實驗期間動物的保護及處理措施

龍子江，陳 明，高華武，王 靚，田麗娜，任振興

(安徽中醫藥大學，合肥 230031）

實驗期間動物的保護及處理措施

龍子江，陳 明，高華武，王 靚，田麗娜，任振興

(安徽中醫藥大學，合肥 230031）

實驗動物是生命科學研究和發展的重要基礎材料。隨著生命科學技術的不斷發展，新技術、新理念的不斷涌現，動物實驗作為科學理論的論證和理論的探索極為重要，然而實驗期間動物的保護和處理是保障科學研究的成功、結果準確可靠的重要環節之一。因此，對實驗期間動物的保護及處理越來越被生命科研工作者重視。本文結合自身在實驗中的一些措施和經驗，并結合其他學者在實驗過程中的體會和認識，對實驗期間動物的保護和處理總結和歸納。

實驗期間動物，生命科學，保護措施

生命科學領域的發展日新月異，科研成果層出不窮，盡管實驗方法和材料較廣，但實驗動物在生命科學研究始中越來越顯得重要。生命科學研究包含實驗動物、儀器設備、情報信息和化學試劑四個支撐要素，其中以實驗動物占據首位。生命科學研究始終把動物實驗作為研究的一個重要環節，動物實驗的成功與否直接關系到研究的最終結果。

但在實驗中，需對動物進行各種處理，如動物的麻醉、長期給藥、手術、動物疾病模型的復制等過程，不僅會影響實驗動物的生存，更會對實驗結果造成影響。如何保護好實驗過程中的動物，對實驗的成功與否起到極其重要的作用。現就我中心在長期實驗過程總結的有關經驗，針對實驗動物的保護和處理措施總結如下。

1 實驗期間動物的保護和處理

1.1 手術實驗

1.1.1 麻醉藥的選擇和使用：醫藥學研究領域中，動物實驗的成敗在很大程度上取決于手術過程中動物麻醉的成功與否。麻醉劑的選擇、用量以及麻醉方式都在很大程度上影響實驗結果的準確性。非揮發性麻醉藥常選用戊巴比妥鈉、氨基甲酸乙酯、水合氯醛、氯胺酮、苯戊巴比妥等，吸入性麻醉藥則常選用氟烷、異氟烷、乙醚等。氯胺酮、異氟烷等安全度大，適用于手術后動物需立即清醒的實驗；而戊巴比妥鈉、水合氯醛、烏拉坦則適宜用于手術時間較長，手術過程中動物處于麻醉狀態的實驗。動物麻醉劑的應用一般應按千克體重計算總藥量，見表1.

表1 常用麻醉藥的用量及麻醉方式Tab.1 Doses and methods of commonly used anesthetics in biomedical exPeriments

手術后由于動物的體溫、血壓下降，呼吸減慢，不同的實驗應選用不同的麻醉藥。如心肌缺血模型的復制采用氟烷、異氟烷、乙醚等吸入性麻醉藥較好，蘇醒快、死亡率低；心臟缺血再灌注模型可選氯胺酮或烏拉坦，既能保證在實驗過程中動物處于麻醉狀態，也能使動物在手術后能很快蘇醒。

為了減少吸入麻醉藥的用量、保證動物安全，又便于在氣管內插管、開胸時控制呼吸以及在開腹時取得滿意的肌肉松弛效果，常配合使用琥珀膽堿、潘可羅寧、三碘季銨酚等肌肉松弛藥。手術過程中動物麻醉過量或發生休克、呼吸減慢甚至停止時，應用小動物呼吸機保持動物呼吸的暢通，同時配合使用腎上腺素、阿托品、利多卡因等，對實驗過程中動物隨時出現的意外情況進行搶救，避免手術過程動物的意外死亡影響實驗進程、實驗結果，甚至導致實驗的失敗。

1.1.2 手術后感染的防治：除牛羊等大型動物和猴等珍貴實驗動物外，普通動物實驗研究階段均采用嚴格的飼養管理和衛生防疫制度措施，而不是通過接種疫苗和使用藥物治療的手段實現預防感染的目的。但在實驗手術后，預防動物感染的防御措施有：(1）購買合格的動物：購買的實驗動物應有生產合格證，在實驗前至少密切觀察1～2周，如發現異常應及時處理。觀察期間監測動物病原微生物，防止實驗動物經病原微生物途徑感染。(2）實驗環境消毒處理：實驗室要有實驗動物使用許可證，對飼養室、籠具、飼料、墊料、飲用水進行定期消毒，降低

