肝細胞肝癌免疫微環境的研究進展

姚蓉蓉 王艷紅

(復旦大學附屬中山醫院肝腫瘤內科，上海 200032)

原發性肝癌是最常見的惡性腫瘤之一，居全球癌癥患者病死率的第三位，僅次于肺癌和胃癌，每年新增病例超過750 000 例[1]。肝細胞肝癌(hepatocellular carcinoma, HCC)是最常見的原發性肝癌。HCC患者的主要死因是癌細胞的擴散與轉移。近年來，腫瘤細胞所處的微環境對腫瘤發生發展的影響受到關注[2]。HCC發病的危險因素很多，包括肝炎病毒感染、非酒精性脂肪性肝炎、糖尿病、血色素沉著病，氯乙烯、黃曲霉毒素等的誤食，過量飲酒或咖啡以及過量吸煙等。這些危險因素可導致DNA突變、染色體重組和表觀遺傳學改變等，且可使腫瘤微環境發生改變，進而形成類型各異、預后不同的肝癌[3]。目前，外科手術仍是提高HCC患者生存率的主要手段，但術后復發率和轉移率高[4]。近年來，涌現出不少通過改變腫瘤微環境治療HCC的相關研究，如有研究[5]指出，地塞米松通過調控11β-羥化類固醇脫氫酶(11β-hydroxysteroid dehydrogenase，11β-HSD)的表達能對HCC起治療作用。因此，進一步研究HCC的微環境，并據此預測HCC細胞的表型特點，可為HCC的分子靶向治療提供理論支持，這對于研發新的抗癌策略以及新的分子靶向藥物至關重要。

1 腫瘤微環境的組成及其重要性

HCC微環境是個極其復雜的綜合系統，包含多種細胞(如腫瘤實質細胞、腫瘤相關的成纖維母細胞、肝星形細胞、肝竇內皮細胞和炎性反應細胞等)、細胞外基質、細胞因子以及其他化學分子，它們通過協同作用促進腫瘤細胞的增殖、侵襲和轉移[6]。

上皮-間充質轉變(epithelial-to-mesenchymal transition ，EMT)是腫瘤發病的機制之一。腫瘤細胞在生長因子作用下或與腫瘤基質相互作用過程中可發生EMT，在此過程中腫瘤細胞E-鈣黏蛋白(E-cadherin/CDH1)丟失，獲得間充質細胞的標記分子如波形蛋白(vimentin ，VIM)等，增強腫瘤細胞的遷移性及侵襲性；EMT也可以通過促進具有干細胞特性的癌細胞的產生，進而啟動轉移和侵襲機制；EMT還可能與腫瘤的化療抵抗以及復發相關。研究[7]表明，腫瘤基質細胞分泌的轉化生長因子-β(TGF-β)、血小板衍生因子(PDGF)的上調可以誘導EMT的發生及肝細胞的惡性轉變，參與腫瘤形成。

此外，基質細胞中Twist、Snail、VE-鈣粘素、波形蛋白的上調以及E-鈣黏素、肝細胞核轉錄因子的下調，均與HCC的不良預后相關[8]。Kim 等[7]的研究顯示，CDH1、DNA結合因子2(inhibitor of DNA binding 2,ID2)、基質金屬蛋白酶-9(matrix metallo-proteinase, MMP-9)、及轉錄因子(transcription factor 3,TCF3)的表達與HCV感染后HCC患者的預后相關，可作為HCC的分子標志物。

2 腫瘤微環境中的免疫細胞與非免疫細胞

肝臟本身就是一種獨特的免疫微環境，肝臟中骨髓抑制細胞(MDSC)、樹突狀細胞(DC)、腫瘤相關巨噬細胞(TAMs)、自然殺傷細胞(NK)、細胞毒性淋巴細胞(CTL)、調節性T細胞(Treg)等免疫細胞，以及癌癥相關成纖維細胞(CAFs)、肝星狀細胞(HSCs)、肝內皮細胞等非免疫細胞和細胞產物相互作用，參與HCC的免疫耐受及應答，影響其發展與預后。傳統的HCC治療方案由于未對其免疫耐受環境產生影響，療效常不理想。因此，臨床醫師應充分了解HCC免疫微環境內各細胞表型以及淋巴細胞亞型，以制定出完善的免疫治療策略和新的分子靶向藥物，提高HCC的治療效果[9]。

2.1 免疫細胞

2.1.1 MDSC MDSC是一群具有免疫抑制功能的細胞統稱，通常認為它們是正常的單核/巨噬細胞、DC細胞、粒細胞等處于分化的未成熟階段，且可以分為單核和分葉核兩類。腫瘤模型小鼠中，單核類MDSC典型的標志性分子是CD11b和Ly-6C，而分葉核類MDSC的典型標志分子是CD11b和Ly-6G。在腫瘤患者中，MDSC同時表達CD11和CD33等分子，而不表達人白細胞抗原DR。腫瘤微環境誘導產生的MDSC聚集在淋巴器官、血液以及病變部位。針對不同的免疫細胞群，MDSC通過分泌抑制性因子、接觸抑制以及誘導產生其他抑制性細胞等多種方式發揮免疫抑制作用[10]。

在腫瘤患者以及腫瘤模型小鼠中，MDSC存在于血液、淋巴結、脾臟、骨髓及腫瘤組織中。MDSC可由腫瘤微環境中的細胞因子誘導產生，常見的細胞因子如白細胞介素-1β(IL-1β)、IL-6、IL-10、血管內皮生長因子(VEGF)、粒細胞-巨噬細胞集落刺激因子(GM-CSF)、前列腺素2(PGE2)等。近年研究[11]發現，IL-17在MDSC形成的免疫耐受中起重要作用，IL-17受體缺失抑制了MDSC的浸潤，促進了CD8+T細胞的浸潤；而巨噬細胞可以趨化MDSC細胞到腫瘤部位，促進其釋放IL-17；MDSC來源的IL-17又能趨化Treg細胞到腫瘤部位，并增強其免疫抑制功能；同時，巨噬細胞可促使MDSC釋放IL-9，IL-9又能進一步促使巨噬細胞存活，并增強對MDSC細胞的趨化作用。趨化因子CXCL5/ENA-78和CXCL12/SDF-1也可以募集MDSC進而導致免疫逃逸。此外，GM-CSF在MDSC細胞的產生過程中起重要的作用，GM-CSF的抗體能逆轉MDSC依賴的抑制作用[9]。

MDSC誘發免疫耐受的主要機制是MDSC對NK細胞和T細胞的抑制。(1)MDSC對NK細胞的抑制：有研究[12]提示，MDSC可以通過接觸性抑制的方式抑制IL-2活化的NK細胞釋放細胞毒素。但也有研究[13]表明，在特定環境中，MDSC可激活NK細胞，例如，在急性肝炎中MDSC可以激活NK細胞，促進其增殖。在接種人淋巴細胞腫瘤的小鼠體內，MDSC表達的細胞表面受體RAE-1可以通過與NK細胞的表面受體NKG2D相互作用而激活NK細胞，促進其釋放γ-干擾素(IFN-γ)，從而增強NK細胞的殺傷功能[14]；(2)MDSC對T細胞的抑制：MDSC通過產生精氨酸、一氧化氮、活性氧，消化T細胞受體、減少半胱氨酸、干擾T細胞轉運，誘導Treg細胞生成和T細胞耐受發揮對T細胞功能的抑制作用[9]。最近研究[15]發現，腫瘤細胞可產生大量環加氧酶-2(COX-2)，COX-2可催化產生PGE2，PGE2可刺激MDSC細胞釋放NADPH氧化酶(NOX2)以及精氨酸酶，營造免疫耐受微環境，促進腫瘤的發生發展；用COX-2抑制劑(非甾體抗炎藥物賽利西布)喂食腫瘤模型小鼠，可以減少小鼠腫瘤組織以及全身的MDSC，并且通過降低活性氧(ROS)以及NO的水平影響MDSC的功能，從而逆轉T細胞耐受；(3)MDSC與Treg細胞：MDSC細胞可以作為抗原提呈細胞，攝取、處理并向Treg細胞呈遞耐受原，進而激活Treg細胞，與其聯合抑制機體的免疫反應[16]。

