重組瑞替普酶包涵體制備及其體外復性

王俊雄，關怡新，姚善涇

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重組瑞替普酶包涵體制備及其體外復性

王俊雄，關怡新，姚善涇

（浙江大學化學工程與生物工程學院，浙江杭州 310027）

將攜帶重組瑞替普酶(reteplase, rt-PA)的質粒成功轉化到大腸桿菌BL21(DE3)后，誘導表達獲得包涵體，考察了誘導劑濃度、培養溫度和培養時間等條件對目標蛋白表達量的影響。在此基礎上，對高效表達的rt-PA包涵體體外復性過程進行了詳細研究。首先利用單因素實驗考察了復性液pH、GSH濃度、GSH/GSSG比例、蛋白濃度等各種復性條件對復性效果的影響；并結合正交實驗設計，進一步研究了高蛋白濃度下復性后rt-PA酶活變化情況。以0.2 mmol·L-1IPTG誘導，在33℃下培養6 h，每升發酵液約可獲得1.7 g粗制包涵體。適宜的復性條件為蛋白濃度50mg·ml-1，pH 10.0，GSH濃度1 mmol·L-1，GSH/GSSG比例8，復性收率為87.2%。影響高蛋白濃度下rt-PA復性的關鍵因素為復性液初始pH及GSH濃度，在800mg·ml-1蛋白濃度下復性后rt-PA比活可達7.54×104IU·mg-1，熒光光譜分析結果表明復性后rt-PA恢復了其天然態結構。

生物分離；蛋白質復性；二硫鍵；正交實驗設計；瑞替普酶

引 言

當前，血栓栓塞類疾病已經成為威脅人類健康的頭號殺手，發病率一直居高不下，是當代醫學領域研究的熱點之一，因而研制生產高效的溶栓藥物變得非常迫切[1-2]。瑞替普酶(reteplase, rt-PA)作為第三代溶栓藥物代表，是第二代溶栓藥物——組織型纖溶酶原激活劑(tissue-type plasminogen activator, t-PA)的缺失變異體，它在t-PA分子原有結構的基礎上進行了個別功能域的刪除，而僅保留kringle Ⅱ、蛋白酶兩個功能域及N端的3個氨基酸[3]。與t-PA相比，rt-PA具有藥物半衰期長、溶栓作用強、副作用小等優點，因而引起了人們的廣泛關注[4]。從分子結構上看，rt-PA是一條由355個氨基酸殘基組成的單鏈非糖基化蛋白，相對分子質量約39×103，包含9對二硫鍵[5-6]。眾多的自由巰基使其在大腸桿菌中表達時極易發生二硫鍵的錯配，造成目標蛋白錯誤折疊，以不溶且無活性的包涵體形式存在，需要通過體外重折疊復性來恢復其天然構象[7]。

稀釋復性法是一種簡單快捷的蛋白質復性方法，也是其他各種復性方法的研究基礎。Harris等[8]最早采用稀釋復性法對rt-PA進行體外復性研究。此后，研究者們[9-10]通過向復性體系中添加還原型/氧化型谷胱甘肽(GSH/GSSG)、巰基乙醇等折疊助劑，試圖通過調節復性環境中的氧化還原電位來提高rt-PA的復性收率，但均在較低蛋白濃度下進行，難以達到工業化要求。一般而言，影響復性過程的因素眾多，且各操作條件具有一定的交互作用。針對瑞替普酶的結構特點，本文擬采用單因素實驗并結合正交實驗設計確定影響rt-PA體外復性的重要因素，并著重對高蛋白濃度條件下的復性過程進行優化，以期獲得較高活性的rt-PA，同時為其他復性方法提供基礎數據。

