腸道微生物蛋白質的發酵與腸道健康的關系

周中凱，楊 艷，鄭排云，張 巖，陳曉姍

（天津科技大學食品工程與生物技術學院，天津 300457）

腸道微生物蛋白質的發酵與腸道健康的關系

周中凱，楊 艷，鄭排云，張 巖，陳曉姍

（天津科技大學食品工程與生物技術學院，天津 300457）

人體內蛋白質發酵主要發生于結腸末端，會產生一些不利于健康的代謝產物如氨類、胺類、酚類化合物和硫化物等。一些重要的腸道疾病如大腸癌、潰瘍性結腸炎的發生都集中于結腸末端，這與在該部位的蛋白質的高度發酵有關。流行病學研究表明，高肉類食物通常與大腸癌的發生呈正相關性，這是因為高肉食的攝入不僅增加了蛋白質在大腸中的含量，而且還增加了脂肪、荷爾蒙和雜環胺的攝入，這些物質對大腸癌的發生也起到促進的作用。然而，腸道健康和蛋白質的發酵之間的潛在關系還沒有得到充分的研究，本文就蛋白質在腸道發酵所產生的一些潛在危害化合物及其在體內代謝循環的研究進行綜述。

大腸癌；遺傳毒性；益生元；益生菌；蛋白質發酵

腸道微生物利用未消化的蛋白質進行厭氧發酵，這種發酵過程在總體上被認為是對宿主的健康不利的一種生物過程，蛋白質的發酵產生一系列的代謝產物，這些化合物與腸道的黏膜功能有關并且與黏膜細胞發生反應[1-2]。蛋白質發酵不僅與大腸癌發生的病理學有關并且與潰瘍結膜炎（ulcerative conjunctivitis，UC）的發生密切相連，與人體生理衰老過程也有著極大的關系。蛋白質對腸道健康的研究也愈來愈受到人們的關注，這是因為目前在控制體質量和減肥等方面多采用高蛋白的食譜。

30年前人們就假設腸道蛋白質的發酵與大腸癌的產生有很大的關系[3]，Hill等[4]研究食物蛋白質代謝產物與腸道癌的病理學關系并提出腸道細菌可將膽汁酸轉化成與致癌物性質相關聯的化合物，然而，高肉食的攝入與增加大腸癌的幾率關系似乎不能僅由在膽汁酸的濃度來解釋，這是因為在高肉食攝入食譜研究對象中其肉食物對膽汁酸的排出起到很小的作用[3]。另外，蛋白質作為肉食的主要成分，其發酵的代謝物如氨、酚類化合物等被認為是潛在致癌物質，這些物質通過發酵所產生的一些代謝物可能與大腸癌的關系更為密切。

有關研究表明，腸道中微生物發酵對宿主腸道的健康影響是由于蛋白質在這些區域的代謝活性更為活躍，例如在大腸的末端，UC在直腸處開始然后擴散，大約60%的大腸癌的發生地帶集中于結腸末端或直腸[5]。Chao等[6]通過延長高肉食攝入證實了紅肉和加工肉制品可能會增加大腸末端區域的癌癥的發生率。

本文提供了蛋白質在體內外模型的發酵并概述了蛋白質發酵對宿主健康影響的一些研究證據。對蛋白質作為人體必需營養素，在人體營養素的代謝中起到重要作用，如肌肉生長、人體免疫系統和細胞再生等[7]，在本文中不再進行討論。

1 影響蛋白質發酵的因素

大約15%～20%的能量是通過攝入蛋白質供給的，進入大腸的蛋白質含量取決于食物中蛋白質的含量和蛋白質的消化率，來源于動物的蛋白質（如乳品和動物蛋白）其消化率可能高達90%，高于植物蛋白的70%～90%。來源于乳品的蛋白質（如乳清蛋白、酪蛋白）的消化率略高于肉類蛋白質[8]，使用同位素技術，Evenepoel等[9]比較生的和蒸煮的雞蛋蛋白的消化率，發現進入大腸的蛋白質的量和發酵代謝產物取決于蛋白質的消化率。酪蛋白經過較強熱處理（加熱到180℃、1 h）后顯著地降低了蛋白質的消化率，但增加了蛋白質發酵的程度[10]。然而，在大腸切除患者當中，不同來源的蛋白質的消化率又呈現出相似性，在小腸排泄物中氮的排出量與膳食中氮的攝入呈很好的線性關系，這個研究結果表明，正常情況下的飲食中蛋白質的量而不是其來源決定了其進入大腸的量。

