產葡萄糖異構酶細胞的固定化

鄧 輝，陳 晟，陳 堅，吳 敬,*

(1.江南大學 食品科學與技術國家重點實驗室，江蘇 無錫 214122；2.江南大學生物工程學院，工業生物技術教育部重點實驗室，江蘇 無錫 214122)

木糖異構酶(xylose isomerase，Xiase，EC 5.3.1.5)，又稱葡萄糖異構酶(glucose isomerase，GIase)，在胞外可以催化D-葡萄糖至D-果糖的異構化反應，是食品工業生產上以淀粉為原料制備果葡糖漿的關鍵酶之一[1]。目前果葡糖漿的生產多采用固定化葡萄糖異構酶，即通過物理、化學的方法把GIase固定成具有高活力、水不溶性、顆粒狀的固定化酶制劑，由此實現了生產的連續化、自動化、可控化，并使產品易于分離和精制，從而提高產品質量，降低生產成本，有力地推動了果葡糖漿生產的發展。

固定化酶制劑主要有兩種，一種為固定化酶，另一種為固定化產酶細胞。由于天然來源的GIase幾乎均為胞內酶，因此產GIase細胞的固定化相對GIase酶的固定化省去了酶的分離提取成本，同時減少了酶活損失，并且GIase的作用底物和產物都是小分子單糖，能自由進出細胞，所以細胞固定化技術是用來制作固定化GIase制劑的首選方法。

單位質量的酶活力是衡量固定化酶制劑的主要指標之一，單位質量細胞含量越多，相應的酶活力越高。針對吸附和包埋等方法所生產的酶制劑中載體含量比例高、單位質量酶活低、生產占用設備體積大等問題，絮凝法固定制備的酶制劑能有效地解決該類問題[2-7]。同時，天然存在的絮凝劑——殼聚糖，作為一種堿性陽離子絮凝劑，無毒、無味、無污染，其親水性和生物相容性好，操作條件溫和，化學性質穩定，具有能與細胞表面基團相作用的功能團，是絮凝和回收蛋白質的理想絮凝劑[8]，而具有雙功能基團的交聯劑——戊二醛利用其羰基能同時與殼聚糖和酶分子上的氨基發生親核加成反應生成Schiff堿，將物理吸附和化學交聯相結合，形成殼聚糖、酶分子和戊二醛分子間的多重交聯網絡，不但使酶分子有效固定在載體上，而且使酶制劑的穩定性和耐壓強度大大提高[9-10]。

目前國內市場所使用的固定化GIase制劑被諾維信公司壟斷，在本實驗室前期工作中，一種來源于嗜熱菌Thermobifida fusca GIase的基因xylA在E. coli中被成功克隆表達，并對純化酶進行了酶學性質分析，以葡萄糖為底物該酶的米氏常數(Km)和催化常數(Kcat)值分別為190mmol/L和28s-1，70℃條件下的半衰期為15h，高的催化活力和良好的熱穩定性使該酶成為改進葡萄糖異構化食品工業過程中具有巨大潛力的選擇。本實驗擬采用殼聚糖絮凝加戊二醛交聯的固定辦法，對產Thermobifida fusca GIase的重組大腸桿菌細胞進行固定化過程研究，以期獲得一種生產性能好、酶活回收率高、經濟成本低的固定化酶制劑的方法，為實現我國固定化GIase制劑高效、低耗的工業化生產，提供一定的參考。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

菌株xylA/pT7-7/BL21(DE3)由本實驗室保存和提供；高密度發酵液為本實驗室發酵提供(光密度OD600nm≈140，菌體干質量為80～90g/L，pH7.2)。

殼聚糖(脫乙酰度≥98.0%)、硅藻土(食品級，60目)、25%戊二醛、冰醋酸、K2HPO4·3H2O、KH2PO4、活性炭、二氧化硅 國藥集團化學試劑有限公司；所有試劑均為化學純或分析純。

1.2 儀器與設備

721型分光光度計 上海元析儀器有限公司；Hitachi himac CFl6RX高速離心機 日立工機株式會社；PHS-3C精密pH計 上海嘉鵬科技有限公司；JB90-D型強力電動攪拌機 上海隆拓儀器設備有限公司；120軸式擠壓機 山東章丘市華祥機械廠。

