蕹菜過氧化物酶的分離純化及理化性質

王紅揚，王 潔，李 星，唐云明*

（西南大學生命科學學院，重慶市甘薯工程研究中心，三峽庫區生態環境教育部重點實驗室，重慶 400715）

蕹菜過氧化物酶的分離純化及理化性質

王紅揚，王 潔，李 星，唐云明*

（西南大學生命科學學院，重慶市甘薯工程研究中心，三峽庫區生態環境教育部重點實驗室，重慶 400715）

新鮮蕹菜經硫酸銨分級沉淀、DEAE-Sepharose離子交換層析和Superdex-200凝膠過濾層析后獲得電泳純的過氧化物酶（peroxidase，POD），該酶的比活力、回收率、純化倍數和產率分別為35 972.96 U/mg、12.21%、168.48和211.07 U/g。該酶的亞基分子質量為42.7 kD，最適溫度為40 ℃，最適pH值為 6，并且在20～50 ℃及pH 5～8的范圍內具有良好的穩定性。以不同濃度的H2O2為底物，測得該酶的Km值為18.32 mmol/L。NaCl、尿素（Urea）、Zn2+、Mg2+對該酶都具有較強的激活作用，十二烷基硫酸鈉（sodium dodecyl sulfate，SDS）、硫氰化鉀（potassium thiocyanate，KSCN）、抗壞血酸（ascorbic acid，AsA）、Ba2+、Mn2+、Fe2+、甲醇、乙醇、正丁醇和異丙醇對蕹菜POD活力均有抑制作用，其中抗壞血酸對POD有極強的抑制作用，當濃度為0.01 mol/L時，酶活力接近于0。

蕹菜；過氧化物酶；分離純化；酶活力

過氧化物酶（peroxidase，POD）是一類在生物體內普遍存在的、由單一肽鏈和鐵卟啉組成的血紅蛋白類氧化酶，它催化由H2O2參與的氧化反應，例如參與胺類和酚類化合物的氧化反應。POD在生物體內發揮多種重要功能，例如參與分解吲哚乙酸［1］、合成木質素［2］和植物體內防御反應［3］。當今，該酶不僅被廣泛用于免疫印跡［4］、酶聯反應［5］和電鏡技術［6］等生物學研究，而且在污水處理［7］、生物傳感器［8］等領域發揮重要作用。

目前，該酶商品化生產的主要原料是辣根，但是辣根生長條件嚴格，我國種植量少，主要靠進口，因此價格昂貴。目前雖然已有從韭菜［9］、枇杷［10］、蓮藕［11］、甘薯葉［12］、荔枝果皮［13］、苦瓜［14］等植物中分離純化該酶的相關報道，但是從廉價來源的植物中篩選出富含POD的樣品，并希望在大規模工業生產中提高產量、降低成本的研究迄今鮮有報道。蕹菜，又稱空心菜（Ipomoea aquatica Forsk.），不但在我國華南、華中、華東和西南各地普遍栽種，而且相對于其他植物，例如韭菜、芒果、洋蔥、苦瓜等，可持續收割、價格低廉、畝產高達5 000 kg，是生產廉價POD的理想材料。因此，本實驗以蕹菜為材料對POD進行分離純化并且對其部分性質進行研究，為POD的生產提供新的原料和方法，同時為其應用于食品工業、環境保護及生物醫學領域提供參考。

1　材料與方法

1.1材料與試劑

新鮮蕹菜購于重慶市北碚區文星灣永輝超市。

DEAE-Sepharose、Superdex-200、分子排阻層析標準樣品、十二烷基硫酸鈉-聚丙烯酰胺凝膠電泳（sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gelelectrophoresis，SDSPAGE）蛋白標準品 美國GE公司；Tris 香港Farco公司；丙烯酰胺、甲叉雙丙烯酰胺 美國Fluka公司；其他試劑均為國產分析純。

1.2儀器與設備

AKTA prime plus蛋白質純化系統 美國GE公司；冷凍干燥儀 德國Uni Equip公司；Milli-Q plus超純水儀美國Millipore公司；垂直板電泳槽和電泳儀 美國Bio-Rad公司；UV-2550型分光光度計 日本島津公司；GL-21M高速冷凍離心機 湖南湘儀公司；精密電子天平、SevenEasy精密pH計 瑞士Mettler-Toledo公司。

1.3方法

1.3.1粗酶液的提取

取新鮮蕹菜，洗凈晾干后稱質量，按照1：3（m/V）的比例加入預冷的0.05 mol/L pH 7.5的磷酸鹽緩沖液，勻漿后于4 ℃靜置抽提3 h。4 ℃、10 000 r/min離心兩次，每次30 min，收集上清液，得到粗酶液。