總之，MDSC是一類不成熟的細胞，在一定條件下可轉變為固有免疫細胞。目前，以MDSC為靶點的治療策略正在研究中。(1)靶向抑制MDSC生成：一種方法是通過阻滯酪氨酸激酶受體(如SCF/c-kit)抑制MDSC、Treg細胞增殖，并減少與MDSC相關的炎性介質IL-10和TGF-β的生成，保護腫瘤特異性T細胞；或用酪氨酸激酶抑制劑舒尼替尼阻止荷瘤小鼠以及腎細胞癌患者體內MDSC的累積[9]；另一種方法是促使MDSC分化為成熟的表型。ATRA是維生素A的衍生物，可促使MDSC分化為成熟的DC細胞(呈遞抗原誘導效應性T細胞的免疫應答)和巨噬細胞；炎性反應介質如IL-6、IL-1也可以促進MDSC細胞的成熟，抗感染治療則可以通過阻止MDSC生成。研究[17-18]發現，IL-1受體阻滯劑或PGE2受體阻滯劑可以減少MDSC的產生和積累。(2)靶向抑制MDSC的積累：MDSC的募集受兩種化學反應軸的調節，CXCL5/ENA-78-CXCR2和CXCL12/SDF-1-CXCR4(由M2型巨噬細胞和腫瘤細胞產生)。負性調節這兩種反應軸可以消弱MDSC對效應性T細胞以及其它淋巴細胞的影響，還可以擴增M1型巨噬細胞的數量。針對微環境分子的免疫療法為抑制MDSC積累的有效方法。有研究[19]報告，激活Fas通路可使MDSC和Treg細胞短暫損耗，但值得注意的是，抑制細胞上Fas通路的沉默是其本身的機制還是依賴于IL-2/anti-CD40的治療尚需澄清。此外，一些抗腫瘤藥物，如曲貝替丁能抑制促腫瘤因子、巨噬細胞募集和腫瘤血管生成；多西他賽優先靶向M2型受體陽性的MDSC細胞，而對M1受體陽性的MDSC細胞無影響，抑制荷瘤小鼠中MDSC的積累；此外，多西他賽與其他免疫療法聯合治療也證實了此觀點。吉西他濱可以通過選擇性誘導凋亡清除MDSC細胞。(3)靶向抑制MDSC的功能：研究[20]報道，精氨酸、氮氧合酶2是誘導MDSC細胞產生免疫耐受的最主要物質，而硝基阿司匹林可以抑制精氨酸和氮氧合酶2的表達，從而抑制蛋白硝基化作用、組織抗原與TCR結合，扭轉荷瘤小鼠的免疫狀態，有望成為一種癌癥疫苗。COX-2或PGE2抑制劑、IL-1阻滯劑通過減少過氧硝酸鹽的活性氧產物，從而抑制MDSC的功能，逆轉免疫耐受微環境。西地那非為5型磷酸二酯酶抑制劑，其通過干擾精氨酸和一氧化氮合成酶2(nitric oxide synthase 2，NOS2)，影響MDSC的免疫耐受和募集效應性CD4和CD8陽性T細胞[9]。

2.1.2 TAMs HCC中存在各種各樣的免疫細胞，TAMs是腫瘤與腫瘤基質的交互作用中起主導性作用的免疫細胞，是浸潤于腫瘤組織的炎性細胞的代表。TAMs起源于單核細胞前體，由腫瘤衍生分子CCL2和M-CSF募集并分化為成熟的巨噬細胞。在不同微環境信號的影響下，巨噬細胞會產生抗腫瘤活性和促腫瘤活性，與其相對應的分別為經典活化的MI型巨噬細胞和替代活化的M2型巨噬細胞[21]。在微生物和干擾素的刺激下，巨噬細胞分化為M1表型，其具有較強的抗原呈遞能力，高表達1L-12和其他促炎介質，激活Th1免疫應答，并通過產生有毒的中介物(如NO、ROS)來消滅微生物和癌細胞[22-23]。而在IL-4、IL-13、IL-10、糖皮質激素、Toll樣受體(TLR)的配體作用下，巨噬細胞分化為M2型，其抗原呈遞能力低，能分泌不同的細胞因子和趨化因子，如IL-10、TGF-β、趨化因子(CCL17、CCL22、CCL24等)，進而激活Th2免疫應答，促進血管生成組織重塑和修復；此外，M2可通過改變代謝途徑促進腫瘤進展，如M2高表達的精氨酸酶可通過作用于精氨酸，使其生成鳥氨酸和多胺[23]，而鳥氨酸和多胺是腫瘤細胞生長、增殖不可缺少的原料[24]，或通過抑制殺傷性T細胞受體表達而直接抑制T細胞的免疫功能[25]。

研究[26]表明，巨噬細胞通過改變細胞表型來適應微環境，這與一些分子信號通路的改變相關，M1和M2細胞表型的改變沒有明確的差異，但腫瘤微環境中，TAMs的分子表達與M2的表達一致，表現為IL-10和精氨酸-1的高表達，促炎因子、NO和ROS的低表達，且其抗原呈遞能力差，因此認為，TAMs傾向于極化M2表型。研究[27-29]表明，TAMs細胞數量的增加與血管生成、腫瘤轉移以及不良預后相關。此外，嚙齒類動物以及人類的不同腫瘤中TAMs存在復雜交叉性表型表達，如在胃癌患者中存在IL-10和1L-12共同高表達[30]，提示與TAM表型相關的生物標志物在不同腫瘤和腫瘤不同區域存在表達差異。

2.1.3 DC DC是目前已知的功能最強的抗原遞呈細胞。位于腫瘤微環境中的DC，即腫瘤浸潤性樹突狀細胞(TIDC)，可將腫瘤抗原提呈給初始T細胞并誘發特異性抗腫瘤免疫[27]。肝臟受損時，DC可產生腫瘤壞死因子(TNF)，促進T細胞增殖、NK細胞活化，進而使肝臟發生炎性反應和纖維化改變[31]；但當肝組織接觸脂多糖(LPS)時，TLR-4產生的多種細胞因子可加速肝炎纖維化過程，而DC細胞則可以減少TLR4的表達[32]。有研究[33]發現，瘤內注射的巨噬細胞炎性蛋白(MIP-3α)可在小鼠肝癌病灶內趨化、募集外周的DC，使其攝取并提呈腫瘤抗原，有效誘導針對肝癌細胞的特異性免疫應答；而且MIP-3α在小鼠皮下肝癌模型的局部微環境中可能具有促進DC成熟的作用。