1.3 殼聚糖絮凝

取250mL發酵液，添加硫酸鎂至Mg2+終濃度為5mmol/L，經60℃熱處理30min后冷卻至25℃，在磁力攪拌器上，以800r/min轉速攪拌，同時把100mL用醋酸溶解的殼聚糖溶液緩慢流加到發酵液中，室溫條件下靜置10min待絮凝顆粒下沉。絮凝效果以酶活回收率來評定，依照1.6.1節中發酵液酶活力的測定方法測定酶活力，酶活回收率按式(1)計算。

1.3.1 pH值對絮凝效果的影響

調節殼聚糖中醋酸的含量，使其與發酵液按比例混合后溶液的最終pH值分別為4.5、5.0、5.5、6.0、6.5。同時設定其他條件為殼聚糖終質量分數0.2‰、溫度30℃。

1.3.2 殼聚糖質量分數對絮凝效果的影響

調節殼聚糖質量分數與發酵液混合，使得混合后溶液中的殼聚糖的最終質量分數為0.01‰、0.05‰、0.10‰、0.15‰、0.20‰、0.25‰、0.30‰。同時設定其他條件為pH5.5、溫度30℃。

1.4 戊二醛交聯

棄去絮凝后的上清液，取絮凝物加入100mL一定濃度和pH值的戊二醛溶液，在一定溫度條件下，低速攪拌一定時間，經布氏漏斗過濾后，用去離子水浸泡清洗過濾交聯產物2次，把濾餅用擠壓機擠壓成直徑1mm的顆粒，在35℃的烘箱中鼓風烘至質量恒定，得到交聯樣品；如果絮凝物未經戊二醛交聯，直接過濾擠壓成顆粒后干燥，則為未交聯樣品。依照1.6.1節中固定化細胞酶制劑活力的測定方法測定等質量交聯樣品和未交聯樣品的酶活力，然后測定交聯樣品在75℃處理1h之前和之后的酶活。交聯效果參照交聯后酶活保留率和熱處理后酶活保留率來確定，分別按式(2)、(3)計算。

1.4.1 戊二醛體積分數對交聯效果的影響

調節戊二醛溶液的體積分數與絮凝物混合，使得混合后溶液中戊二醛的終體積分數為0.1%、0.25%、0.5%、1.0%、1.5%、2.0%、2.5%。同時設定交聯溫度25℃、時間3h、pH7.0，攪拌速率100r/min進行交聯。

1.4.2 交聯pH值對交聯效果的影響

用50mmol/L的磷酸鹽緩沖液調節戊二醛溶液的pH值與絮凝物混合，使得混合后溶液中的pH值為5.5、6.0、6.5、7.0、7.5、8.0、8.5、9.0。同時設定交聯溫度25℃、時間3h、戊二醛體積分數0.25%、攪拌速率100r/min進行交聯。

1.5 硅藻土改性

在絮凝前添加一定量的硅藻土到發酵液中后，按1.3節殼聚糖絮凝效果操作方法繼續操作。考察殼聚糖溶液中硅藻土不同添加量0.2、0.4、0.6、0.8、1.0g/100mL對固定化細胞的耐壓強度和傳質性能的影響。

1.6 固定化細胞特性

1.6.1 酶活力測定

酶活力(U)單位定義為：在標準反應體系中，每分鐘產生lμmol果糖所需的酶量，定義為1個酶活力單位。

發酵液酶活力的測定：異構化葡萄糖反應體系反應總體積2mL，體系中葡萄糖、MgSO4和磷酸鹽緩沖液(pH7.5)的濃度分別為300、5、100mmol/L，發酵液添加量為0.2mL，反應在靜置狀態下、70℃水浴中進行10min，然后在100℃水浴10min中止反應，12000r/min離心5min后，取上清液適當稀釋后用高效液相色譜(HPLC)測定果糖含量，確定反應體系的總活力，發酵液的酶活力按式(4)計算。

固定化細胞酶制劑活力的測定：固定化細胞異構化葡萄糖反應體系總體積100mL，體系中葡萄糖、MgSO4和磷酸鹽緩沖液(pH7.5)的濃度分別為600、5、100mmol/L，固體酶制劑添加2.5g，固體酶制劑先在磷酸鹽緩沖液(pH7.5)浸泡1h，各成分混合前分別在70℃預熱，反應在70℃、150r/min水浴搖床中進行15min，12000r/min離心5min后，取上清液適當稀釋后用HPLC測定果糖含量，確定反應體系的總酶活力，固定化細胞酶制劑酶活力按式(5)計算。