1 材料和方法

1.1 材料

重組rt-PA質粒載體為pET-28a，T7啟動子，含卡那霉素抗性標記，宿主菌為BL21(DE3)，由本實驗室保存。人t-PA標準品購自上海飛軒生物科技有限公司，rt-PA標準品購自德國Boehringer-Ingelheim公司，纖維蛋白原與凝血酶購自美國Sigma公司，二硫蘇糖醇(DTT)、乙二胺四乙酸(EDTA)購自阿拉丁試劑，蛋白酶抑制劑購自上海羅氏制藥有限公司，胰蛋白胨、酵母提取物、三（羥甲基）氨基甲烷(Tris)、尿素、卡那霉素、Triton X-100、還原及氧化型谷胱甘肽(GSH/GSSG)購自上海生工，其余試劑均為國產分析純。

1.2 重組rt-PA的發酵及誘導表達

將轉化了重組質粒pET-28a/rt-PA的BL21(DE3)菌株以0.1%的比例接種至5 ml LB種子培養基（含50mg·ml-1卡那霉素），于37℃搖床中200 r·min-1振搖培養12 h；然后取1%種子液轉接至150 ml 2×YT發酵培養基（含50mg·ml-1卡那霉素），繼續振搖培養至OD600約為1.0，加入0.3 mmol·L-1IPTG進行誘導，在37℃下培養6 h。并對誘導劑濃度、培養溫度和培養時間進行優化。

1.3 重組rt-PA包涵體制備及純化

發酵液于4℃下6000 r·min-1離心10 min收獲菌體，菌體經Buffer A（100 mmol·L-1Tris-HCl，100 mmol·L-1NaCl，10 mmol·L-1EDTA，pH 8.0）洗滌重懸，向每100 ml 菌懸液中加入20 mg蛋白酶抑制劑，冰浴超聲破碎14 min（超聲3 s，間隔6 s，功率350 W），4℃下8000 r·min-1離心15 min，收獲粗包涵體沉淀。沉淀經Buffer B（100 mmol·L-1Tris-HCl，150 mmol·L-1NaCl，2 mol·L-1urea，0.5% Triton X-100，1 mmol·L-1EDTA，pH 8.0）洗滌1～2次后，再經水洗1次，4℃下8000 r·min-1離心15 min，收獲的沉淀即為純化的rt-PA包涵體。

1.4 重組rt-PA包涵體的溶解及重折疊復性

將純化后包涵體按1:20（質量:體積）的比例用Buffer C （100 mmol·L-1Tris-HCl，8 mol·L-1urea，150 mmol·L-1DTT，1 mmol·L-1EDTA，pH 9.0）溶解，于磁力攪拌器上攪拌5 h后，4℃下10000 r·min-1離心30 min，透析過夜除去DTT，得到rt-PA包涵體變性液。將此變性液以一定稀釋倍數加至Buffer D （100 mmol·L-1Tris-HCl，1.5 mol·L-1urea，1 mmol·L-1GSH，0.25 mmol·L-1GSSG，1 mmol·L-1EDTA，pH 10.0）中，于25℃的搖床中120 r·min-1振蕩復性24 h，測定復性后蛋白濃度和活性。采用單因素實驗并結合正交實驗設計對rt-PA體外重折疊復性過程進行優化。

1.5 分析方法

1.5.1 蛋白濃度測定 采用SDS-PAGE[11]對蛋白表達進行分析，其中分離膠濃度為12%，濃縮膠濃度為4%。Gel Doc 2000凝膠圖像處理系統對電泳圖進行分析，確定目標蛋白含量。以牛血清白蛋白(BSA)為標準品，采用考馬斯亮藍法測定蛋白濃度[12]。

1.5.2 rt-PA活性測定 采用纖維蛋白平板溶圈法（fibrin agarose plate assay, FAPA）測定復性后rt-PA活性[9,13-14]。將0.02 g纖維蛋白原溶于5 ml生理鹽水，同時將0.083 mg凝血酶溶于1 ml生理鹽水，分別于37℃水浴加熱10 min后混勻。另將0.07 g瓊脂糖溶于7 ml生理鹽水，加熱至沸后冷卻，與纖維蛋白溶液混勻，緩慢倒入平板。待凝固后，打孔置于4℃備用。首先繪制FAPA法標準曲線，吸取不同比活的人t-PA標準品20ml滴于孔中，將加蓋的平板置于37℃培養箱溫育16 h后，用游標卡尺分別測量溶圈相互垂直的兩直徑1與2，以其乘積的對數(lg12)為縱坐標，以人t-PA單位活性的對數為橫坐標繪制標準曲線，并線性擬合得式（1），其相關系數為0.9965。