漿細胞樣樹突狀細胞(pDC)是數量極少的一類免疫細胞，在機體穩態條件下，該細胞主要分布于外周血及次級淋巴器官，在皮膚、黏膜、肺等外周組織中較少發現。研究[34]表明，pDC大量分布于各種實體腫瘤中，如頭頸部腫瘤、乳腺癌、卵巢癌、肺癌及皮膚癌；在腫瘤微環境中，pDC不能有效地激活T細胞殺傷腫瘤細胞，反而誘導各類免疫調節性細胞產生，促使腫瘤細胞發生免疫逃逸。

pDC雖然可以生成I型干擾素(IFN)誘導抗腫瘤免疫，但其更重要的作用是促進免疫耐受。pDC通過多種機制參與腫瘤的免疫逃逸。IL-10作用于pDC產生non-Th1 T極化環境以及Tregs細胞增殖均可導致T細胞低反應；而給予外源性IL-12或抗IL-10的抗體可以提高pDC刺激T細胞增殖的能力[35]。未成熟的pDC可以抑制CD4+T細胞的活化；而成熟的pDC在腫瘤微環境中可以誘導CD8+Treg的產生和聚集，分泌細胞因子IL-10，是腫瘤免疫逃逸的重要機制之一。COX-2和TGF-β可以阻礙pDC的成熟，因此，應用環氧合酶抑制劑和TGF-β拮抗劑能夠逆轉pDC功能，產生抗腫瘤免疫反應。此外，pDC也可以誘導CD4+CD25+Treg細胞產生，導致腫瘤免疫逃逸[9]。

2.1.4 其他免疫細胞 NK是一種非特異性免疫細胞，是抗腫瘤免疫系統的重要組成部分。NK細胞表達多種受體，如活化性受體(NKG2D、NKp44、NKp30、NKp46等)及抑制性受體(KIR2DL3 /CD158b、NKG2A/CD159a等)；NK細胞的殺傷作用是其表面活化性受體與抑制性受體的綜合作用來實現的。但是，腫瘤微環境中，NK細胞在殺傷腫瘤細胞的同時也和腫瘤細胞發生了相互免疫編輯，導致NK表面活化性受體表達下降，抑制性受體表達增強，致使NK細胞的抗腫瘤效應減弱[36]。因此，阻斷或抑制NK細胞的抑制性信號通路及增強活化性信號通路是提高NK細胞抗腫瘤效應的主要手段。研究[37]發現，將IL-12直接注射于肝癌模型小鼠瘤內，使得腫瘤微環境NK細胞活化性受體上調，同時使抑制性受體下調，而IL-12及IFN-γ的合成和分泌明顯增加，抑制腫瘤生長。

枯否細胞(kupffer cell，KC)是存在于HCC腫瘤微環境中的另一種比較重要的免疫細胞，又稱為清道夫細胞，屬于TAMs。KC表達CD68，屬CD11b+/F4/80+細胞亞系存在于肝臟，吞噬門靜脈循環中的塵細胞、凋亡細胞以及微生物，與抗原結合可釋放活性氧及促炎因子如TNF-α、IL-1和IL-6等。在同種異體移植中，KC通過調控免疫調節因子，如IL-10、TGF-β、吲哚胺雙氧酶(IDO)、NO和Fas，誘導受體對可溶性抗原的免疫耐受[38]。研究[39]表明，KC通過調節共刺激分子B7-H1(PD-L1)的表達減輕缺血再灌注肝臟模型的炎性反應；但在肝癌中，PD-L1/PD-1軸的激活是有害的 。

Th17屬CD4+T淋巴細胞，因其能產生IL-17而得名。Th17在某些特定腫瘤中含量增加[40]。Th17與腫瘤免疫機制的關系仍有爭議。HCC中Th17細胞數量增加被證實與腫瘤患者的不良預后以及術后復發相關，因此推斷，Th17和IL-17會促進腫瘤的進程[41]。

Treg是誘導免疫逃逸的重要細胞；CTL是抗腫瘤的免疫細胞。研究[42]發現，HCC組織中Treg細胞大量增加，且與患者的不良預后相關;Treg/CTL比例可代表局部免疫平衡狀態，Treg多且CTL少者預后較差，而Treg少且CTL多者則預后較佳。

2.2 非免疫細胞 CAFs是一些腫瘤間質中最主要的細胞，參與腫瘤細胞和間質的相互作用。研究[43]發現，HCC細胞的生長、侵襲和轉移是依賴CAF的，而HCC細胞也會反戈CAF的活化。CAF可以表達多種生長因子，如肝細胞生長因子(hepatocyte growth factor,HGF )、內皮生長因子( endotelial growth factor,EGF)、纖維化生長因子( fibroblast growth factor,FGF)、基質細胞衍生生長因子(stromal cell-derived growth factor-1α,SDF-1α)、IL-6等[44]。

HSCs會活化核因子-kB(NF-kB)以及細胞外調節蛋白激酶(ERK)信號通路，促進癌細胞增殖、減少中心壞死。Amann等[45]已經證實了HCC細胞促進HSC活化的機制。此外，HSC和HCC的共刺激分子，如VEGF-A、MMP-2，可以刺激HSC的增殖、遷移及促血管生成因子的表達。HBV-X蛋白、HCV非結構蛋白、MMP-9、PDGF、TGF-β1、JNK、胰島素樣生長因子蛋白5、組織蛋白酶B和組織蛋白酶D都是HSCs活化的潛在誘導物質[46]。癌旁HSCs活化是肝癌不良預后的獨立預測因素[47]。

肝竇內皮細胞是一種特殊的上皮細胞，是肝臟中除KCs及DCs以外的第三種抗原遞呈細胞。在HCC組織和正常肝組織中，內皮細胞存在分子表型和功能上的差異；腫瘤相關的內皮細胞活力增強能夠進入快速地循環、遷移；參與肝癌中竇壁毛細血管化的形成，并且高表達CD105和TGF-β1，促進腫瘤的發生[48]。HCC組織中的內皮細胞與正常肝組織中內皮細胞的不同之處還在于：前者高表達多種血管受體，如VEGFR、Tie-2、EGFR、PDGFR、CXCRs等。此外，HCC內皮皮細胞還高表達TGF-β1和CD105，其與化療藥物耐受相關[49]。

3 腫瘤微環境中涉及的非細胞組分：炎性介質與胞外基質

HCC是典型的炎性相關性惡性腫瘤，肝炎病毒是HCC形成的主要危險因素。肝炎病毒所致肝臟慢性炎性環境以持續性表達細胞因子和募集免疫細胞為特點，而肝細胞表面存在多種細胞因子受體，易受細胞因子的調控；其次，肝臟非實質細胞也可以合成多種細胞因子，由這些細胞因子形成的微環境會影響免疫細胞的活性；此外，肝竇內皮細胞也可以產生細胞因子并受其調控。因此，肝癌微環境中各種細胞分泌的炎性因子、趨化因子以及ECM非細胞成分可能都參與致癌過程[49]。

3.1 炎性因子

3.1.1 IL-6 IL-6是一種多效細胞因子，參與免疫調節、炎性反應、腫瘤形成等多個生物過程。研究[50]發現，用二乙基亞硝胺(diethylnitrosamine，DEN)處理小鼠，受損肝細胞釋放IL-1α，促使KC釋放IL-6，使存活的肝細胞非正常增生，促進HCC的發生和發展。IL-6可以激活下游STAT-3和ERK通路產生致癌作用[51]。此外，慢性乙型肝炎患者血清中，高水平IL-6者患HCC的風險較高；HCC患者血清中高水平IL-6與其不良預后相關[51]。雌激素能抑制IL-6的釋放，這一現象可以解釋為何肝癌發病率存在性別差異[52]。動物實驗[53]中，肥胖癥小鼠的IL-6高表達，從而使其信號通路活化，這或許可以解釋為何肥胖癥患者HCC的發病率高。IL-6還具有促轉移的作用，有利于EMT進程，血清中高水平IL-6可以用于區分初發腫瘤和轉移癌。IL-6還具有免疫抑制作用，同其他細胞因子影響T細胞亞型的分化[23]。研究[54]表明，TAMs釋放的IL-6和IL-1β可以促進Th17細胞增殖；高水平的Th17與HCC患者的腫瘤微血管密度和不良預后相關。