1.6.2 糖含量測定

樣品稀釋一定倍數后用0.45μm微孔濾膜過濾后用HPLC法測定葡萄糖和果糖含量[11]。色譜條件為：Agilent1200 HPLC色譜儀；色譜柱：Aminex HPX-87H ion exclusion cloumn(7.8mm×300mm)；流動相：0.5mmol/L H2SO4溶液；流速：1mL/min；Waters2410示差折光檢測器；柱溫：50℃；池溫(檢測器) 30℃；進樣量：10μL。實驗設置3個重復。

1.6.3 動力學參數測定

配制不同濃度(20～800mmol/L)的葡萄糖溶液，分別取lg固定化酶和1mL游離酶液，在70℃和pH7.5條件下反應10min后迅速置于沸水浴中終止反應，測定反應產物的吸光度。根據標準曲線查得生成產物的濃度，求出酶反應初速率。以反應速率和底物濃度的雙倒數作圖，求得米氏常數Km及最大反應速率Vmax。直線回歸采用Kaleida Graph軟件分析[12]。實驗設置3個重復。

1.6.4 耐壓強度測定

參照國家標準GB/T 23533—2009《固定化葡萄糖異構酶制劑》，固定化酶用60℃蒸餾水浸沒，然后緩慢攪動20h，再把樣品放在20N/cm2的壓強條件下擠壓3min，釋放壓力后樣品不成漿(或極少量成漿)仍硬，為合格。反之，為不合格。

1.6.5 操作穩定性測定

參照國家標準GB/T 23533—2009附錄A，在工作溫度(55～60℃)條件下恒速流加40%的葡萄糖底物溶液到反應柱中進行異構轉化反應，使初始產物中葡萄糖的轉化率在45%左右，間隔一定時間取樣測定產物中的葡萄糖的轉化率，計算殘留酶活力，確定操作穩定性。

2 結果與分析

2.1 殼聚糖對產酶細胞的絮凝

殼聚糖對產酶細胞的絮凝效果由絮凝后溶液中的蛋白殘留量決定，實際考察絮凝前后溶液中的酶活力以確定絮凝效果。絮凝效果與絮凝時的溫度、水流的紊動程度、殼聚糖的質量分數、絮凝pH值等因素相關。通常溫度越高，發酵液黏度越小，分子布朗運動越快，絮凝團越易形成，但過高的溫度又會破壞絮凝團形成[13]，本實驗選擇30℃進行操作。絮凝效果還與水流紊亂程度相關，在攪拌條件下，單位體積水體中顆粒碰撞的總次數會隨水流紊亂程度的增加而增大，絮凝團直徑會隨水流紊亂程度的增加而減小[14]，由于攪拌的方式和設備形狀的不同，攪拌速率和方法應根據實際情況而定，本實驗使用葉輪式電動攪拌機，以產生的絮凝團直徑小于1mm為標準確定攪拌速率，以利于后續過程中戊二醛能對絮凝團進行均勻交聯。確定以上條件后，對絮凝pH值和殼聚糖質量分數進行進一步考察。

2.1.1 pH值對絮凝效果的影響

電荷吸附作用是殼聚糖絮凝蛋白質的主要原因之一，在堿性和中性環境條件下，殼聚糖不被質子化，不能中和帶負電的蛋白質，無法絮凝菌體細胞，所以要在酸性條件下溶解殼聚糖，但如果溶液pH值過低則會導致目的蛋白失活，因此設定pH值考察范圍為4.5～6.5。由圖1可知，絮凝效果(酶活回收率)在pH5.0～5.5時最高，達到98%，考慮到低pH值對酶活力的影響，選取最適絮凝pH值為5.5。