2 蛋白質發酵產物

大腸中將蛋白質降解成寡肽類和氨基酸類的水解過程是在細菌分泌的蛋白酶和肽酶的共同作 用下發生的，這些酶在中性和堿性條件下活性最大。在大腸的初始區域，pH值偏酸性，這是因為碳水化合物發酵產生短鏈脂肪酸（short chain fatty acids，SCFA）的緣故，隨著向大腸后端的遷移，碳水化合物的發酵終結，pH值上升，蛋白質的發酵則變為活躍。

盡管SCFA是碳水化合物發酵的主要終端產物，其也可以通 過蛋白質的還原脫氨基作用而生成[11]，SCFA能快速被吸收并且對人體產生有利的影響。作為SCFA主要成分之一，丁酸是腸道細胞最重要的能量來源，在細胞繁殖和分化中起到重要的作用[12]，其功能還包括抑制腸道癌細胞和腸道炎癥的發生，降低氧化壓力，加強結腸的防御屏障[13]。

與SCFA相比，支鏈脂肪酸（branched chain fatty acid，BCFA）僅僅是由支鏈氨基酸所發酵產生的，例如，異丁酸、異戊酸和2-甲基丁酸乙酯，分別由纈氨酸、亮氨酸、異亮氨酸發酵產生[14]。

NH3是在細菌作用下將氨基酸脫氨基得到的，一小部分是由細菌脲酶催化尿素水解得到[11]，在腸道中大約每天可產生3.5～4.0 g的NH3[15]，導致腸道中NH3的濃度可達到60 mmol/kg腸內物[16]，NH3還可被細胞利用從而進入代謝循環用于蛋白質的合成，另外，它可被大腸吸收轉變為尿素并以尿的形式排出。

芳香族氨基酸在大腸被微生物發酵后可產生酚類和吲哚類化合物（圖1），酪氨酸的降解產物包括對羥苯基丙酮酸雙氧化酶、4-羥苯基乙酸鹽、4-羥基苯丙酸和羥基苯乙酸，還有苯酚、甲酚、乙基苯酚。苯丙氨酸經細菌代謝物也會產生相類似的衍生物如酮酸、苯乳酸、乙酸苯酯等。色氨酸降解產生吲哚、3-甲基吲哚、吲哚醋酸鹽和吲哚丙酸鹽，酚類化合物大部分在腸道中被吸收，在腸道黏膜和肝臟中通過葡糖甘酸和硫酸鹽的共軛作用被脫毒，最后以尿液形式排出，大約90%尿液中酚類化合物以甲酚形式排出體外[17]。

圖1 芳香族氨基酸酪氨酸（A）、苯丙氨酸（B）和色氨酸（C）的降解路徑Fig.1 Degradation pathways of the aromatic amino acids tyrosine (A), phenylalanine (B) and tryptophan (C)

由于人體內的酶不產生BCFA、酚類和吲哚，此類化合物在大腸中的生成可以說是完全由腸道微生物發酵所產生的，因此此類化合物的產生可以用來作為評估大腸中蛋白質發酵程度的一個標記[18]。

H2S是一個對人體毒性很強的化合物，其是由硫酸黏蛋白和含硫氨基酸如蛋氨酸、胱氨酸、牛磺酸等化合物通過硫酸鹽還原細菌的發酵所產生，其在大腸中的濃度可達1.0～2.4 mmol/L。含硫氨基酸的量隨著蛋白食物的攝入而上下波動，結果表明糞便中硫化物的含量與攝入了蛋白質含量呈顯著性關系（P＜0.001）[19]。

氨基酸的脫羧基作用也可產生胺類，胺類和多胺類的產生多來源于內源性的分泌、膳食中未被吸收的多胺類以及脫落的細胞中[11]，存在于腸道黏膜的一元胺二胺氧化鎂酶可將腸道微生物所產生的胺類進行脫毒。另外，在酸性或中性pH值的環境中，由于細菌酶的催化作用，胺類通過二級胺和亞硝酸鹽的縮合來合成亞硝胺類化合物[20]。

3 蛋白質發酵的潛在毒性

3.1 體外實驗模型

蛋白質的發酵對大腸的影響體外模型大多采用腸道細胞，讓這些組織/細胞暴露于一些有害的代謝產物的環境中，然后研究細胞代謝狀況。

3.1.1 氨類

由于細菌降解以及內源性氮的循環，結腸上層細胞長期置于含NH3的環境中[14]，Topping等[21]發現NH3的存在可刺激嘧啶的合成及其與大腸上皮細胞RNA的交互作用，分離小鼠末端大腸在NH3（75 mmol/L）中培養可刺激上皮細胞增殖[22]。

核苷標記也用來研究氨對來自結腸組織的影響，所用材料為10 mmol/L的丁酸銨和等物質量的丁酸鈉，結果標記因子無變化，這可能是由于氮的毒性效果被丁酸的正效應所中和的緣故。