1.3.2硫酸銨分級沉淀

在攪拌的同時向粗酶液中緩慢加入研磨后的干燥硫酸銨到20%飽和度，4 ℃條件下鹽析2 h，12 000 r/min離心30 min收集上清液；再向所得上清液緩慢加入硫酸銨至60%飽和度，4 ℃條件下鹽析2 h，12 000 r/min離心30 min后向沉淀中加入提取緩沖液使沉淀充分溶解；4 ℃透析除鹽過夜，即可得到初步純化的POD酶液。

1.3.3DEAE-Sepharose層析

經0.05 mol/L磷酸鹽緩沖液平衡柱子后，取10 mL粗酶液上柱，用0～1 mol/L NaCl（pH7.5的磷酸鹽緩沖液配制）進行線性梯度洗脫，流速設定為0.5 mL/min，每管收集4 mL；測定各管蛋白質含量及其酶活性，收集活性相對較高的酶液，經透析脫鹽后，冷凍干燥保存。

1.3.4Superdex-200層析

1.3.3節所得的凍干酶用提取緩沖液溶解，取5 mL上樣于Superdex-200層析柱，用提取緩沖液洗脫，流速為0.5 mL/min，每管收集4 mL，測定各管蛋白質含量及其酶活性，收集活性相對較高的酶液，透析脫鹽后，冷凍干燥后于-20 ℃條件下保存。

1.3.5POD活力的測定

參考Chen等［15］的方法。反應體系為3 mL，包括2.775 mL 50 mmol/L磷酸鹽緩沖液（pH 7.0）、0.1 mL 1% H2O2、0.1 mL 4%愈創木酚和0.025 mL酶液。操作過程如下：在加入底物和緩沖液后，再加入0.025 mL酶液并混勻，在25 ℃條件下記錄2 min內每分鐘光密度（OD470nm）值的變化值。以測定條件下每分鐘光密度值變化0.01所需要的酶量為一個酶活力單位（U）。

1.3.6蕹菜POD純度鑒定與分子質量測定［16］207-223

采用SDS-PAGE進行純度鑒定，其中分離膠為12%，濃縮膠為5%，加樣量為20 μL。經SDS-PAGE和凝膠過濾層析分別測定該酶亞基分子質量與全分子質量。

1.3.7蛋白質濃度的測定

分別用紫外分光光度法與Bradford法［16］171-176測定。

1.3.8蕹菜POD性質的研究

1.3.8.1最適溫度和熱穩定性的測定

分別在不同溫度（20～80 ℃，相差5 ℃）下測定酶活力，確定最適溫度，在此條件下酶活力為100%；將酶液放置于不同溫度（20～70 ℃，相差10 ℃）下保存，每隔1 h測定相對酶活力（以25 ℃條件下的酶活力為100%）。

1.3.8.2最適pH值和pH值穩定性的測定

在pH 3～8條件下測定酶的活力，以確定最適pH值（酶活力為100%）；將酶液放置于pH 3～8條件下保存，每隔1 h測定酶活力（以pH 7.0時測得的酶活力作為100%）。

1.3.8.3米氏常數（Km）的測定

以不同濃度的H2O2（10～50 mmol/L）為底物，在酶活力測定條件下（25 ℃、pH 7.0），測得蕹菜POD的酶活力。采用雙倒數作圖（Lineweaver-Burk）法［17］233-234求得該酶的Km值。

1.3.8.4有機溶劑對POD活性的影響

分別將甲醇、乙醇、正丁醇、異丙醇4 種有機溶劑與緩沖液混合，混合后體積分數分別為10%、20%、30%、40%、50%、60%，之后再與酶液混合，25 ℃條件下作用30 min，加入底物后，測定酶活力（以不加有機溶劑的酶活力為100%）。

1.3.8.5部分化合物對POD活性的影響

分用將NaCl、抗壞血酸（ascorbic acid，AsA）、SDS、硫氰化鉀（potassium thiocyanate，KSCN）、尿素（Urea）5 種化合物配制成100 mmol/L母液，再按相應比例分別與緩沖液及酶液混合（終濃度分別達到為10、20、30、40、50 mmol/L），置于25 ℃條件下作用30 min，之后再加底物測定POD活力（以不加化合物時的酶活力為100%）。

1.3.8.6部分金屬離子對POD活性的影響

在酶活力測定體系中加入一定的0.1 mol/L金屬離子，得到不同終濃度的金屬離子（0.01～0.05 mol/L）體系，隨后加入0.025 mL酶液，置于25 ℃條件下作用30 min，加入底物，測定酶活力（以不加金屬離子的酶活力為100%）。

2　結果與分析

2.1蕹菜POD的分離純化結果

圖1　蕹菜POD的DEAE-Sepharose層析圖Fig.1 DEAE-Sepharose chromatography of POD from Ipomoea aquatica Forsk.