實驗環境途徑病原體感染風險。(3）動物感染提前預防：對實驗用大動物如牛、綿羊、犬等，應及時接種疫苗，預防牛病毒性腹瀉、綿羊食毛癥和狂犬病等疾病的發生。(4）及時捕殺逃出籠外動物：在實驗過程中如大、小鼠逃出籠外，要及時捕殺，防止互感。(5）手術器械消毒：在實驗過程中，所用手術器械要進行常規消毒處理，包括手術臺和環境等的消毒滅菌。(6）防止術后感染：實驗動物在手術后，要肌內注射或在手術視野滴入適當的抗菌藥物，如青霉素G、慶大霉素等，預防感染，但如果實驗目的是藥物抗感染性實驗，則不能用抗菌藥物防治手術感染。

1.1.3 注意體溫的調節：一般實驗動物如鼠、兔等嚙齒類動物生存的適宜環境溫度為18℃ ～25℃，其生理功能在此范圍內波動不明顯。張振漢等［1］研究昆明小鼠在(-4～40）℃范圍內能量代謝特征，結果表明當溫度低于26℃時隨溫度的降低基礎代謝率逐漸增加；當溫度超過32℃時，小鼠基礎代謝率顯著增加，在溫度為40℃時小鼠全部死亡。這表明小鼠的基礎代謝、脈搏、呼吸等生理反應受環境溫度的影響。而手術后動物的基礎代謝率下降，體溫下降，因此維持周圍環境溫度在一個相對穩定的范圍內，能維持實驗動物基礎代謝率，保證實驗動物的存活率，提高實驗結果的可靠性。

1.1.4 保證呼吸的暢通：實驗動物經手術處理，特別是大規模的創傷手術，如進行心肌缺血再灌注損傷模型手術，大鼠在手術過程中需借助動物呼吸機進行輔助呼吸。手術后動物體質較弱，呼吸也比較微弱，為保證動物的呼吸應做到：(1）保持實驗室良好的通風，(2）將實驗動物的舌頭拉出，防止由于麻醉劑導致的松弛舌根而堵塞氣道，(3）盡量減少籠內飼養密度，留有充足的活動空間，最好每籠一只，防止蘇醒的動物擠壓處于麻醉狀態的動物造成麻醉動物窒息死亡。

1.2 長期給藥實驗

在長期給藥的實驗中，各給藥途徑的規范與否，不僅與動物身體健康有關，還與實驗操作人員的熟練程度密切相關，也關系到實驗結果的可靠性和實驗的成功與否。因此在長期實驗過程中為減少實驗誤差，應盡量由同一操作技術嫻熟的實驗人員完成。

1.2.1 口服給藥：口服給藥是最常見的動物給藥方式，但在實驗過程中動物的捉持和灌胃的手法極為重要。如大、小鼠灌胃應注意：(1）首先用左手抓住大鼠頭頸部及背部皮膚，使頭、頸、軀干在一條直線上，(2）右手握住灌胃注射器從大鼠一側嘴角進針后再把針挪到中間，使注射器、頸、軀干保持在一條直線上，(3）灌胃針往食管進針過程如遇到阻力時，將針頭回縮后再進針，切不可使用粗暴蠻力，以免刺破食道，造成動物的損傷或死亡，(4）大鼠的灌胃進針深度一般為灌胃針長的三分之二，約4～6 cm。

家兔灌胃給藥時應注意：(1）要將家兔固定好，(2）開口器一定要從嘴角插入，同時壓住兔舌，使開口器的上的洞口對準食道，(3）將導管從開口器洞口延食道向胃內插入，如果遇到阻力，應適當回縮再繼續插入，導管插入的深度約15～20 cm，(4）為防止導管插入氣管，在導管插好后，將外端放入事先準備好的清水中，看是否有氣泡產生，如有氣泡，說明導管不在食管內，應拔出重新插入。

豚鼠灌胃給藥較為困難，可采用喂藥的辦法，減少死亡率。即將灌胃注射器的針頭拔去，將注射器插入動物的口中，按豚鼠的吞咽的速度推注藥液達到給藥的目的。

1.2.2 靜脈給藥：靜脈注射時應根據動物選擇合適的血管，如家兔常選耳緣靜脈，大鼠選用尾靜脈和舌下靜脈，犬選用前肢內側通經脈等，應保證注射之前血管充分擴張，所選針頭直徑應略小于血管。注射過程應采先快后慢的方式，同時根據動物的呼吸頻率、肌肉松弛度、角膜反射以及皮膚夾捏反應來調整注射速度，當這些反應明顯減弱或消失時，應立即停止注射。