3.1.2 甲酚和苯酚

從人體組織中分離的大腸上皮細胞浸于1.25mmol/L的苯酚發現其生存能力降低，從生理學相關濃度來看，降低HT-29細胞的生存能力要求的苯酚的濃度為20 mmol/L[23]。Caco-2細胞的在氨（10～100 mmol/L）、苯酚（1～10 mmol/L）和一級、二級膽汁酸（50～250 μmol/L）進行培養的上皮細胞的抗性降低。苯酚在SK-CO15細胞中對細胞透性有影響，這種影響強度與劑量有關并隨著浸泡時間的延長而加強。Cerini等[24]證實上皮細胞浸泡在甲酚（10～50 μg/mL）中其通透性也會發生顯著性的降低。黏膜層的變薄或通透性的增加可顯著增加一系列化合物對腸道黏膜的通透性，這些化合物也包括毒性的化合物。

3.1.3 H2S

H2S對腸道細胞的潛在危害性研究比較廣泛。Attene-Ramos等[25]在一系列體外實驗研究結果表明H2S對細胞的影響途徑與在結腸相似，硫化物在濃度為250 μmol/L時能使結腸癌細胞（HT-29細胞）基因組DNA結構受到損傷。硫化物處理后，一系列的氧化性增強了，與丁基羥基茴香醚一種游離基清除劑共同培養可降低由H2S誘發的DNA損傷的程度，表明了這種損傷是由于自由基調控的。在人體上皮細胞中，有關細胞周期進程、炎癥和DNA修復這些基因的表達由硫化物調控。在大多數大腸癌患者中，COX-2基因的表達顯著性上調[26]。

除了誘發DNA損傷外，硫化物還會阻礙大腸內丁酸的氧化作用，把小鼠的大腸暴露于硫化物（0～2.5mmol/L）中會使丁酸氧化受阻。丁酸氧化受阻最終導致能量的缺乏，從而導致鈉的吸收降低、黏蛋白的分泌減少以及結腸的生命期縮短。H2S也能抑制細胞呼吸，至少在一定程度上起到抑制細胞色素c氧化酶的作用，這種酶是合成三磷酸腺苷的關鍵酶之一，在大腸上皮細胞的勻漿中，加入濃度0.5～5μmol/L的NaHS可有效地抑制細胞色素c氧化酶的活性。

3.2 動物實驗

3.2.1 蛋白質發酵產物的影響

以鹽溶液處理作對照，往小鼠大腸灌入35 mmol/L醋酸銨/氯化物發現其顯著地誘發組織黏膜的損傷以及黏 液的減少，在小鼠模型中使用化學試劑（甲基嗎啉、亞硝基胍）可誘發大腸癌的發生，52周之后，灌入直腸的醋酸銨溶液會導致腸道惡性腫瘤的增加[27]。

有關實驗也證實了硫化物 在UC的發病機理中起到損傷劑的作用。在動物實驗模型中，其可能誘發相類似的病理狀態，與使用2種難消化的硫酸鹽，即葡聚糖硫酸酯、含有卡拉膠的硫酸鹽的結果相類似[11]。在小鼠胃中置于NaHS（10～30 mmol/L）環境下，經4 d（急性）或90 d（慢性）處理，丁酸氧化都表現出明顯的降低。

3.2.2 蛋白質攝入的影響

Corpet等[10]研究了在腸道中蛋白質的發酵產物與大腸癌之間的關系。酪蛋白、大豆蛋白、雞蛋蛋白經過熱處理降低其消化率然后加入到小鼠的飼料中，將酪蛋白加熱1h可增加蛋白質發酵的程度，這種增加效果可通過測定糞便中氨和尿中的酚類來衡量。然而，加熱2～4 h導致蛋白質發酵減速。相反，大豆蛋白和雞蛋白的熱處理可增加大腸蛋白質發酵情況。

使用不同來源和數量的蛋白質觀察對大腸癌發生的影響，經一系列小鼠動物實驗進一步證實了蛋白質發酵對大腸癌發生風險的關系，相對于正常攝入蛋白質量（15%酪蛋白）的標準，當攝入高蛋白質量（酪蛋白25%、大豆蛋白25%、白肉25%、紅肉35%）會顯著增強大腸基因的損傷，而這種情況在25%的乳清蛋白中并無體現出來，與白肉相比，紅肉誘發更多的基因損傷，這種區別可能是因為紅肉中含有更多的亞鐵血紅素的緣故，亞鐵血紅素能刺激人體腸道基因毒性物質內源性亞硝基化合物的合成[28]。