圖2　蕹菜POD的Superdex-200層析圖Fig.2 Superdex-200 chromatography of POD from Ipomoea aquatica Forsk.

表1　蕹菜POD的分離純化效果Table1 Isolation and purification of POD from Ipomoea aquatica Forsk.

蕹菜POD粗酶液經DEAE-Sepharose層析后，結果如圖1所示，蛋白質含量最高的是第11管，而酶活力最高的是第18管，通過該步驟有效地去除了雜蛋白，純化了目的蛋白。經DEAE-Sepharose層析所得樣品通過Superdex-200分子排阻層析，結果如圖2所示，蛋白質含量較高的是第22和第47管，而酶活力最高的是第34管，目的蛋白與雜蛋白得到有效分離。經SDS-PAGE為單一條帶（圖3），說明該酶達到了電泳純。該酶的分離純化結果見表1，蕹菜POD的純化倍數為168.48，回收率為12.21%，比活力為35 972.96 U/mg，產率為211.07 U/g。

2.2蕹菜POD分子質量測定結果

SDS-PAGE測得該酶的亞基分子質量為42.7 kD（圖3），經Superdex-200凝膠過濾層析測得該酶的全分子質量約為43 kD，由此可以判定蕹菜POD由單一亞基構成。

圖3　蕹菜POD的SDS-PAGGEE圖Fig.3 SDS-PAGE of purified POD from Ipomoea aquatica Forsk.

2.3蕹菜POD的理化性質

2.3.1最適溫度和熱穩定性

圖4　溫度對蕹菜POD活力的影響Fig.4 Effect of temperature on the activity of POD from Ipomoea aquatica Forsk.

圖5　蕹菜POD的熱穩定性Fig.5 Effect of temperature on the stability of POD from Ipomoea aquatica Forsk.

由圖4可知，蕹菜POD的最適反應溫度為40 ℃。由圖5可知，蕹菜POD在20～50 ℃之間具有很好的熱穩定性，其中在50 ℃條件下保溫5 h后相對酶活力仍可達到82%；但是在溫度高于60 ℃后，熱穩定性迅速降低，相對酶活力喪失高達60%以上，之后維持在低酶活性狀態。

2.3.2最適pH值和pH值穩定性

圖6　pH值對蕹菜POD活力的影響Fig. 6 Effect of pH on the activity of POD from Ipomoea aquatica Forsk.

圖7　蕹菜POD的pH值穩定性Fig.7 pH Stability of POD from Ipomoea aquatica Forsk.

實驗結果表明，蕹菜POD的最適pH值為6（圖6），在pH 5～7范圍內均能保持90%以上活性；蕹菜POD在pH 5～8范圍內穩定性良好，保持5 h后相對酶活力還接近90%。但是，當pH值低于4以后，保持1 h，相對酶活力即降低至50%以下，并且隨著時間延長，酶活力持續緩慢降低（圖7）。

2.3.3蕹菜POD米氏常數（Km）的測定結果

在POD活性測定系統中，用蕹菜POD催化不同濃度（0.02～0.1 mol/L）的過氧化氫與愈創木酚的反應，測定蕹菜POD活力。以雙倒數作圖法求得蕹菜POD的Km值為18.32 mmol/L（圖8），其中v表示酶促反應速率。

圖8　雙倒數法測定蕹菜POD的米氏常數Fig.8 Determination of Kmof POD from Ipomoea aquatica Forsk. by Lineweaver-Burk plot

2.3.4有機溶劑對蕹菜POD活性的影響

圖9　甲醇、乙醇、正丁醇、異丙醇對蕹菜POD活力的影響Fig.9 Effects of methanol， ethanol， isopropyl alcohol and n-butyl alcohol on the activity of POD from Ipomoea aquatica Forsk.

由圖9可知，甲醇、乙醇、正丁醇和異丙醇這4種有機溶劑對蕹菜POD活力均有抑制作用，并且隨著有機溶劑濃度的增大，抑制作用不斷增強。其中正丁醇和異丙醇抑制作用較為顯著，乙醇和甲醇抑制作用相對較弱。

2.3.5不同化合物對蕹菜POD活性的影響

圖10　不同化合物對蕹菜POD活力的影響Fig.10 Effects of various compounds on the activity of POD from Ipomoea aquatica Forsk.

