯24h時，所得CLEAs的熱穩定性變化不大。因此綜合考慮酶活和熱穩定性兩個因素，本實驗統一采用體積分數為0.5%的交聯劑和2h的交聯時間。

2.1.4 硼氫化鈉還原處理對海藻糖合酶CLEAs性能的影響

戊二醛是有帶有兩個醛基的雙功能試劑，兩個對稱的醛基與酶上的堿性氨基形成Schiff型加合物。而Schiff堿中的亞胺(C＝N)鍵不穩定，硼氫化鈉可以將其還原成較穩定的仲胺(C—N)鍵，使酶與戊二醛的結合更加牢固[15]。本實驗對硼氫化鈉處理的CLEAs酶活力及熱穩定性進行了考察，結果表明，在堿性環境下，經硼氫化鈉處理后的CLEAs的酶活力和熱穩定性均高于未經處理的(表3)。經過進一步研究硼氫化鈉的濃度及處理時間后發現，在pH值為9.0的甘氨酸為緩沖液的條件下，添加5mg的硼氫化鈉處理30min，與處理60min后的相對酶活力及熱穩定性差異均不大。表明5mg的硼氫化鈉經短時間的處理后即可達到較好的效果。

表 3 硼氫化鈉處理對CLEAs酶活力及熱穩定性的影響Table 3 Effect of NaBH4 treatment on relative activity and thermal stability of CLEAs

2.2 海藻糖合酶CLEAs的酶學性質

2.2.1 最適催化溫度及溫度穩定性

圖 4 溫度對CLEAs與游離酶酶活性的影響Fig.4 Effect of temperature on the activity of CLEAs and the free enzyme

圖 5 溫度對CLEAs與游離酶酶活性穩定性的影響Fig.5 Effect of temperature on the stability of CLEAs and the free enzyme

由圖4可知，游離酶的最適催化溫度為50℃，將其制備成CLEAs后最適催化溫度為70℃，最適催化溫度向高溫平移，表明海藻糖合酶CLEAs可在高溫下實現催化反應。由圖5可知，海藻糖合酶在60℃保溫2h后的殘存酶活力＜20%。制備成CLEAs后在40～60℃范圍內保溫2h后酶活力可保持90%以上，海藻糖合酶CLEAs的溫度穩定性較游離酶明顯增寬。

2.2.2 最適反應pH值及pH值穩定性

由圖6可知，海藻糖合酶的最適催化pH值為6.5，制備成CLEAs后最適pH值變化不大，為7.0，較游離酶略向堿性偏移。游離海藻糖合酶在pH值為5.0～9.0時可保持90%以上的酶活力(圖7)，將其制備成CLEAs后pH值耐受范圍為5.0～10.0。而在pH值為4.0時CLEAs的殘存酶活力是游離酶的4倍左右，說明CLEAs較游離酶更耐酸性。

圖 6 pH值對CLEAs與游離酶酶活性的影響Fig.6 Effect of pH on the activities of CLEAs and free enzyme

圖 7 pH值對CLEAs與游離酶酶活性穩定性的影響Fig.7 Effect of pH on the stability of CLEAs and the free enzyme

2.2.3 金屬離子的抑制作用

前期研究表明，在2mmo1/L或10mmol/L的Zn2+、Cu2+、Fe2+、Al3+作用下，游離海藻糖合酶的活性均受到強烈抑制，酶活力小于10%[16]。因此，本實驗分別采用終濃度為2mmol/L和10mmol/L的Zn2+、Cu2+、Fe2+、Al3+金屬離子，測定其對海藻糖合酶CLEAs酶活力的影響。結果(圖8)表明，2mmol/L的Zn2+、Cu2+、Fe2+、Al3+對CLEAs酶活力的抑制不顯著，酶活力損失不到10%；當Zn2+、Cu2+、Fe2+、Al3+金屬離子的濃度提高到10mmol/L時，對CLEAs的酶活力則有不同程度的抑制作用，其中10mmol/L的Cu2+對海藻糖合酶CLEAs的抑制作用最強，在其作用下CLEAs的相對酶活力為35%。

圖 8 金屬離子對CLEAs酶活性的影響Fig.8 Effect of metal ions on the activity of CLEAs

2.3 海藻糖合酶CLEAs的形貌特征

酶分子聚集的數量和方式對CLEAs的酶活具有重要的影響[17]。本實驗利用電子顯微鏡對海藻糖合酶CLEAs的微觀結構進行了表征。圖9中可清晰看到單個海藻糖合酶聚集體呈短棒狀(圖9C)，大小約在0.2～0.5μm，大量交叉相連的短棒以“腳手架”形式聚集形成一個集簇(圖9B)，而制備得到的海藻糖合酶CLEAs集簇的形狀不規則，粒徑差異較大，從幾微米到幾百微米(圖9A)。

圖 9 CLEAs電鏡圖像Fig.9 SEM images of CLEAs

3 結 論

采用無載體固定化技術制備了海藻糖合酶CLEAs，優化了制備條件，分析了CLEAs的微觀結構，比較了游離酶與CLEAs的反應性能，得到如下結論：1)于10mg/mL的海藻糖合酶中加入終質量濃度30mg/mL的PEG聚集沉淀后，以體積分數為0.5%的戊二醛室溫交聯2h，再以硼氫化鈉處理后得到性能優異的海藻糖合酶CLEAs；2)與游離海藻糖合酶相比，海藻糖合酶CLEAs的最適反應pH值略有變化，由6.5左右升至7.0左右。而最適反應溫度變化較大，由50℃升至70℃，更適于在較高溫度下使用；3)游離海藻糖合酶制成CLEAs后，對pH值、溫度的耐受性均得到增強，pH值穩定范圍從5.0～9.0拓寬到5.0～10.0；60℃保溫120min后CLEAs仍可保持90%以上的活性，對Zn2+、Cu2+、Fe2+、Al3+金屬離子的抗性也明顯增強；4)微觀形貌分析可知，單個海藻糖合酶聚集體呈短棒狀，粒徑約0.2～0.5μm，眾多“短棒”交叉相連構成“腳手架”狀集簇，集簇大小不一，粒徑從幾微米到幾百微米。

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