與15%酪蛋白食譜相比，在配料中攝入高酪蛋白（25%）能顯著提高糞便中甲酚的含量，另外，甲酚的含量與基因損傷有顯著性關系。同時，在攝入高紅肉和白肉的配料后，盲腸和糞便中的甲酚的含量也顯著增加。盡管沒有明確的數據范圍來顯示基因損傷的程度，但這些研究數據表明蛋白質的發酵與基因的損傷有密切的關系。

在小鼠配料中，如果用土豆蛋白代替酪蛋白，將會明顯的增加尿液中甲酚的含量，這是因為土豆蛋白的消化率低于酪蛋白，同時腸道中的支鏈脂肪酸也顯著提高。這些指標均與增加腸道的腫瘤發生相關聯[2]。攝入土豆蛋白主要體現在提升小腸腫瘤細胞的風險，因此，盡管結果顯示有害發酵產物是發生在大腸內，它們也可能會系統性地影響到小腸細胞。

另外，高蛋白攝入所增加的DNA損傷與結腸黏膜屏障變薄密切相關，這種情況對于攝入動物蛋白更為顯著。在另一小鼠實驗研究中，攝入20%大豆蛋白和20%酪蛋白，上皮細胞的損傷和增殖以及糞液細胞毒性均有所提高[29]。然而，Vis等[30]在小鼠實驗中發現攝入25%的大豆蛋白比攝入25%的酪蛋白具有一定的保護作用，而不是刺激大腸癌危險因素的上升。

最近的小鼠動物實驗表明，喂食高達53%的蛋白質含量的飲食配方與喂食14%的正常蛋白質的飲食配方相比，前者明顯降低了大腸刷狀緣細胞膜（P = 0.0001）的高度，而這種改變又恰好與腸道中高蛋白酶的活性（P = 0.01）相一致，并且小鼠大腸腔內（P = 0.0008）NH3的含量也顯著增加[31]。

3.3 人體實驗模型

3.3.1 流行病學研究

流行病學研究發現攝入肉類特別是紅肉對增加腺瘤和大腸癌的風險有顯著性作用。只有少數幾個研究報道蛋白質的消耗和大腸癌風險并無顯著的關系。除了蛋白質影響外，其他膳食因素以及生活方式等均會影響最終結果，例如紅肉中會含有飽和脂肪酸、血紅素鐵、雜環胺（肉類燒烤中產生），所有這些因素均會增加大腸癌的風險。由于將這些因素從理論上絕對分開是不現實的，因此也不可能很準確的分析每一成分對增加大腸癌風險的貢獻程度。世界癌癥研究基金/美國癌癥研究中心報道紅肉和加工肉制品類的攝入與大腸癌呈正相關，然而對肉食各成分針對性的研究還不充分。

蛋白質發酵與大腸癌炎癥疾病的關系還沒有進行深入的研究。然而有些實驗研究了飲食與疾病的關系，例如其中一項研究針對67 000名女性在攝入高蛋白質的條件下，尤其是動物蛋白，可顯著增加節段性回腸炎（crohn’s disease，CD）和UC的風險。在最近一篇綜述中分析了19個研究結果，其共采用了2 609個大腸癌炎癥疾病患者和超過4 000個對照人群，發現在膳食中高攝入肉食蛋白能夠顯著增加CD和UC發生的風險[32]。

另外，在一個前瞻性群組研究中，高肉膳食（尤其是紅肉和加工肉類）以及飲酒都會增加UC患者病癥的復發，這是因為紅肉含有高含量的含硫氨基酸，而加工的肉類和酒精飲料含有大量的硫酸鹽或亞硫酸鹽。高硫飲食在體內會生成H2S以導致大腸黏膜的損傷，與對照組相比，未處理的UC病人糞便中含有更高濃度的H2S（0.55 mmol/L對0.25 mmol/L，P=0.027）[33]。

3.3.2 交叉研究

交叉研究中經常采用Comet分析來揭示糞液中的基因毒性以此作為生物標記來研究飲食和大腸癌的關系。使用這個技術，發現健康人體攝入高脂、高蛋白和低膳食纖維的食物中幾乎可使糞液中基因毒性增加一倍[34]。含乳品豐富的飲食結構與蛋白質少量降低的飲食對比，后者糞液細胞毒性也有了顯著的增加，然而基因毒性卻相似，這可能是由于攝入鈣的顯著性減少而使細胞毒性增加的緣故[35]。

采用12個健康男性通過60 g/d的紅肉飲食（包含65 g蛋白質）、420 g/d的紅肉飲食（含有143～150 g蛋白質）、素食飲食（含有143～150g蛋白質）3組實驗比較糞液中基因毒性，結果發現并無明顯不同。盡管如此，與60g/d紅肉飲食組相比，經過142g/d紅肉飲食和素食飲食的蛋白質發酵程度更高[36]。