=0.2082+1.5279 (1)

待測rt-PA依上述方法操作，將測得的1與2代入式（1），即得對應的單位活性，再根據測得的蛋白濃度計算得rt-PA比活(IU·mg-1)，將測得的比活除以標準品比活定義為rt-PA的復性收率。所有實驗均重復3次，實驗結果取平均值，并計算誤差限。

1.5.3 rt-PA結構分析 以rt-PA標準品作為對照，采用熒光光譜法分析復性后rt-PA結構變化，激發波長為295 nm，發射波長記錄范圍為280～460 nm。

2 結果與討論

2.1 rt-PA的發酵條件優化

2.1.1 誘導劑濃度的確定 將種子液接種于發酵培養基中振搖培養至OD600約為1.0后，分別加入不同濃度（0.05、0.1、0.2、0.3、0.5、1 mmol·L-1）的IPTG誘導rt-PA表達，在37℃下培養6 h，收獲菌體。所得的全細胞樣品經Buffer A重懸，SDS-PAGE分析蛋白表達，對比不同誘導劑濃度對rt-PA表達量的影響，結果如圖1所示。結果表明，誘導劑IPTG濃度對rt-PA表達量影響不大，綜合蛋白表達量和誘導劑成本，確定合適的誘導劑濃度為0.2～0.3 mmol·L-1。

2.1.2 培養溫度的確定 將種子液接種于發酵培養基中搖床培養至OD600約為1.0后，加入終濃為0.3 mmol·L-1的IPTG誘導rt-PA表達，分別于不同溫度（20、25、28、30、33、37℃）下培養6 h，收獲菌體。對比不同培養溫度對蛋白表達量的影響，SDS-PAGE結果如圖2所示。結果表明，培養溫度對rt-PA的影響較顯著，低于28℃的培養溫度不利于菌體的生長和目標蛋白的積累，確定合適的培養溫度為33～37℃。

2.1.3 培養時間的確定 將種子液接種于發酵培養基中搖床培養至OD600約為1.0后，加入終濃為0.3 mmol·L-1的IPTG，于37℃搖床分別培養不同時間（1、2、3、4、5、6、7、8 h）后收獲菌體。對比不同培養時間對蛋白表達量的影響，SDS-PAGE結果如圖3所示。結果表明，當培養時間延長至3 h后，rt-PA蛋白表達量明顯提高，6 h時達到最大值，之后，隨著培養時間的延長rt-PA表達量變化不大，故確定6 h為合適的培養時間。

2.2 rt-PA包涵體的分離純化

以上述優化的誘導表達條件對rt-PA進行發酵培養，將破胞液、破胞上清與沉淀、包涵體洗滌液上清與沉淀分別用SDS-PAGE進行分析，結果見圖4。由圖可知，破胞液中表達產物主要位于39×103附近，且離心后大多集中于沉淀中，說明rt-PA主要以包涵體形式存在。經測定，每升發酵液約可獲得1.7 g粗制包涵體，其中rt-PA占45%左右（條帶3）。一般而言，粗制包涵體中除目標蛋白外，還含有核酸、脂類、脂多糖和雜蛋白等雜質，采用含EDTA、尿素、Triton X-100和NaCl的洗滌液可以在一定程度上提高目標蛋白的純度。由圖4可知，用Buffer B洗滌一次后即可除去大部分雜質，將目標蛋白純度提高到68%，而二次洗滌及水洗的效果并不明顯（條帶4～7）。另外，包涵體變性溶解后，純度將進一步提高到85%以上（條帶8）。