1.2.3 皮下給藥：一般選取組織疏松的部位進行皮下給藥。大、小鼠常用給藥部位為下腹部兩側，兔常用給藥部位為背部脊柱兩側，豚鼠常用后大腿內側，而犬、貓則選為大腿外側。進針時針頭刺入角度以30°適合，角度太大容易刺入肌肉層，角度太小則易刺入皮內。皮下給藥一般選用易溶解、刺激性小及疫苗等生物藥品，因注射部位有較厚的脂肪層，藥物吸收較慢，給藥后5～10 min效果才會明顯。長期給藥應采用輪流交替注射方式，及時更換注射部位，防止注射部位出現腫塊、炎癥或破潰等現象。

1.2.4 腹腔給藥：腹腔注射多選擇下腹部腹白線兩側進針，進針角度以45°最好。為了避免注射器針頭碰到內臟，在注射時，將針頭向上挑起后進針，如大、小鼠可將頭向下傾斜，使內臟向下移動，可防止進針后傷及內臟，出現不必要的損傷或死亡。

1.3 動物病理模型復制

在大多數藥物研究實驗中，為驗證實驗藥物對疾病的防治效果，常利用各種手段復制與臨床疾病相類似的模型動物，因此動物模型的成功與否，直接關系到實驗的成敗。以幾個常見實驗為例，介紹動物模型復制過程中應注意事項，為實驗者在進行相關實驗中提供借鑒。

1.3.1 心肌缺血模型的復制：心肌缺血的模型可分為以下四類：急性心肌缺血模型、慢性心肌缺血模型、可控性心肌缺血模型和離體心肌缺血模型。現以大鼠冠狀動脈結扎致急性心肌缺血模型為例，分析造模過程中應注意的事項。(1）實驗前對手術器械消毒，大鼠麻醉后固定好，(2）剪去胸腔術野毛發，采用酒精配合碘酒消毒，(3）于左第4肋骨間開胸擠出心臟，距左冠狀動脈起點2～3 mm處穿5-0號手術線穿線結扎［2］。結扎部位太上容易損傷心耳，也不便打結。穿線時進針深度應適宜，既要避免過于表淺未結扎到左冠狀動脈，也要避免進針過深刺傷心肌，(4）結扎后送回心臟，閉合胸腔，依次縫合肌肉和皮膚，(5）傷口處噴灑青霉素注射液粉末，肌內注射20 U青霉素注射液，預防感染，連續3 d。并應注意保暖，最好在術后3 d內單籠飼養［3，4］。

1.3.2 糖尿病模型的復制：糖尿病模型復雜，有I型和II型之分。現以小鼠腹腔注射四氧嘧啶復制糖尿病模型為例，對造模過程中應注意的問題加以分析。糖尿病造模采用少量多次注射四氧嘧啶的方法造模，即小鼠禁食12 h后以200 mg/kg劑量腹腔注射四氧嘧啶，24 h后再以100 mg/kg劑量腹腔注射給藥，恢復進食［5］。糖尿病模型小鼠造模后使用斷尾法采血測血糖，小鼠于尾尖減去約5 mm，取血后棉球壓迫止血，放回籠內飼養，待再次尾尖部取血。糖尿病小鼠飼養應注意：(1）由于體質差，應在SPF的環境下進行喂養，并控制每籠小鼠的數量，密度不宜過大，(2）糖尿病小鼠的尿量大，帶糖，且小鼠的體重減輕，活動減弱，應當每天更換籠內的墊料，添加食物和飲水，以免滋生大量病菌，造成小鼠不必要的死亡。