Benassi-Evans等[37]通過一個減肥的飲食配方來研究高蛋白質和紅肉（35%的蛋白質）、高碳水化合物（17%的蛋白質）的糞液基因毒性，將發酵代謝產物作為生物標記來描述腸道健康，12周之后在減肥食譜中發現總DNA損傷程度顯著降低，這表明控制攝入熱量可降低糞液中的基因毒性。盡管排泄物中的苯酚或甲酚的分泌沒有改變，但通過減少能量攝入來控制排泄物中基因毒性的影響還需做進一步的研究。

4 影響蛋白質發酵的機制

減少蛋白質發酵對人體產生潛在的有害化合物最簡單的方法就是減少飲食中蛋白質的攝入[1,18]。另一措施包括加入益生元、益生菌或合生元。在食譜中加入益生元、益生菌或合生元，糖分解發酵的增強的同時也會伴隨著蛋白水解發酵作用的減小（表1）。

將抗性淀粉（resistant starch，RS）加入到小鼠配料中顯著地降低了尿液中甲酚的含量以及尿中氮的排泄，同時通過低聚果糖或木聚糖也減少了尿中氮的排泄并且增加了糞便中的氮排泄。食用高RS含量的食物時，糞便中的氨和糞便中的甲酚、苯酚和總酚類含量顯著性地降低。在健康人群中，攝入消耗RS3型比攝入RS2型更能顯著降低糞便中氨的含量。消耗乳果糖或乳糖醇4周將會導致糞便中甲酚、對甲酚、吲哚和糞臭素的濃度的顯著減少，而其他糖醇的攝入并不影響糞便中氨和對甲酚的含量。

在飲食中加入菊粉、低聚果糖-菊粉、阿拉伯糖基木聚糖、低聚糖和乳果糖會減少蛋白質發酵情況。為了研究結腸氨代謝，使用15N標記氨并且追蹤尿液和糞便中15N的排泄量。加入的益生元、益生菌或合生元能刺激細菌同化氨的作用，一大部分細菌固定的NH3上的[15N]從糞便排出，一小部分標記出現在尿液中[40]。在健康人群中發現，乳桿菌和雙歧桿菌能顯著降低尿中甲酚含量并且能有利于氨代謝，另外攝入乳酸桿菌4周后能減少尿中對甲酚的含量[47]。

通過使用代謝組學的方法，對糞便采樣，攝入合生元前、后（0.5 g低聚糖、109CFU雙歧桿菌和109CFU嗜酸乳桿菌）30 d，1H-NMR和多元統計分析表明對人體有益的腸道代謝，由蛋白質發酵過程向碳水化合物發酵過程轉變。相似的研究也證實了這一點，即攝入1個月的合生元（0.5 g低聚果糖、109CFU B. longum和109CFU瑞士乳桿菌）也獲得類似的結果。代謝物與合生元呈正相關，主要是短鏈脂肪酸的含量增加，而1-辛醇、噻吩和壬烷的濃度在攝入之后明顯降低。

供給合生元同時加入低聚果糖-菊粉（2×10 g/d）和干酪乳桿菌（2×6.5×109/d）之后蛋白水解發酵轉變為糖發酵這一情況也被證實。另外通過來苯基丙氨酸降解產物乙烷、三硫化物、乙苯的減少進一步證實了蛋白質發酵程度的降低。加入益生元、益生菌或合生元之后的蛋白質發酵降低，大量的動物實驗研究還發現加入益生元、益生菌或合生元能降低腫瘤和癌前期病變的發生率[53]。

加入益生元、益生菌或合生元對糞液毒性 還有正影響。攝入酸奶和混有乳酸桿菌145、雙歧桿菌913的酸奶后，收集這兩種樣本的糞液毒性進行比較，發現在含有益生菌的酸奶中基因毒性顯著地降低。在息肉切除術病人和大腸癌的病人作空白對照的隨機實驗中，攝入合生元（鼠李糖乳桿菌GG、雙歧桿菌Bb12和低聚果糖-菊粉）12周之后結果顯示，在息肉切除術病人中其DNA損傷有輕微的降低，在息肉切除術病人中，這些物質的攝入也顯著地降低了結腸癌細胞的擴散并提高對上皮細胞的屏障作用[51]。

表1 加入益生元、益生菌、合生元對蛋白質發酵標記的影響Table 1 Effect of addition of pre-, pro- or syn-biotics on protein fermentation

5 結 語

腸道內蛋白質發酵代謝產物如NH3和H2S等存在一定的潛毒性，加之尿液中的對甲酚和苯酚的濃度高低也是衡量蛋白質發酵程度的尺度，從目前研究結果來看，這些指標可作為評價大腸健康的部分生物標記物。大量攝入高蛋白與DNA損傷有密切關系，因為腸道蛋白質發酵的程度主要依靠蛋白質的攝入量，也因此可推斷蛋白質發酵與增加大腸癌風險有密切關系。加入益生元、益生菌可減少蛋白質發酵程度和糞液的基因毒性，進一步說明了在蛋白質發酵和DNA損傷之間存在關系，但仍需從機理上進一步探索。

參考文獻：

[1] SILVESTER K R, CUMMINGS J H. Does digestibility of meat protein help explain large-bowel cancer risk[J]. Nutr Cancer, 1995, 24: 279-288.