2.3 單因素實驗考察影響rt-PA體外復性過程的重要參數

為了將溶解后的變性蛋白最大程度地重折疊至天然構象，本文采用稀釋法對其進行體外復性，使其逐步消除變性因素，恢復生物活性。在蛋白質復性過程中，不同的目標蛋白對復性環境有特定的要求。鑒于rt-PA含有9對二硫鍵，在完全還原的狀態下，其18個自由巰基[15]理論上存在34459425種二硫鍵配對可能性，因此其體外復性過程具有巨大的挑戰性。據報道[16]，在復性體系中加入1～2 mol·L-1的尿素可以提高復性收率，且在一定程度上阻礙變性蛋白的聚集反應。另外，從工業化角度出發，復性過程通常在室溫（25℃）下進行[17]。考慮到單因素實驗具有簡單易行且直觀清晰等優點，本研究針對影響復性過程的幾個重要因素，包括復性pH、GSH濃度、GSH/GSSG比例、蛋白濃度等進行了詳細研究，旨在為后續的正交實驗設計提供合理的數據范圍。

2.3.1 rt-PA復性動力學 在蛋白質重折疊過程中，酶活總是伴隨著分子空間結構的形成而變化，然而對于富含二硫鍵蛋白而言，其采用何種方式折疊成具有活性的天然態構象的機理仍有待研究。本文首先在初始條件下（蛋白濃度100mg·ml-1，GSH濃度1 mmol·L-1，GSH/GSSG比例4，尿素濃度1.5 mol·L-1，pH 10.0，溫度25℃）對rt-PA進行稀釋復性，考察其酶活隨時間的變化，其中0～5 h期間每隔1 h取樣測定活性，而后每隔2 h取樣，結果如圖5所示。在復性初始時，去折疊多肽鏈迅速形成具有一定活性、包含二級結構甚至三級結構的折疊中間體，此后蛋白質結構緩慢調整，在分子內疏水作用力推動下進行二硫鍵的重新配對，促使更多活性中心的形成，但由于分子間疏水聚集的存在，這個過程將需要數小時來完成，表現為復性液酶活隨時間緩慢上升，24 h后基本達到平衡。

2.3.2 復性pH對rt-PA復性過程的影響 配制不同pH（pH=9.0，9.5，10.0，10.5）的Buffer D，將脫除DTT的rt-PA包涵體變性液緩慢加入其中，控制蛋白終濃度為100mg·ml-1，復性24 h。復性緩沖液pH對rt-PA稀釋復性的影響情況如圖6所示。由圖可知，當pH增加到10.0～10.5時，蛋白活性顯著提高。一般而言，堿性條件有利于二硫鍵的形成，而酸性條件有利于二硫鍵的打開。另外，由于rt-PA二硫鍵對數較多，分子結構較穩定，已經完成正確配對的蛋白分子即便處于較強的堿性條件下也不易變性失活[18]。

2.3.3 GSH濃度對rt-PA復性過程的影響 在其余組分不變的情況下，將Buffer D中的GSH濃度分別改變為0.5、1、2、4和8 mmol·L-1，復性24 h。GSH濃度對rt-PA稀釋復性的影響情況如圖7所示。由圖可知，當GSH濃度為0.5～2 mol·L-1時，復性收率較高；特別地，當GSH濃度為1 mmol·L-1時復性收率近50%，可見一定濃度范圍的GSH對富含二硫鍵蛋白質的正確折疊至關重要。復性過程中，GSH起著催化二硫鍵異構的作用，可促進二硫鍵重排，然而過高的GSH濃度往往導致二硫鍵氧化形成速率減慢，最終降低復性效率[19]。

2.3.4 GSH/GSSG比例對rt-PA復性過程的影響

將Buffer D中GSH/GSSG比例分別調節為1、2、4、8和16，其他條件不變，復性24 h。GSH/GSSG比例對rt-PA稀釋復性的影響如圖8所示。由圖可知，當GSH/GSSG比例位于4～16這一較寬的范圍內時，復性后蛋白活性均較高，并在比例為8時達到最大值。這是因為，富含二硫鍵的蛋白對復性體系中的氧化還原環境要求更為苛刻。GSH/GSSG比例越高，復性體系的還原能力就越強，但過高的比例不僅不利于二硫鍵形成，且會減慢二硫鍵的形成速率；相反，GSH/GSSG比例越低，復性體系的氧化能力就越強，二硫鍵形成速率和蛋白質折疊速率都會加快，但過低的比例將導致二硫鍵錯配概率增加，造成沒有活性的蛋白和聚集體的增多，此外強氧化性環境也不利于錯配二硫鍵進行異構以形成有活性的蛋白質[20]。在上述優化條件下，復性后rt-PA的比活與活性收率可分別達到2.94×105IU·mg-1和50.7%，比優化前提高了67%[9]。