3.1.2 TNF-α 肝受損與肝切除后，巨噬細胞產生TNF-α不僅是肝細胞再生的基礎，而且參與HCC的發病、侵襲、轉移。已證實，在炎性反應誘導的小鼠模型中，TNF-α可以促進HCC發展；在小鼠體內輸入TNF-α抗體后則可以抑制其發展。在DEN誘導的HCC模型中，TNF-α同IL-6對肝脂肪變性和脂肪性肝炎所導致的肥胖相關性HCC有促進作用；而阻斷TNF-α信號通路后則可以減緩HCC進程[55]。此外，TNF-α還可以誘導P38(MAPK)、ERK、Akt的磷酸化以及IL-8的合成，刺激腫瘤炎性微環境關鍵成分的CAF的活化和Th17的增殖[56]。

另外，TNF-α和IL-1β通過誘導肝癌細胞表面TNF相關的凋亡誘導配體(TNF-related Apoptosis-inducing Ligand，TRAIL)，導致活化T細胞凋亡；TNF-α也刺激負性共刺激分子B7-H1或程序性死亡配體PD-L1的表達，抑制CD8+T的免疫應答[39]。TNF-α的這些作用促使腫瘤細胞發生免疫逃逸。此外，NF-κB信號通路可調控下游TNF-α的表達，同時TNF-α參與誘導NF-κB的表達，形成正反饋[57]；而TNF-α單核苷酸多態性與癌癥易感性相關[58]。

3.1.3 IL-10 IL-10是重要的免疫抑制因子，在HCC患者中高水平表達。IL-10和TNF-α共同刺激B7-H1的表達導致腫瘤發生免疫逃逸。此外，癌細胞表達B7-H1與HCC組織中的TAM相關，依賴于IL-10誘導的NF-κB和STAT-3信號通路。IL-10誘導FOXP3+Treg的分化，其與腫瘤的高侵襲性和患者的不良預后相關；在HCC患者中可觀察到高水平的IL-10和Terg細胞；在小鼠模型中，IL-10不僅與免疫抑制相關，也與高血管活性相關[23]。

3.1.4 IL-17 IL-17通過刺激巨噬細胞表達炎性因子(如IL-10、1L-1b、TNF-α等)，進而上調B7-H1的表達而導致HCC免疫逃逸的發生。相關報道[59]表明，HCC的癌前病變組織IL-17高表達與HCC的病情發展相關，提示IL-17作為介導免疫抑制機制中的重要環節，可以成為有利的分子靶向治療位點。

3.2 趨化因子 趨化因子和其受體調控HCC進程的機制較為復雜。常見報道的趨化因子有，CCL22、CCL20、CCL17、CCL22、CCL24、CXCL12等。

HCC患者腫瘤組織中的CCL20高于非腫瘤組織[60]。此外，腫瘤組織局部CCL22和CCL20的高表達導致Th17細胞增加，提示趨化因子可以影響免疫抑制細胞Th17的募集[61]。而HCC肝內轉移率高的患者，其CCL20的受體CCR6的表達水平也高，提示CCR6與肝內轉移相關，可作為肝癌切除術后復發轉移的診斷因素[62]。另有研究[63]報道，CXCL12-CXCR4系統參與MMP-2、MMP-9的分泌，促進HCC的生長、侵襲和轉移。此外，CXCL12通過活化CXCL12/CXCR4信號軸將Treg細胞募集到腫瘤組織[64]。CXCR4高表達與遠端淋巴轉移及3年生存率降低相關[65]。

3.3 HCC相關的生長因子 生長因子高表達及與這些因子相關信號通路的活化是炎性肝病和HCC的共同特征。生長因子表達異常會導致腫瘤轉移，且有利于維持細胞腫瘤表型。腫瘤微環境中存在多種生長因子，它們與HCC的生成、轉移、侵襲以及復發相關。常見的生長因子有：TGF-β、PDGF-β、EGFR/EGFRL、VEGF。

3.3.1 TGF-β 在HCC中，根據腫瘤分期的不同，TGF-β表現出抗腫瘤或促腫瘤的雙重活性。在癌前階段，TGF-β是腫瘤抑制物，調控抗增殖和促凋亡信號通路；而在HCC中通過不同的機制發揮促腫瘤作用。TGF-β的促腫瘤機制包括幾下幾種，(1)TGF-β的作用類似于IL-10，是免疫抑制分子，它可以抑制CD8+T細胞的產物INF-γ，同時與IL-6、IL-10、IL-1β協同誘導Treg生成和Th17分化，促進腫瘤生長和進展[23]；(2)TGF-β1可以活化微環境中的重要成分HSC，誘導侵襲性標志物α3β1整合素的表達。 最近研究[66-67]發現，TGF-β1可以激活局部黏著斑激酶(focal adhesion kinase，FAK)等，與HCC轉移相關激酶的活性，促進腫瘤的轉移，而阻斷TGF-β1則可以抑制腫瘤的生長和轉移。TGF-β1促進EMT的機制包括：TGF-β1通過下調E-鈣粘蛋白、上調E-鈣粘蛋白抑制物以及PDGF細胞內信號通路導致EMT發生；通過誘導N-鈣粘素、波形蛋白以及HCC相關抗原CD147的表達，促進EMT的發生[66]；(3)TGF-β1通過調節microRNAs(如miR-23a、miR-27a、miR-24及miR-181b)參與了HCC的發病，通過上調MMP-2和MMP-9的表達參與HCC的侵襲和轉移[68]。早期的研究已證實，HCC患者血漿和組織中有高水平的TGF-β，且與患者生存期短相關；然而，Mamiya等[69]的研究發現，在已發生肝內轉移的HCC患者中，TGF-β2為低表達。因此，TGF-β與HCC的關系仍待進一步研究。

3.3.2 PDGF-β 如前所述，PDGF信號通路活化可以促進HCC中的EMT進程；PDGF-β屬血管生成因子，可以促進血管生成；活化CAF和HSC，誘導HSC分化為增殖的肌成纖維細胞，導致肝纖維化繼而發生HCC；此外，PDGF還可以上調雙調蛋白，參與EGFR信號通路[23]。

3.3.3 EGFR 早期研究[23]表明，HCC患者中，EGFR/EGFRL高表達且與其生存率低相關。在基因修飾小鼠模型的體內實驗證實，EGFR通路參與HCC的發病過程；EGFR抑制劑則可以逆轉這一過程。此外，EGFR信號通路的活化誘導VEGF的生成，參與腫瘤中血管的生成[70]。

3.3.4 VEGF VEGF參與肝癌的血管生成，促進內皮細胞及表達VEGF-A受體的癌細胞的增殖[71]。Zhu等[72]所述，在HCC患者的癌細胞膜、癌組織中以及血液中都存在高水平的VEGR及其受體VEGFR1、VEGFR2、VEGFR3；HCC中VEGF相關信號通路的活化與HCC血管侵襲、分期、不良預后和患者生存率有關。

3.4 其他基質成分 其他基質成分主要包括：骨橋蛋白(osteopontin，OPN)、COX-2、MMPs及MMP組織抑制因子(tissue inhibitor infector of MMP，TIMP)。