[2] LE LEU R K, YOUNG G P. Fermentation of starch and protein in the colon: implications for genomic instability[J]. Cancer Biol Ther, 2007, 6: 259-260.

[3] CUMMINGS J H, HILL M J, PEARSON J R, et al. Changes in fecal composition and colonic function due to cereal fiber[J]. Am J Clin Nutr, 1976, 29: 1468-1473.

[4] HILL M J, CROWTHER J S, DRASAR B S, et al. Bacteria and aetiology of cancer of large bowel[J]. Lancet, 1971, 1: 95.

[5] CUMMINGS J. The large intestine in nutrition and disease[M]. Belgigue: Institut Danone, B-1150 Bruxelles, 1997: 43-108.

[6] CHAO A, THUN M J, CONNELL C J, et al. Meat consumption and risk of colorectal cancer[J]. JAMA, 2005, 293: 172-182.

[7] WU G. Amino acids: metabolism, functions, and nutrition[J]. Amino Acids, 2009, 37: 1-17.

[8] GILBERT J A, BENDSEN N T, TREMBLAY A, et al. Effect of proteins from different sources on body composition[J]. Nutr Metab Cardiovasc Dis, 2011, 21: B16-B31.

[9] EVENEPOEL P, CLAUS D, GEYPENS B, et al. Amount and fate of egg protein escaping assimilation in the small intestine of humans[J]. Am J Physiol, 1999, 277: G935-G943.

[10] CORPET D E, YIN Y, REMESY C, et al. Colonic protein fermentation and promotion of colon carcinogenesis by thermolyzed casein[J]. Nutr Cancer, 1995, 23: 271-281.

[11] BLACHIER F, MARIOTTI F, HUNEAU J F, et al. Effects of amino acid-derived luminal metabolites on the colonic epithelium and physiopathological consequences[J]. Amino Acids, 2007, 33: 547-562.

[12] LUPTON J R. Microbial degradation products infl uence colon cancer risk: the butyrate controversy[J]. J Nutr, 2004, 134: 479-482.

[13] HAMER H M, JONKERS D, VENEMA K, et al. Review article: the role of butyrate on colonic function[J]. Aliment Pharmacol Ther, 2008, 27: 104-119.

[14] SMITH E A, MACFARLANE G T. Dissimilatory amino acid metabolism in human colonic bacteria[J]. Anaerobe, 1997, 3: 327-337.

[15] VISEK W J. Diet and cell-growth modulation by ammonia[J]. Am J Clin Nutr, 1978, 31 (Suppl 10): 216-220.

[16] MACFARLANE G T, CUMMINGS J H, ALLISON C. Protein degradation by human intestinal bacteria[J]. J Gen Microbiol, 1986, 132: 1647-1656.

[17] HUGHES R, MAGEE E A, BINGHAM S. Protein degradation in the large intestine: relevance to colorectal cancer[J]. Curr Issues Intest Microbiol, 2000, 1: 51-58.

[18] GEYPENS B, CLAUS D, EVENEPOEL P, et al. Infl uence of dietary protein supplements on the formation of bacterial metabolites in the colon[J]. Gut, 1997, 41: 70-76.

[19] MAGEE E A, RICHARDSON C J, HUGHES R, et al. Contribution of dietary protein to sulfide production in the large intestine: an in vitro and a controlled feeding study in humans[J]. Am J Clin Nutr, 2000, 72: 1488-1494.

[20] TRICKER A R. N-nitroso compounds and man: sources of exposure, endogenous formation and occurrence in body fl uids[J]. Eur J Cancer Prev, 1997, 6: 226-268.

[21] TOPPING D C, VISEK W J. Synthesis of macromolecules by intestinal cells incubated with ammonia[J]. Am J Physiol, 1977, 233(4): 341-347.

[22] ICHIKAWA H, SAKATA T. Stimulation of epithelial cell proliferation of isolated distal colon of rats by continuous colonic infusion of ammonia or short-chain fatty acids is nonadditive[J]. J Nutr, 1998, 128: 843-847.