2.3.5 蛋白濃度對rt-PA稀釋復性的影響 將rt-PA包涵體變性液（初始蛋白濃度2 mg·ml-1）按不同稀釋倍數加至Buffer D中，使終濃度分別為50、100、300、500、800、1000和1500mg·ml-1，復性24 h。不同蛋白濃度對復性的影響情況如圖9所示。由圖可知，當蛋白濃度為50mg·ml-1時，復性收率可達87.2%，而隨著蛋白濃度的增加，活性呈現迅速下降趨勢。當蛋白濃度提高到800mg·ml-1時，復性樣品的活性收率僅為8.6%。這主要是因為隨著蛋白折疊的進行，折疊中間體往往會暴露出大量疏水殘基，在分子運動的驅使下相互聚集形成沉淀，從而喪失了生物活性，而蛋白濃度的升高加劇了蛋白質聚集程度，因此必須將復性過程蛋白濃度控制在較低水平[21]。但是，過低的蛋白濃度又會造成復性液的大量消耗，增加活性蛋白回收的難度。

2.4 利用正交實驗設計考察高蛋白濃度下的rt-PA復性效果

為縮短復性后蛋白的純化流程，降低生產成本，更好地適應工業化的需求，在初步確定了復性液pH、GSH濃度以及GSH/GSSG比例為復性過程中關鍵因素的情況下，本文進一步設計了3因素3水平的正交實驗[22]，對高蛋白濃度(800mg·ml-1)下的復性過程進行了研究。其中，3因素分別為復性液pH(A)、GSH濃度(B)以及GSH/GSSG比例(C)，具體見表1。

表1 rt-PA復性過程正交實驗設計因素與水平Table 1 Factors and levels of orthogonal experimental design in rt-PA refolding

為了避免由于局部蛋白濃度過高引發的聚集沉淀，本研究采用流加操作[23]，室溫下用恒流泵以0.5 ml·min-1的流速將待復性樣品連續流加至復性緩沖液中，同時緩慢攪拌，使變性蛋白濃度始終維持在較低水平，從而減弱了蛋白間的疏水作用，降低了聚集體生成的可能性，提高了復性效率。以復性后酶液比活為指標，采用直觀分析方法分析實驗結果，優化篩選出各關鍵因素的最佳水平，以提高高蛋白濃度下的復性效果。將包涵體變性液分別加入按表1所配制的不同復性緩沖液中，使蛋白終濃度控制在800mg·ml-1，流加結束后置于25℃搖床中振蕩復性24 h，測定復性后蛋白活性，結果匯總于表2中。

表2 rt-PA復性過程正交實驗設計直觀分析Table 2 Intuitive analysis of orthogonal experimental design in rt-PA refolding

直觀分析結果表明，各復性條件的最佳組合為A3B3C2，即復性液pH為10.5，GSH濃度為2 mmol·L-1，GSH/GSSG比例為8；極差大小為A>B>C，說明各影響因素的主次順序為pH>GSH濃度> GSH/GSSG比例。復性后rt-PA比活為7.54×104IU·mg-1，復性收率從優化前的8.6%提高到13.0%。方差分析結果見表3。由表3可知，因素A（復性液pH）是rt-PA體外復性過程的關鍵因素，因素B（GSH濃度）也具有一定的影響，相比之下，因素C（GSH/GSSG比例）并非顯著因素。這說明在高蛋白濃度下，復性液pH對rt-PA復性效果的影響要高于氧化還原電勢的影響。另外，對800mg·ml-1初始蛋白濃度而言，合適的復性液pH和GSH濃度均略高于低蛋白濃度下的水平，說明高濃度蛋白的重折疊復性需要更為嚴苛的條件，適當提高pH與氧化還原對濃度更有利于rt-PA分子中二硫鍵的正確形成，同時降低分子間的疏水作用，提高復性收率。