圖 1 pH值對絮凝效果的影響Fig.1 Effect of pH on flocculation

2.1.2 殼聚糖質量分數對絮凝效果的影響

分子間的吸附是殼聚糖絮凝蛋白質的另一主要原因，過低的殼聚糖質量分數難以吸附足夠的蛋白質，使吸附不充分，反之，當殼聚糖投加過量時，則蛋白質相對較少，殼聚糖聚合物伸展部分發生自身黏連，產生了包裹作用，吸附作用發揮不良。考慮到高密度發酵液菌體蛋白含量很高，故設定殼聚糖溶液終質量分數考察范圍在0.01‰～0.3‰。由圖2可知，酶活回收率在殼聚糖溶液終質量分數0.1‰～0.2‰時最高，考慮到生產成本和單位質量的酶活力，選取殼聚糖溶液終質量分數為0.1‰。

圖 2 殼聚糖質量分數對絮凝效果的影響Fig.2 Effect of chitosan concentration on flocculation

2.2 戊二醛對絮凝物的交聯

固定化酶制劑的生產性能由單位質量的酶活力和熱穩定性共同決定，因此同時考察交聯后固定化酶的活力和熱穩定性以確定交聯效果。交聯效果與交聯劑的體積分數、pH值、時間和溫度等因素相關。

交聯反應是吸熱反應，交聯反應速率在一定溫度范圍內會隨溫度上升而增大，但過于劇烈的交聯反應一方面會降低酶活，另一方面會導致絮凝團內外交聯程度不均勻，所以選擇在室溫或更低溫度條件下交聯3h。在此基礎上，對戊二醛體積分數和交聯pH值進行進一步考察。

2.2.1 戊二醛體積分數對交聯效果的影響

戊二醛是一種交聯劑，有2個醛基，可與蛋白質或殼聚糖的游離氨基發生Schiff堿反應生成亞胺鍵，使酶和殼聚糖交聯，從而增加凝膠機械強度和酶的穩定性。戊二醛的體積分數對固定化效果影響較大，交聯劑體積分數過低時，酶分子不能被有效固定，酶穩定性較低；當戊二醛體積分數過高時，交聯反應會深入到酶分子內部，特別當活性位點氨基酸受到交聯時，酶的催化活性將會受到影響[15]。將250mL發酵液得到的絮凝物用250mL的戊二醛溶液進行交聯，設定戊二醛終體積分數的考察范圍為0%～2.5%。由圖3可知，隨著戊二醛體積分數的增加，交聯樣品的活力迅速下降，而交聯樣品的熱穩定性僅小幅增加，當戊二醛體積分數低于0.25%時，相對于未交聯的樣品(對照樣品酶活力為100%)，交聯樣品的酶活保留率在80%以上，綜合考慮，選擇0.25%為戊二醛最適交聯體積分數。

圖 3 戊二醛體積分數對固定化效果的影響Fig.3 Effect of glutaraldehyde concentration on immobilization

2.2.2 交聯pH值對交聯效果的影響

當戊二醛與酶分子形成共價鍵時，特定pH值條件下酶分子的狀態就會被不可逆地固定，所以通常應在酶的最適pH值條件下固定酶分子，本研究中GIase的最適pH值為10，在pH10條件下，殼聚糖分子難以溶解，亞胺鍵難以形成，導致其與戊二醛的交聯程度低。因此實驗設定交聯時pH值的考察范圍為5.5～9.0。由圖4可知，在不同pH值條件下交聯制備的固定化酶，其交聯后的酶活保留率在pH8.0時最高，而75℃熱處理1h后的酶活保留率在pH6.5～8.5范圍內差別很小，但考慮到酸性條件下戊二醛與殼聚糖的交聯程度更高，會使固定化酶的耐壓強度更高，因此選取pH6.5為最適交聯pH值。

圖 4 pH值對固定化效果的影響Fig.4 Effect of pH on immobilization

2.3 硅藻土改性研究

工業生產要求固定化酶制劑顆粒既要有較高的耐壓強度，又要有較好的空隙以利于底物和產物進出，僅通過殼聚糖絮凝和戊二醛交聯所制備的固定化GIase制劑顆粒干燥后質地十分致密，傳質性能差，不利于異構反應進行。硅藻土粉末不僅具有吸附和抗溶脹效果，還有塑形、助濾和改善固定化顆粒傳質特性的作用，并且價格相對二氧化硅、活性炭等較低，經綜合考慮確定硅藻土作為添加物對固定化顆粒進行改性。考察發酵液中硅藻土不同添加量0%～1.0%(不添加硅藻土為對照組)對固定化細胞的耐壓強度和傳質性能影響。由表1可知，在硅藻土添加量為0.4%～0.6%時，固定化GIase制劑顆粒的耐壓強度既能滿足國家標準GB/T 23533—2009)要求又有較好的傳質性，表現為等量產酶細胞制備的酶制劑的相對活力較高。綜合考慮固定化GIase制劑顆粒單位質量的酶活力、耐壓強度和傳質性能等因素，選取硅藻土添加量為0.6%。