[23] PEDERSEN G, BRYNSKOV J, SAERMARK T. Phenol toxicity and conjugation in human colonic epithelial cells[J]. Scand J Gastroenterol, 2002, 37: 74-79.

[24] CERINI C, DOU L, ANFOSSO F, et al. p-Cresol, a uremic retention solute, alters the endothelial barrier function in vitro[J]. Thromb Haemost, 2004, 92: 140-150.

[25] ATTENE-RAMOS M S, WAGNER E D, PLEWA M J, et al. Evidence that hydrogen sulfide is a genotoxic agent[J]. Mol Cancer Res, 2006, 4: 9-14.

[26] ATTENE-RAMOS M S, NAVA G M, MUELLNER M G, et al. DNA damage and toxicogenomic analyses of hydrogen sulfide in human intestinal epithelial FHs 74 Int cells[J]. Environ Mol Mutagen, 2010, 51: 304-314.

[27] CLINTON S K, BOSTWICK D G, OLSON L M, et al. Effects of ammonium acetate and sodium cholate on N-methyl-NO-nitro-N-nitrosoguanidine-induced colon carcinogenesis of rats[J]. Cancer Res, 1988, 48: 3035-3039.

[28] KUHNLE G G, STORY G W, REDA T, et al. Dietinduced endogenous formation of nitroso compounds in the GI tract[J]. Free Radic Biol Med, 2007, 43: 1040-1047.

[29] GOVERS M J, LAPRE J A, de VRIES H T, et al. Dietary soybean protein compared with casein damages colonic epithelium and stimulates colonic epithelial proliferation in rats[J]. J Nutr, 1993, 123: 1709-1713.

[30] VIS E H, GEERSE G J, KLAASSENS E S, et al. Possible mechanisms behind the differential effects of soy protein and casein feedings on colon cancer biomarkers in the rat[J]. Nutr Cancer, 2005, 51: 37-44.

[31] ANDRIAMIHAJA M, DAVILA A M, EKLOU-LAWSON M, et al. Colon luminal content and epithelial cell morphology are markedly modified in rats fed with a highprotein diet[J]. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2010, 299: G1030-G1037.

[32] HOU J, ABRAHAM B, EL-SERAG H. Dietary intake and risk of developing inflammatory bowel disease: a systematic review of the literature[J]. Am J Gastroenterol, 2011, 106: 563-573.

[33] PITCHER M C, BEATTY E R, CUMMINGS J H. The contribution of sulphate reducing bacteria and 5-aminosalicylic acid to faecal sulphide in patients with ulcerative colitis[J]. Gut, 2000, 46: 64-72.

[34] RIEGER M A, PARLESAK A, POOL-ZOBEL B L, et al. A diet high in fat and meat but low in dietary fibre increases the genotoxic potential of ‘faecal water’[J]. Carci-nogenesis, 1999, 20: 2311-2316.

[35] GLINGHAMMAR B, VENTURI M, ROWLAND I R, et al. Shift from a dairy product-rich to a dairy product-free diet: influence on cytotoxicity and genotoxicity of fecal water –potential risk factors for colon cancer[J]. Am J Clin Nutr, 1997, 66: 1277-1282.

[36] CROSS A J, GREETHAM H L, POLLOCK J R A, et al. Variability in fecal water genotoxicity, determined using the Comet assay, is independent of endogenous N-nitroso compound formation attributed to red meat consumption[J]. Environ Mol Mutagenesis, 2006, 47: 179-184.

[37] BENASSI-EVANS B, CLIFTON P, NOAKES M, et al, High-protein/ high red meat and high-carbohydrate weightloss diets do not differ in their effect on faecal water genotoxicity tested by use of the WIL2-NS cell line andwith other biomarkers of bowel health[J]. Mutat Res, 2010, 703: 130-136.

[38] YOUNES H, GARLEB K, BEHR S, et al. Fermentable fibers or oligosaccharides reduce urinary nitrogen excretion by increasing urea disposal in the rat cecum[J]. J Nutr, 1995, 125: 1010-1016.

[39] HEIJN EN M L, BEYNEN A C. Consumption of retrograded (RS3) but not uncooked (RS2) resistant starch shifts nitrogen excr etion from urine to feces in cannulated piglets[J]. J Nutr, 1997, 127: 1828-1832.

[40] CLOETENS L, BROEKAERT W F, DELAEDT Y, et al. Tolerance of arabinoxylan-oligosaccharides and their prebiotic activity in healthy subjects: a randomised, placebo-controlled cross-over study[J]. Br J Nutr, 2010, 103: 703-713.

[41] BIRKETT A, MUIR J, PHILLIPS J, et al. Resistant starch lowers fecal concentrations of ammonia and phenols in humans[J]. Am J Clin. Nutr, 1996, 63: 766-772.