OPN是一種磷酸化的酸性糖蛋白，當肝臟受損后，表達于巨噬細胞參與宿主的免疫應答；此外，OPN與整合素相互作用，調控肝臟炎性反應、腫瘤發展以及HCC的侵襲和轉移。研究[73]發現，HCC患者血清中含高水平的OPN，且與肝功能減退、不良預后相關；在體內或體外應用抗OPN抗體，可以抑制HCC細胞的侵襲與轉移。

COX-2涉及脂質炎性介質的合成，在HCC患者中高表達。研究[74]表明，初發HCC患者體內COX-2的表達與炎性細胞的存在相關，且炎性細胞表達COX-2參與癌癥的早期階段。

MMP-7裂解Fas配體，使其喪失誘導調亡的作用，推測MMP參與凋亡信號通路的調節[75]。此外，MMP還可以通過調控趨化因子參與炎性反應，促進腫瘤進程[46]。研究[76]表明，載脂蛋白和中性粒細胞相關載脂蛋白共同作用可以增強MMP-9的促腫瘤活性。

TIMP是MMP的抑制劑，可防止ECM過度溶解，調控細胞增殖、凋亡、血管生成以及MMP的過度活化。正常情況下，MMP和TIMP的活性處于動態平衡。研究[23, 46]表明，TIMP-1高表達可以抑制HCC細胞的增殖和侵襲；TIMP-3亦能夠抑制HCC的增殖、侵襲和轉移。

4 關鍵的信號通路

腫瘤的發生和發展與某些信號轉導通路的激活或抑制有著緊密的聯系，這些信號通路的激活可促成免疫耐受微環境，從而促進腫瘤發生和發展。其中肝癌信號轉導通路成為研究的熱點，肝癌的發生、發展及轉移是長期的、多因素共同作用的連續過程，該通路涉及多種調節因子，也不是一對一的對應關系，而是各通路間相互交叉的復雜網絡關系。

HCC中涉及的主要信號通路有：Hedgehog信號通路[77]、EGF/EGFR信號通路[78]、RAS/RAF/MEK/ERK信號通路[78-79]、PI3K/PTEN/AKT/mTOR信號通路[78, 80]、生長因子相關信號通路[78, 81]、IGF信號通路[78]、Wnt/β-連環蛋白信號傳導通路[78, 82]、IL-6/STAT3炎性相關信號通路[78]等。此外，在部分HCC患者中存在NTS/IL-8炎性通路的異?；罨?，神經降壓素(neurotensin，NTS)的高表達與炎性微環境形成、腫瘤EMT以及與HCC患者預后較差密切相關[83]。實驗[84]表明，NF-κB、缺氧誘導因子(hypoxia-inducible factor-α，HIF-α)以及STAT3是聯系微環境與腫瘤的關鍵分子。

NF-κB在炎性反應和癌癥之間起橋梁作用。NF-κB家族有5個成員：NF-B1(p105/p50)、NF-B2(p100/p52)、RelA(p65)、RelB和c-Rel，它們可以組成同源二聚體或異源二聚體，與抑制性IkB蛋白(IkB)結合存在于細胞質中，可因IkB的磷酸化而快速被活化。IkB蛋白的磷酸化受其激酶IκK復合物的調控，IκK由兩種活化亞型(IκKa和IκKβ)和調節性亞型(IκKr和NEMO)構成。NF-κB可通過經典途徑和旁路途徑被活化。LPS、TNF-a和IL-1β被IIK-β依賴的IKK激酶磷酸化，進而導致NF-κB的活化屬經典途徑；而LT-B、CD40L、BAFF和RANKL，通過IIK-A依賴的磷酸化導致NF-κB的活化屬于旁路途徑。肝細胞中IKK-B/NEMO基因敲除以及IKBa過度表達的小鼠模型中，細胞死亡加速、再生細胞的增生加強，傾向于惡性化進展，增加了腫瘤的易感性，提示肝實質細胞中的NF-κB有抑制腫瘤的作用，而巨噬細胞中NF-κB的活化是一種促腫瘤因子[85-87]。

STAT3是STAT家族的重要成員，是重要的核轉錄因子。STAT3可被JAK激酶、IL-6、EGFR、癌蛋白等激活，參與細胞的增殖、存活、凋亡、轉化、免疫等生理病理過程。STAT3處于多條致癌信號通路的交匯點。JAK-STAT、PI3K-mTOR、Ras-Raf-MAPK等多條信號通路均涉及STAT3的信號傳導[88]。研究[89]顯示，IL-6基因敲除小鼠能減少STAT3的活化，不易經DEN誘導生成HCC。He等發現[90]，STAT3缺乏小鼠DEN誘導HCC的誘發率降低了6倍，且其生成的腫瘤體積相對較小，表明STAT3對腫瘤細胞的存活和增殖起重要作用；而STAT3和NF-κB信號通路抑制劑可以阻斷肝癌細胞內TAM誘導的B7-H1的上調。

HIF-1是一種轉錄活化復合物，分為誘導型亞型(HIF-1α、HIF-2α、HIF-3α)與組成型亞型(HIF-1β)。缺氧狀態下，HIF-1α結合緊密，阻斷了其翻譯后的羥基化，引起蛋白酶復合體介導的凋亡；此外，缺氧還可以募集HIF-1α、HIF-1β以及共刺激因子。缺氧時，髓系巨噬細胞上調NF-κB，進而刺激HIF-1基因的轉錄[91]；而敲除IKKβ基因的小鼠，其肝細胞和KC中HIF-1的表達下調[86]。HIF-1信號通路對TAM的募集和活化起關鍵作用，并通過上調CXCR4/CXCR4L、CXCL12影響腫瘤細胞與基質的定位[92]。在低氧狀態下，HIF-1還參與調控腫瘤的促血管生成機制[23]。

5 結論與展望

近年來，腫瘤微環境在HCC發病、復發和轉移中的作用被廣泛接受，分子靶向治療理論的提出和臨床應用為腫瘤內科治療帶來了革命性的變化。隨著腫瘤基礎研究的不斷進展，越來越多的新型腫瘤靶向藥物應用于臨床，有效地提高了腫瘤患者的生存時間。

索拉非尼是晚期原發性肝癌的分子靶向藥物。主要是通過阻斷Raf/MEK/ERK通路介導的信號轉導，同時抑制多種酪氨酸激酶，如VEGF-2、VEGF-3與PDGFR-β及與腫瘤生長相關的c-Kit等來達到抗腫瘤作用[93- 94]。但Rimassa等[95]的Ⅱ期臨床試驗發現，在放射治療失敗的進展性肝癌患者中，當索拉非尼劑量由400 mg/次、2次/d增加到600 mg/次、2次/d，患者的生存時間、生存質量都沒有提高，說明增加索拉非尼劑量不能讓進展期肝癌患者獲益。

布立尼布是另一種有希望應用于肝癌治療的靶向藥物，它是小分子酪氨酸激酶抑制劑，主要通過抑制VEGF及FGF來治療腫瘤[96-97]。2011年布立尼布作為一線治療方案應用于晚期肝癌的Ⅱ期臨床試驗，初步結果證明該藥安全能耐受，可用于晚期肝癌患者[98-99]。