表 1 硅藻土添加量對固定化產物的耐壓強度和傳質性能影響Table 1 Effect of diatomite addition on pressure strength and mass transfer performance of immobilized products

2.4 固定化酶的性質

2.4.1 最適pH值

殼聚糖為陽離子絮凝劑，會在其表面結合大量OH－，形成弱堿性的微環境，造成H+和OH－在載體表面和溶液中的分配不同，使酶促反應的最適pH值向酸性方向偏移[16]，由圖5可知，固定化酶的最適pH值相對游離酶由pH10降低至pH9，最適pH值的降低可減少異構反應過程中副產物和色素的形成[17]，符合生產需要。同時，固定化酶在pH5～11的較寬范圍內相對酶活力較高，在pH7.5時為其最高酶活力的90%左右，為減少異構反應過程中副產物和色素的產量，所以仍然選擇在pH7.5條件下進行葡萄糖異構反應。

圖 5 固定化酶和游離酶的最適pH值Fig.5 Optimal pH of immobilized enzyme and free enzyme

2.4.2 最適溫度

圖 6 固定化酶和游離酶的最適溫度Fig.6 Optimal temperature of immobilized enzyme and free enzyme

固定化后，GIase分子表面氨基通過戊二醛的醛基與自身或與殼聚糖分子表面氨基形成網絡結構，其分子結構剛性增強，抗熱變性作用能力增加[18]。由圖6可知，固定化酶和游離酶的最適反應溫度均為80℃，與游離酶相比，固定化酶在40～95℃范圍內的相對酶活力較高，在60℃時仍保留最大酶活力的75%。由于高溫條件下酮糖會發生分解并加快美拉德反應，并且固定化酶失活加快[17]，所以仍然選擇在55～60℃條件下進行葡萄糖異構反應。

2.4.3 動力學參數

以20～800mmol/L葡萄糖為底物，分別測定顆粒狀固定化酶與游離酶的酶活力，用Lineweaver-Burk雙倒數作圖法求得Km。固定化酶和游離酶的表觀Km分別為230、190mmol/L。與游離酶相比，固定化酶的表觀米氏常數Km增大，這與Demirel[19]報道的包埋鍵合所構建的固定化GIase相對游離態GIase的Km值的變化相反，他們認為底物和載體間的靜電引力造成Km值減小。這其中的可能原因一方面是交聯反應對酶分子構象的影響，另一方面也可能是固定化顆粒的空間阻礙和擴散限制的影響。

圖 7 固定化酶與游離酶的Lineweaver-Burk曲線Fig.7 Double reciprocal plots for reaction curve of immobilized GIase and free GIase

2.4.4 操作穩定性結果

在60℃條件下恒速流加45%的葡萄糖底物溶液到反應柱中進行異構轉化反應，確定操作穩定性。由圖8可知，固定化酶初始酶活力為356U/g。連續操作30d，殘留酶活力大于70%。參照酶失活一級動力學方程[20]：[E]=[E0]exp(kdt)，t1/2=ln2/kd。

式中：t1/2為半衰期/d；kd為衰減常數；t為反應時間/d；[E0]為初始酶活力/U；[E]為中間過程酶活力/U。

對圖中的數據進行線性擬合得到固定化酶的失活方程為ln([E]/[E0])=－0.0112t，則kd=0.01129、t1/2=ln2/kd=61d，即半衰期為61d，能滿足工業生產要求。

圖 8 固定化酶制劑的操作穩定性Fig.8 Operation stability of immobilized enzyme preparation

3 結 論

本研究確定了最佳殼聚糖絮凝條件、最佳戊二醛交聯條件和最佳的添加物種類和比例及固定化操作方法。所制得的固定化GIase與游離的GIase相比最適溫度不變、最適pH值降低；其單位質量的活力遠優于基于凝膠包埋和離子吸附等方法制備的固定化GIase制劑[21-28]。

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