[42] BALLONGUE J, SCHUMANN C, QUIGNON P. Effects of lactulose and lactitol on colonic microflora and enzymatic activity[J]. Scand J Gastroenterol, 1997, 222: 41-44.

[43] GOSTNER A, BLAUT M, SCHAFFER V, et al. Effect of isomalt consumption on faecal microflora and colonic metabolism in healthy volunteers[J]. Br J Nutr, 2006, 95: 40-50.

[44] DE PRETER V, VANHOUTTE T, HUYS G, et al. Effect of lactulose and Saccharomyces boulardii administration on the colonic ureanitrogen metabolism and the bifidobacteria concentration in healthy human subjects[J]. Aliment Pharmacol Ther, 2006, 23: 963-974.

[45] GEBOES K P, de HERTOGH G, DE PRETER V, et al. The influence of inulin on the absorption of nitrogen and the production of metabolites of protein fermentation in the colon[J]. Br J Nutr, 2006, 96: 1078-1086.

[46] de PRETER V, VANHOUTTE T, HUYS G, et al. Effects of Lactobacillus casei Shirota, Bifi dobacterium breve, and oligofructoseenriched inulin on colonic nitrogen-protein metabolism in healthy humans[J]. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2007, 292: G358-G368.

[47] LING W H, KORPELA R, MYKKANEN H, et al. Lactobacillus strain GG supplementation decreases colonic hydrolytic and reductive enzyme activities in healthy female adults[J]. J Nutr, 1994, 124: 18-23.

[48] HOSODA M, HASHIMOTO H, HE F, et al. Effect of administration of milk fermented with Lactobacillus acidophilus LA-2 on fecal mutagenicity and microflora in the human intestine[J]. J Dairy Sci, 1996, 79: 745-749.

[49] MATSUMOTO M, OHISHI H, BENNO Y. Impact of LKM512 yogurt on improvement of intestinal environment of the elderly[J]. FEMS Immunol Med Microbiol, 2001, 31: 181-186.

[50] OBERREUTHER-MOSCHNER D L, JAHREIS G, RECHKEMMER G, et al. Dietary intervention with the probiotics Lactobacillus acidophilus 145 and Bifidobacterium longum913 modulates the potential of human faecal water to induce damage in HT29 clone 19A cells[J]. Br J Nutr, 2004,91: 925-932.

[51] RAFTER J, BENNETT M, CADERNI G, et al. Dietary synbiotics reduce cancer risk factors in polypectomized and colon cancer patients[J]. Am J Clin Nutr, 2007, 85: 488-496.

[52] WORTHLEY D L, le LEU R K, WHITEHALL V L, et al. A human, double-blind, placebo-controlled, crossover trial of prebiotic, probiotic, and synbiotic supplementation:effects on luminal, inflammatory, epigenetic, and epithelial biomarkers of colorectal cancer[J]. Am J Clin Nutr, 2009, 90: 578-586.

[53] de PRETER V, GHEBRETINSAE A H, ABRAHANTES J C, et al. Impact of the synbiotic combination of Lactobacillus casei shirota and oligofructose-enriched inulin on the fecal volatile metabolite profile in healthy subjects[J]. Mol Nutr Food Res, 2011, 55: 714-722.

Relationship between Gut Microbial Fermentation of Proteins and Gut Health

ZHOU Zhong-kai, YANG Yan, ZHENG Pai-yun, ZHANG Yan, CHEN Xiao-shan
(College of Food Engineering and Biotechnology, Tianjin University of Science and Technology, Tianjin 300457, China)

Protein fermentation mainly occurs in the distal colon, resulting in the production of potentially toxic metabolites such as ammonia, amines, phenols and sulfides. In addition, some important bowel diseases such as colorectal cancer (CRC) and ulcerative colitis (UC) appear most often in the distal colon, which are related to the high protein fermentation at these areas. Epidemiological studies revealed that diets rich in meat are associated with the prevalence of CRC, because the intake of meat not only increases thve fermentation of proteins, but also enhances the intake of fat, hormone and heterocyclic amines, which may also play an important role in the development of CRC. However, the relationship between gut health and protein fermentation has not been thoroughly investigated. In this review, the existing evidence regarding the potential toxicity of protein fermentation from in vitro animal and human studies is summarized.

colorectal cancer (CRC); genetic toxicity; prebiotics; probiotics; protein fermentation

TS201.2

A

1002-6630(2014)01-0303-07

10.7506/spkx1002-6630-201401060

2013-01-16

周中凱（1964—），男，教授，博士，研究方向為谷物科學與營養。E-mail：Zhongkai_zhou@hotmail.com