表3 rt-PA復性過程正交實驗設計方差分析Table 3 Variance analysis of orthogonal experimental design in rt-PA refolding

2.5 復性rt-PA的熒光光譜分析

蛋白質的熒光光譜能提供rt-PA中色氨酸殘基周圍微環境的變化信息，從而反映其復性過程中結構上的變化。當rt-PA分子在295 nm處被激發時，得到的即為色氨酸的發射光譜，變性及復性后的rt-PA熒光光譜分析結果如圖10所示。在體外復性過程中，當變性的rt-PA重折疊為天然態時，裸露于溶液中的色氨酸殘基逐漸包埋于分子內部疏水區域，其所處的微環境極性降低，從而引起最大發射波長max向短波長移動，熒光強度減弱。由圖10可知，變性rt-PA的max為352 nm，而復性后rt-PA的max為340 nm，與天然態rt-PA一致，說明復性后的rt-PA已形成了正確的二硫鍵配對，恢復其天然態構象。

3 結 論

本文對重組瑞替普酶(rt-PA)包涵體的制備及體外復性過程進行了較為詳盡的研究，確定了最優的表達條件以及影響rt-PA體外復性過程的重要參數，并通過正交實驗設計對高濃度下rt-PA的體外復性過程進行了優化。本文研究結果表明，通過對復性過程的優化，采用稀釋復性法處理如rt-PA等富含二硫鍵的蛋白是切實可行的，并且可以獲得較高的比活，而高蛋白濃度下體外復性由于折疊過程中大量疏水基團的暴露導致產生大量的聚集沉淀，不可避免地面臨收率降低的問題。在工業生產過程中，可適當提高pH與氧化還原對濃度，來獲得相對較高的復性收率。此外，rt-PA復性收率的進一步提高仍需要進行后續復性方法的探索和深入研究。

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Preparation of recombinant reteplase inclusion bodies inand its refolding

WANG Junxiong, GUAN Yixin, YAO Shanjing

(College of Chemical and Biological Engineering, Zhejiang University, Hangzhou 310027, Zhejiang, China)

The vector with the gene of recombinant reteplase (rt-PA) was cloned intoBL21(DE3) cells. Over-expression of rt-PA as inclusion bodies was obtained, and renaturation of rt-PAwas investigated. Firstly, single factor experiments were conducted to optimize refolding conditions, including refolding buffer pH, GSH concentration, ratio of GSH to GSSG, rt-PA concentration. On this basis, high concentration protein refolding was further investigated by orthogonal experimental design. Fermentation broth with 1.7 g crude inclusion bodies per liter was obtained after using 0.2 mmol·L-1IPTG as inducer and culturing at 33℃ for 6 h. The refolding yield of rt-PA was up to 87.2% under optimal condition: 50mg·ml-1denatured rt-PA, pH 10.0, 1 mmol·L-1GSH and ratio of GSH to GSSG 8. The key factors affecting refolding of high concentration protein were initial pH and GSH concentration, and specific bioactivity of rt-PA could reach 7.54×104IU·mg-1after refolding at protein concentration of 800mg·ml-1. Fluorescence spectra indicated that structural conformation of refolded reteplase was identical with its native state.

bio-separation; protein refolding; disulfide bond; orthogonal experimental design; reteplase

2014-07-29.

GUAN Yixin, guanyx@zju.edu.cn

10. 11949/j.issn.0438-1157.20141141

TQ 028.8

A

0438—1157（2015）02—0709—08

國家自然科學基金項目（21036005）。

2014-07-29收到初稿，2014-10-08收到修改稿。

聯系人：關怡新。第一作者：王俊雄（1989—），男，碩士研究生。

supported by the National Natural Science Foundation of China(21036005).