1.3.3 胃潰瘍模型的復制：胃潰瘍模型的復制方法很多。如使用冰醋酸復制大鼠慢性胃潰瘍模型，在操作過程應注意：(1）手術前要禁食12 h，(2）手術前手術器械應消毒滅菌，術野應進行被毛消毒，手術過程中應保持無菌，避免鼠毛進入腹腔造成腹腔內感染，導致實驗鼠死亡，(3）打開腹腔，小心將胃從腹腔移出，操作要輕柔快捷，以減少粘連，避免內臟移位傷及胃和其他臟器，(4）注入冰醋酸時進針一定要到胃內才推注，防止外漏，減少其他組織臟器的損傷，(5）縫合時應肌肉和皮膚分層縫合，保證傷口愈合，(6）手術結束后在傷口處消毒，以減少感染，(7）術后大鼠因饑餓或疼痛因素，進食量會大增，過量進食則會導致胃過度擴張，大量食物蓄積胃內，引起腹脹，因此胃部造模實驗術后12 h，應節制實驗動物飲食，以免出現術后腹脹的現象［6］，在節食時應適當的給予糖鹽水，以維持其血糖和電解質處于正常水平。

1.3.4 腎衰模型的復制：腎衰模型的復制主要有藥物法和腎大部切除法兩種。藥物法是由腺嘌呤或者高濃度甘油誘導，而腎大部切除法則是切除5/6腎臟復制慢性腎衰模型。現以腎切除法為例介紹腎衰模型。傳統方法分兩次手術，一期手術結扎左腎上下極后切除結扎部分約2/3腎組織，二期手術將右側腎臟全切除。另一方法為改良后的一次手術方法，即在切除左腎2/3腎組織同時將右側腎臟全切除［7］。腎切除法是在保存殘留腎組織相對正常的前提下形成腎超負荷工作模式，符合腎小球高度濾過導致腎衰竭病理機制。模型制備過程對動物的創傷較大，因此需要操作技術嫻熟，開口定位準確，臟器切除體積要一致，手術過程要注意止血，術后縫合采用逐層縫合方式防止手術口裂開，要防止術后感染。實驗動物要在手術后4周才開始進入慢性腎衰期，實驗周期較長，在做好防感染的同時，藥按期觀察動物尿量，檢測尿蛋白的含量，確定模型是否成功。

1.3.5 腦出血和栓塞模型的復制：以腦微栓塞大鼠模型為例。手術操作過程應盡量避免過度麻醉、擠壓頸動脈竇、壓迫氣管和大量出血等意外情況發生，減少動物死亡。手術中要保證手術視野清晰干凈，血管周圍神經叢應鈍性分離且動作輕柔，以免影響中樞神經系統造成大鼠呼吸或心跳驟停。在注射微栓子時，速度不宜過快，拔出導管時可先用動脈夾夾住破口近端，然后結扎頸外動脈，避免造成回血過多，栓子隨血流溢出。手術過程中應注意觀察呼吸、心率變化及動物反應，及時追加麻藥，避免動物掙扎造成的實驗意外［8］。

又如在制備大鼠硬膜下血腫模型時，將大鼠麻醉后固定于腦立體定位儀上，在手術過程中要密切觀察大鼠呼吸節律、心率變化等情況，而且在縫合頭部傷口之前要用快速凝固膠水及牙科用粘固粉封閉鉆孔，傷口消毒后，將大鼠取俯臥位放在保溫鼠籠內［9，10］。

1.4 手術后飼養

1.4.1 食物的選擇與投放：促使手術后動物生理機能快速恢復的重要因素是提供充足的營養供應。不同實驗手術后的動物對營養需求不相同。因此，應根據實驗的類型、實驗動物種類、動物的營養需求選擇科學合理的飼料配方，給予適宜的飼料。如制備高血脂模型動物就應該選擇含高脂配比的飼料，增加實驗模型的成功率。

動物模型制備過程中，常會由于手術創傷、失血過多、饑餓或者藥物因素導致動物的免疫功能低下。在實驗過程中觀察動物出現這種情況時，應給予高蛋白飼料為動物提供營養提高免疫功能，保證實驗能有序進行［11］。應選擇新鮮的飼料喂養實驗動物，防止受潮、變質、發霉、蟲蛀以及重金屬污染的飼料進入實驗室。另外，對一些特殊動物的飲水也應注意，如豚鼠每日的飲水中要加入適量的Vc，每日要按時給動物加食換水。

1.4.2 墊料的選擇與更換：手術后實驗動物由于有傷口，放回籠內飼養時一定要避免傷口與墊料直接接觸，如去勢法復制大鼠骨質疏松模型，手術后為防止縫合傷口感染，應取仰臥位將其放入籠內，觀察其活動狀態和傷口愈合情況。籠內墊料應選擇松軟、吸濕性強、無異味、不含重金屬及揮發性物質的木屑，其原材料應未被有毒有害物質、微生物、寄生蟲污染，保證實驗動物有個舒適的生活環境。