除以上兩種治療HCC的靶向藥物外，其他分子靶向藥物也處于不同的臨床研究階段。TGF受體1激酶抑制劑LY2109761已被證實，在體外可以抑制HCC的遷移能力，在體內可以抑制腫瘤的生長、轉移和侵襲[67]。其他激酶抑制劑的療效與安全性測試尚處于Ⅲ期臨床試驗階段，如brivanib(靶向VEGFR2和FGFR1)、linifanib(靶向PDGFR和VEGFR)、sunitinib(靶向PDGFR、VEGFR、c-Kit和Flt-3)、erlotinib(靶向EGFR)、PI-88(靶向乙酰肝素酶和硫酸酯酶)。此外，重組單克隆抗體VEGF(bevacizumab)、VEGFR2 (ramucirumab)和EGFR(cetuximab)的評估處于Ⅱ～Ⅲ期臨床試驗階段。

HCC發生的細胞與分子機制還沒有被了解，目前尚缺乏用于HCC早期診斷的分子標志物，其靶向治療也仍面臨諸多挑戰。HCC微環境中，涉及細胞增殖、分化以及信號通路的分子都發生了改變。因此，新的抗HCC的療法應該是靶向多種分子和通路的結合治療，而不是單一的物質與單一通路。

[1]Jemal A, Bray F, Center MM, et al. Global cancer statistics[J]. CA Cancer J Clin, 2011,61(2):69-90.

[2]劉志磊, 孫薇, 賀福初, 等. 肝細胞癌的微環境研究進展[J]. 生物化學與生物物理進展, 2012，39(5):416-422.

[3]Marrero JA, Kudo M, Bronowicki JP. The challenge of prognosis and staging for hepatocellular carcinoma[J]. Oncologist, 2010,15(Suppl 4):23-33.

[4]王閣, 張志敏. 肝癌發生機制的探索以及分子靶向治療的契機與挑戰[J]. 世界華人消化雜志, 2013，21(19)：1791-1796.

[5]Ma R, Zhang W, Tang K, et al. Switch of glycolysis to gluconeogenesis by dexamethasone for treatment of hepatocarcinoma[J]. Nature Communications, 2013,(4)：2508-2520.

[6]Schrader J, Iredale J P. The inflammatory microenvironment of HCC - The plot becomes complex[Z]. 2011(54)：853-855.

[7]Kim J, Hong SJ, Park JY, et al. Epithelial-mesenchymal transition gene signature to predict clinical outcome of hepatocellular carcinoma[J]. Cancer Science, 2010,101 (6):1521-1528.

[8]van Zijl F, Mair M, Csiszar A, et al. Hepatic tumor-stroma crosstalk guides epithelial to mesenchymal transition at the tumor edge[J]. Oncogene, 2009,28(45):4022-4033.

[9]Chan T, Wiltrout RH, Weiss JM. Immunotherapeutic modulation of the suppressive liver and tumor microenvironments[J]. Int Immunopharmacol, 2011,11(7):879-889.

[10]王一, 黎燕. 髓樣來源抑制性細胞的研究進展[J]. 中國腫瘤生物治療雜志, 2011,18(4)：448-451.

[11]He DG, Li H, Yusuf N, et al. IL-17 Promotes Tumor Development through the Induction of Tumor Promoting Microenvironments at Tumor Sites and Myeloid-Derived Suppressor Cells[J]. J Immunol, 2010,184 (5):2281-2288.

[12]Liu C, Yu S, Kappes J, et al. Expansion of spleen myeloid suppressor cells represses NK cell cytotoxicity in tumor-bearing host[J]. Blood, 2007,109(10):4336-4342.

[13]Wang C, Wu DX, Liu J, et al. [Promoting effect on NK cells induced by myeloid-derived suppressor cells in acute fulminate hepatitis of mice].[J]. Zhejiang Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban, 2010,39(4 )：357-363

[14]Nausch N, Galani IE, Schlecker E, et al. Mononuclear myeloid-derived "suppressor" cells express RAE-1 and activate natural killer cells[J]. Blood, 2008,112(10):4080-4089.

[15]Veltman JD, Lambers M, van Nimwegen M, et al. COX-2 inhibition improves immunotherapy and is associated with decreased numbers of myeloid-derived suppressor cells in mesothelioma. Celecoxib influences MDSC function[J]. BMC CANCER, 2010(10)：464-474.

[16]Yang JD, Nakamura I, Roberts LR. The tumor microenvironment in hepatocellular carcinoma: current status and therapeutic targets[J]. Semin Cancer Biol, 2011,21(1):35-43.

[17]Zhang Y, Liu Q, Zhang M, et al. Fas signal promotes lung cancer growth by recruiting myeloid-derived suppressor cells via cancer cell-derived PGE2[J]. J Immunol, 2009,182(6):3801-3808.

[18]Bunt SK, Yang L, Sinha P, et al. Reduced inflammation in the tumor microenvironment delays the accumulation of myeloid-derived suppressor cells and limits tumor progression[J]. Cancer Res, 2007,67(20):10019-10026.

[19]Nonaka K, Saio M, Suwa T, et al. Skewing the Th cell phenotype toward Th1 alters the maturation of tumor-infiltrating mononuclear phagocytes[J]. J Leukoc Biol, 2008,84(3):679-688.

[20]Highfill SL, Rodriguez PC, Zhou Q, et al. Bone marrow myeloid-derived suppressor cells (MDSCs) inhibit graft-versus-host disease (GVHD) via an arginase-1-dependent mechanism that is up-regulated by interleukin-13[J]. Blood, 2010,116(25):5738-5747.

[21]丁松明. 腫瘤微環境不同成分在肝癌侵襲轉移中的作用研究[D]. 浙江大學外科學, 2013.

[22]Wu SD, Ma YS, Fang Y, et al. Role of the microenvironment in hepatocellular carcinoma development and progression[J]. Cancer Treat Rev, 2012,38(3):218-225.

[23]Capece D, Fischietti M, Verzella D, et al. The inflammatory microenvironment in hepatocellular carcinoma: a pivotal role for tumor-associated macrophages[J]. Biomed Res Int, 2013,2013:187204.

[24]Gabrilovich DI, Nagaraj S. Myeloid-derived suppressor cells as regulators of the immune system[J]. Nature Reviews Immunology, 2009,9(3 ):162-174.

[25]Rodriguez PC, Quiceno DG, Zabaleta J, et al. Arginase I production in the tumor microenvironment by mature myeloid cells inhibits T-cell receptor expression and antigen-specific T-cell responses[J]. Cancer Res, 2004,64(16):5839-5849.

[26]Qian BZ, Pollard JW. Macrophage Diversity Enhances Tumor Progression and Metastasis[J]. Cell, 2010,141(1):39-51.

[27]Lee YJ, Jang BK. Can combination of osteopontin and peritumor-infiltrating macrophages be a prognostic marker of early-stage hepatocellular carcinoma[J]. Hepatobiliary Surg Nutr, 2014,3(2):57-59.

[28]Pollard JW. Tumour-educated macrophages promote tumour progression and metastasis[J]. Nat Rev Cancer, 2004,4(1):71-78.

[29]Lewis CE, Pollard J W. Distinct role of macrophages in different tumor microenvironments[J]. Cancer Res, 2006,66(2):605-612.

[30]Sugai H, Takahashi A, Kawaida H, et al. Characteristic alteration of monocytes with increased intracellular IL-10 and IL-12 in patients with advanced-stage gastric cancer[J]. Journal of Surgical Research, 2004,116(2):277-287.

[31]Bamboat ZM, Ocuin LM, Balachandran VP, et al. Conventional DCs reduce liver ischemia/reperfusion injury in mice via IL-10 secretion[J]. Journal of Clinacal Investigation, 2010,120(2 ):559-569.