1.4.3 其他：實驗動物在飼養過程中除了溫度、濕度、食物、墊料等因素外，還應注意適宜的飼養密度、保持良好的通風、換氣和光照等飼養條件，并嚴格做好廢棄物的清理，手術后的動物對環境中致病菌的敏感性較高，因此要對換去的墊料、動物尸體及排泄物及時清理，保持實驗室清潔，防止蚊蟲孳生。此外還要對實驗人員進行嚴格要求，對實驗人員進行崗前培訓，充分理解和掌握各種實驗動物的生活習性、生理、生態等。

2 實驗結束后的動物處理

實驗動物為生命科學研究做出了貢獻，應該享受到相應的動物福利。實驗后的動物應妥善處死，常用的處死方法有：折頸法、電擊法、藥物法、CO法和注射空氣法等，研究者應根據不同動物種類，盡可能選擇給實驗動物帶來最小痛苦的處死方法，可選擇安樂死，減少實驗動物死亡時疼痛的折磨［12］。實驗動物在被處死并確認死亡后，其尸體應該集中送至焚燒爐燒毀處理，不得將尸體就地深埋或者拋入江河湖海污染環境，更不能隨意扔棄或者出售。

3 小結與展望

動物實驗是生命科學的重要環節，實驗過程中的動物保護直接影響實驗結果的真實性、可靠性和實驗的成功與否。因此，作為實驗人員，應該將實驗動物的保護貫穿整個實驗過程中，包括實驗動物的購買，飼養管理、動物手術前后的護理、給藥以及實驗結束之后動物的處理等各個環節，要達此目的需要做到。

3.1 提高實驗人員對動物的保護意識

在實驗過程中善待動物 所有實驗人員在實驗過程的每個環節要牢記只有實驗動物健康，才能保證實驗結果的可靠和實驗的成功，故在實驗過程中動物的飼養、手術、給藥等環節要善待動物，盡可能滿足實驗動物的生理和精神需求，使實驗動物舒適，保證實驗過程順利進行。

3.2 提高實驗人員的技能，減輕對實驗動物傷害

實驗人員在實驗之前要做好詳細的實驗規劃和預實驗，提高實驗技能，防止正式實驗過程中由于實驗者實驗操作技術不嫻熟對實驗動物帶來不必要的疼痛和創傷，影響實驗結果的準確性。

3.3 建立標準化的實驗室，提高生物安全

動物實驗應在相應的生物安全防護實驗室中進行，一方面能保證實驗過程中動物不受感染，保證實驗順利進行。另一方面，防止有害生物因素污染，避免實驗室生物安全事件的發生，降低實驗人員感染疾病的風險。

3.4 科學設計實驗方案，減少實驗動物的痛苦

在動物實驗過程中，在保證實驗結果的前提下，盡量縮短實驗周期，盡量減少手術的傷害等，減少動物意外死亡數和降低患病率，提高實驗室資源利用率和設備周轉率，保證動物實驗能順利進行。

總之，實驗動物為人類健康研究做出了巨大貢獻，作為進行動物實驗研究人員，在動物實驗過程中要保證動物的基本福利，善待實驗動物，科學的保護實驗動物，確保實驗研究獲得可靠的實驗的實驗數據，圓滿完成科學實驗研究

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Animal treatment and protection measures during experiments

LONG Zi-jiang，CHEN Ming，GAO Hua-wu，WANG Liang，TIAN Li-na，REN Zhen-xing
(Anhui University of Chinese Medicine，Hefei 230031，China）

ExPerimental animals are imPortant basis for life science research and develoPment.Along with the continuous develoPment of science and technology，new technology and new ideas emerging，treatment and Protection of animals during exPeriments are imPortant condition to ensure the scientific results accurate and reliable，so scientists have Paid more attention to the issues of animal welfare and Protection.This article summarizes the animal treatment and Protection measures during exPeriments based on both own work and exPerience and knowledge of other scientists.

ExPerimental animals；Life sciences；Protection measures

R-33 < class="emphasis_bold">【文獻標識碼】A

A

1671-7856（2015）09-0081-05

10.3969.j.issn.1671.7856.2015.009.016

龍子江(1956-），男，教授，碩士生導師，研究方向：中藥對心腦血管疾病的防治作用研究。

2015-08-20

教育與科普