[32]De Creus A, Abe M, Lau AH, et al. Low TLR4 expression by liver dendritic cells correlates with reduced capacity to activate allogeneic T cells in response to endotoxin[J]. J Immunol, 2005,174(4):2037-2045.

[33]王甲南, 向邦德, 劉星, 等. 瘤內注射MIP-3α對小鼠肝癌生長抑制作用的研究[J]. 中國免疫學雜志, 2012(05):407-411.

[34]梅林航, 劉小孫, 于吉人. 漿細胞樣樹突狀細胞與實體腫瘤免疫逃逸[J]. 現代免疫學, 2011,31(3)：262-265

[35]Tokita D, Sumpter TL, Raimondi G, et al. Poor allostimulatory function of liver plasmacytoid DC is associated with pro-apoptotic activity, dependent on regulatory T cells[J]. J Hepatol, 2008,49(6):1008-1018.

[36]梅家轉, 周健, 郭坤元. 自然殺傷細胞與腫瘤細胞之間的免疫編輯[J]. 中國腫瘤生物治療雜志, 2008,15(1)：86-89.

[37]周智鋒.IL-12誘導肝癌微環境中NK細胞活化發揮抗腫瘤作用[J]. 中國腫瘤生物治療雜志,2013,20(1):93-98.

[38]Crispe IN. The Liver as a Lymphoid Organ[M]//Annual Review, 4139 El Camino Way, Po Box 10139, Palo Alto, CA 94303-0139 USA.

[39]Wu K, Kryczek I, Chen LP, et al. Kupffer cell suppression of CD8(+) T cells in human hepatocellular carcinoma is mediated by B7-H1/programmed death-1 interactions[J]. Cancer Research, 2009,69(20):8067-8075.

[40]Kryczek I, Szeliga W, Huang E, et al. Phenotype, distribution, generation, and functional and clinical relevance of Th17 cells in the human tumor environments[J]. Blood, 2009,114(6):1141-1149.

[41]Murugaiyan G, Saha B. Protumor vs antitumor functions of IL-17[J]. Journal of Immunology, 2009,183(7):4169-4175.

[42]邱雙健, 樊嘉. 肝癌微環境研究對肝癌診治的啟示[J]. 醫學與哲學(臨床決策論壇版), 2011,32(6):16-18.

[43]Fransvea E, Mazzocca A, Antonaci S, et al. Targeting transforming growth factor (TGF)-beta RI inhibits activation of beta 1 integrin and blocks vascular invasion in hepatocellular carcinoma[J]. Hepatology, 2009,49(3):839-850.

[44]Pietras K, Ostman A. Hallmarks of cancer: Interactions with the tumor stroma[J]. Experimental Cell Research, 2010,316(8):1324-1331.

[45]Amann T, Bataille F, Spruss T, et al. Activated hepatic stellate cells promote tumorigenicity of hepatocellular carcinoma[J]. Cancer Sci, 2009,100(4):646-653.

[46]Leonardi GC, Candido S, Cervello M, et al. The tumor microenvironment in hepatocellular carcinoma (review)[J]. Int J Oncol, 2012,40(6):1733-1747.

[47]Zhao W, Su W, Kuang P, et al. The role of hepatic stellate cells in the regulation of T-cell function and the promotion of hepatocellular carcinoma[J]. Int J Oncol, 2012,41(2):457-464.

[48]Benetti A, Berenzi A, Gambarotti M, et al. Transforming growth factor-beta 1 and CD105 promote the migration of hepatocellular carcinoma-derived endothelium[J]. Cancer Research, 2008,68(20):8626-8634.

[49]Hernandez-Gea V, Toffanin S, Friedman SL, et al. Role of the microenvironment in the pathogenesis and treatment of hepatocellular carcinoma[J]. Gastroenterology, 2013,144(3):512-527.

[50]Maeda S, Kamata H, Luo JL, et al. IKKbeta couples hepatocyte death to cytokine-driven compensatory proliferation that promotes chemical hepatocarcinogenesis[J]. Cell, 2005,121(7):977-990.

[51]Wong VW, Yu J, Cheng AS, et al. High serum interleukin-6 level predicts future hepatocellular carcinoma development in patients with chronic hepatitis B[J]. Int J Cancer, 2009,124(12):2766-2770.

[52]Naugler WE, Sakurai T, Kim S, et al. Gender disparity in liver cancer due to sex differences in MyD88-dependent IL-6 production[J]. Science, 2007,317(5834):121-124.

[53]Park EJ, Lee JH, Yu GY, et al. Dietary and genetic obesity promote liver inflammation and tumorigenesis by enhancing IL-6 and TNF expression[J]. Cell, 2010,140(2):197-208.

[54]Kuang DM, Peng C, Zhao Q, et al. Activated monocytes in peritumoral stroma of hepatocellular carcinoma promote expansion of memory T helper 17 cells[J]. Hepatology, 2010,51(1):154-164.

[55]Park EJ, Lee JH, Yu GY, et al. Dietary and genetic obesity promote liver inflammation and tumorigenesis by enhancing IL-6 and TNF expression[J]. CELL, 2010,140(2):197-208.

[56]Wang Y, Wang W, Wang L, et al. Regulatory mechanisms of interleukin-8 production induced by tumour necrosis factor-alpha in human hepatocellular carcinoma cells[J]. J Cell Mol Med, 2012,16(3):496-506.

[57]Berasain C, Castillo J, Perugorria M J, et al. Inflammation and liver cancer: new molecular links [J]. Ann N Y Acad Sci, 2009,1155:206-221.

[58]Talaat RM, Esmail AA, Elwakil R, et al. Tumor necrosis factor-alpha -308G/A polymorphism and risk of hepatocellular carcinoma in hepatitis C virus-infected patients[J]. Chin J Cancer, 2012,31(1):29-35.

[59]Kuang DM, Peng C, Zhao Q, et al. Activated monocytes in peritumoral stroma of hepatocellular carcinoma promote expansion of memory T helper 17 cells[J]. Hepatology, 2010,51(1):154-164.

[60]Zhang JP, Yan J, Xu J, et al. Increased intratumoral IL-17-producing cells correlate with poor survival in hepatocellular carcinoma patients[J]. J Hepatol, 2009,50(5):980-989.

[61]Kuang DM, Peng C, Zhao Q, et al. Tumor-activated monocytes promote expansion of IL-17-producing CD8+ T cells in hepatocellular carcinoma patients[J]. J Immunol, 2010,185(3):1544-1549.

[62]Uchida H, Iwashita Y, Sasaki A, et al. Chemokine receptor CCR6 as a prognostic factor after hepatic resection for hepatocellular carcinoma[J]. J Gastroenterol Hepatol, 2006,21(1 Pt 1):161-168.

[63]Chu H, Zhou H, Liu Y, et al. Functional expression of CXC chemokine recepter-4 mediates the secretion of matrix metalloproteinases from mouse hepatocarcinoma cell lines with different lymphatic metastasis ability[J]. Int J Biochem Cell Biol, 2007,39(1):197-205.

[64]Shen X, Li N, Li H, et al. Increased prevalence of regulatory T cells in the tumor microenvironment and its correlation with TNM stage of hepatocellular carcinoma[J]. J Cancer Res Clin Oncol, 2010,136(11):1745-1754.

[65]Schimanski CC, Bahre R, Gockel I, et al. Dissemination of hepatocellular carcinoma is mediated via chemokine receptor CXCR4[J]. Br J Cancer, 2006,95(2):210-217.

[66]Wu J, Ru NY, Zhang Y, et al. HAb18G/CD147 promotes epithelial-mesenchymal transition through TGF-beta signaling and is transcriptionally regulated by Slug[J]. Oncogene, 2011,30(43):4410-4427.

[67]Fransvea E, Mazzocca A, Santamato A, et al. Kinase activation profile associated with TGF-beta-dependent migration of HCC cells: a preclinical study[J]. Cancer Chemother Pharmacol, 2011,68(1):79-86.

[68]Wang B, Hsu SH, Majumder S, et al. TGFbeta-mediated upregulation of hepatic miR-181b promotes hepatocarcinogenesis by targeting TIMP3[J]. Oncogene, 2010,29(12):1787-1797.

[69]Mamiya T, Yamazaki K, Masugi Y, et al. Reduced transforming growth factor-beta receptor II expression in hepatocellular carcinoma correlates with intrahepatic metastasis[J]. Lab Invest, 2010,90(9):1339-1345.

[70]Tabernero J. The role of VEGF and EGFR inhibition: implications for combining anti-VEGF and anti-EGFR agents[J]. Molecular Cancer Research, 2007,5(3):203-220.

[71]Yang JC, Teng CF, Wu HC, et al. Enhanced expression of vascular endothelial growth factor-A in ground glass hepatocytes and its implication in hepatitis B virus hepatocarcinogenesis[J]. Hepatology, 2009,49(6):1962-1971.

[72]Zhu AX, Duda DG, Ancukiewicz M, et al. Exploratory analysis of early toxicity of sunitinib in advanced hepatocellular carcinoma patients: kinetics and potential biomarker value[J]. Clin Cancer Res, 2011,17(4):918-927.

[73]Ramaiah SK, Rittling S. Pathophysiological role of osteopontin in hepatic inflammation, toxicity, and cancer[J]. Toxicological Science, 2008,103(1):4-13.

[74]Cervello M, Fodera D, Florena AM, et al. Correlation between expression of cyclooxygenase-2 and the presence of inflammatory cells in human primary hepatocellular carcinoma: Possible role in tumor promotion and angiogenesis[J]. World Journal of Gastrogenterology, 2005,11 (30):4638-4643.

[75]Mitsiades N, Yu WH, Poulaki V, et al. Matrix metalloproteinase-7-mediated cleavage of Fas ligand protects tumor cells from chemotherapeutic drug cytotoxicity[J]. Cancer Res, 2001,61(2):577-581.

[76]Zhang H, Xu L, Xiao D, et al. Upregulation of neutrophil gelatinase-associated lipocalin in oesophageal squamous cell carcinoma: significant correlation with cell differentiation and tumour invasion[J]. J Clin Pathol, 2007,60(5):555-561.

[77]張雷, 姜德清. Hedgehog信號通路在肝細胞癌中的研究進展[J]. 中華全科醫學, 2013,11(7):1107-1108.

[78]劉印, 田京. 肝細胞癌相關信號通路及靶向治療研究進展[J]. 實用醫學雜志, 2013,29(6):851-853.

[79]王建強, 黃緣. JAK-STAT信號通路在肝癌發生發展中作用的研究進展[J]. 世界華人消化雜志, 2013,21(21):2051-2056.

[80]武強, 趙全年, 宋衛東. PI3K/Akt/mTOR信號傳導通路在腫瘤的研究進展[J]. 疾病監測與控制, 2013,7(6):346-347.

[81]劉堯, 王長振, 劉明華, 等. VEGF/VEGFR信號轉導通路在肝癌靶向治療中的研究進展[J]. 中國免疫學雜志, 2013,30(1):97-101.

[82]胡曉娜, 保志軍. Wnt信號通路與肝病相關性的研究進展[J]. 肝臟, 2013,18(5):341-343.

[83]劉芃芃,陳永孜,任秀寶,等. 肝細胞肝癌NTS的表達與炎癥微環境形成和腫瘤上皮間質轉化及預后的相關性研究簡[J]. 中國腫瘤臨床, 2013,40(19):1150-1154.

[84]Mantovani A, Allavena P, Sica A, et al. Cancer-related inflammation[J]. Nature, 2008,454(7203 ):436-444.

[85]Pikarsky E, Porat RM, Stein I, et al. NF-kappaB functions as a tumour promoter in inflammation-associated cancer[J]. Nature, 2004,431(7007):461-466.

[86]Maeda S, Kamata H, Luo JL, et al. IKKbeta couples hepatocyte death to cytokine-driven compensatory proliferation that promotes chemical hepatocarcinogenesis[J]. Cell, 2005,121(7):977-990.

[87]Luedde T, Beraza N, Kotsikoris V, et al. Deletion of NEMO/IKKgamma in liver parenchymal cells causes steatohepatitis and hepatocellular carcinoma[J]. Cancer Cell, 2007,11(2):119-132.

[88]韓春生, 陳艷, 伍學強. STAT3在腫瘤形成中的作用[J]. 中國實驗血液學雜志, 2013,21(2):517-520.

[89]Naugler W E, Sakurai T, Kim S, et al. Gender disparity in liver cancer due to sex differences in MyD88-dependent IL-6 production[J]. Science, 2007,317(5834):121-124.

[90]He G, Yu GY, Temkin V, et al. Hepatocyte IKKbeta/NF-kappaB inhibits tumor promotion and progression by preventing oxidative stress-driven STAT3 activation[J]. Cancer Cell, 2010,17(3):286-297.

[91]Rius J, Guma M, Schachtrup C, et al. NF-kappaB links innate immunity to the hypoxic response through transcriptional regulation of HIF-1alpha[J]. Nature, 2008,453(7196):807-811.

[92]Sayasith K, Sirois J. Expression and regulation of stromal cell-derived factor-1 (SDF1) and chemokine CXC motif receptor 4 (CXCR4) in equine and bovine preovulatory follicles[J]. Mol Cell Endocrinol, 2014,391(1-2):10-21.

[93]Coriat R, Nicco C, Chereau C, et al. Sorafenib-induced hepatocellular carcinoma cell death depends on reactive oxygen species production in vitro and in vivo[J]. Molcular Cancer Therapeutics, 2012,11(10):2284-2293.

[94]Zhang HL, Zhu Y, Qin XJ, et al. c-KIT: potential predictive factor for the efficacy of sorafenib in metastatic renal cell carcinoma with sarcomatoid feature[J]. Clinical Genitourinary Cancer, 2013,11 (2):134-140.

[95]Rimassa L, Pressiani T, Boni C, et al. A phase II randomized dose escalation trial of sorafenib in patients with advanced hepatocellular carcinoma[J]. Oncologist, 2013, 18(4):379-380.

[96]Shen YC, Hsu CU, Cheng AL. Molecular targeted therapy for advanced hepatocellular carcinoma: current status and future perspectives[J]. Journal of Gastroenterology, 2010,45 (8):794-807.

[97]Tian T, Nan KJ, Wang SH, et al. PTEN regulates angiogenesis and VEGF expression through phosphatase-dependent and -independent mechanisms in HepG2 cells[J]. Carcinogenesis, 2010,31(7):1211-1219.

[98]Park JW, Finn RS, Kim JS, et al. Phase II, open-label study of brivanib as first-line therapy in patients with advanced hepatocellular carcinoma[J]. Clin Cancer Res, 2011,17(7):1973-1983.

[99]Finn RS, Kang YK, Mulcahy M, et al. Phase II, open-label study of brivanib as second-line therapy in patients with advanced hepatocellular carcinoma[J]. Clin Cancer Res, 2012,18(7):2090-2098.