由圖10可知，NaCl、Urea對POD有非常輕微的激活作用，最大激活相對酶活力到106%；SDS、KSCN對POD均有較強的抑制作用，其中當SDS濃度為0.05 mol/L時，相對酶活力不到46%；AsA對POD則有極強的抑制作用，其中當濃度僅為0.01 mol/L時，酶活力就被完全抑制。

2.3.6不同金屬離子對蕹菜POD活性的影響

圖11　不同金屬離子對蕹菜POD活力的影響Fig.11 Effects of metal ions on the activity of POD from Ipomoea aquatica Forsk.

由圖11可知，Zn2+、Mg2+對蕹菜葉POD明顯的激活作用，并且隨著濃度的增加，激活作用明顯增強，其中Zn2+最大可以使其達到初始酶活力的211%；Ba2+對蕹菜POD有輕微的抑制作用；Mn2+、Fe2+對蕹菜POD則具有明顯的抑制作用，尤為明顯的是Fe2+在0.01 mol/L時，相對酶活力只剩下23%，0.02 mol/L時POD幾乎完全抑制；K+、Ca2+對蕹菜POD作用不明顯。

3　討 論

與從其他植物中分離純化的POD相比較，本實驗研究的蕹菜POD具有以下特點：首先，在我國華南、華中、華東和西南各地普遍栽種，分布范圍廣分布范圍廣、產量高，能能為大規模工業化生產提供充足原料；其次，材料酶含量高，分離純化步驟簡單，比活力、純化倍數和單位產量均相對較高，分別達到35 972.96 U/mg、168.48和211.07 U/g。

蕹菜POD最適溫度為40℃，與女貞果實［18］、蓮藕［11］、荔枝果皮［13］的POD最適溫度接近，低于甘薯葉POD的60 ℃［12］和棕櫚葉的55 ℃［19］。在20～40 ℃均有很高的穩定性，但是當溫度過高時，活性中心遭到破壞，從而酶與底物結合效率下降，酶活性降低。該酶的最適pH值為6，與辣根［20］相同，在pH 5～8范圍內穩定性較好，保溫5 h其相對酶活力均保持在90%以上，耐受范圍廣泛，在低pH值條件下，POD失去活性中心必需的亞鐵原卟啉，從而活性降低。大多數植物的過氧化物酶分子質量在30～70 kD范圍內，該酶的亞基分子質量為42.7 kD，與蓮藕的41.5 kD［11］、紅薯的42 kD［21］、苦瓜的43 kD［22］來源的POD相近，低于木瓜的69.4 kD［23］，高于枇杷果肉的22.6 kD［10］，具有一定的物種差異性。同時采用愈創木酚為底物，該酶的Km值為18.32 mmol/L，低于豆殼的0.41 mmol/L［24］、紅甜菜的98.61 mmol/L［25］和甘薯葉的291 mmol/L［12］，具有較高的底物親和力。

常見的有機溶劑、化合物、金屬離子對POD的活性均有不同程度的影響，這是POD的結構特點決定的。Halpin等［26］研究表明，鐵離子是POD活性中心的必需成分，即POD是由單一肽鏈與卟啉構成的血紅素蛋白，脫輔基蛋白分子必須與血紅素結合才能構成全酶。甲醇、乙醇、異丙醇和正丁醇對該酶均有抑制作用，主要是由于隨著有機溶劑濃度的不斷增加，破壞了由氫鍵、疏水鍵和范德華力構成的極性水化層，POD空間結構發生改變，從而使酶活性降低。KSCN、SDS、AsA對該酶都有顯著的抑制作用，SDS作為一種常見變性劑，能夠破壞蛋白酶分子中的氫鍵和疏水作用，使分子去折疊，破壞空間構象，從而導致酶活力下降［17］378-380。而KSCN和AsA均能破壞血紅素亞基，從而使該酶失活［27］。金屬離子對蕹菜POD活性的影響差異較大，其中Zn2+、Mg2+對蕹菜POD有明顯的激活作用，并且隨著濃度的增加，激活作用明顯增強；Mn2+、Fe2+對蕹菜POD則具有明顯的抑制作用，尤為明顯的是Fe2+在0.01 mol/L時，相對酶活力只剩下23%，而當Fe2+濃度達到0.02 mol/L時幾乎完全抑制；K+、Ca2+對蕹菜POD作用不明顯。

［1］ ZHENG X， van HUYSTEE R B. Oxidation of tyrosine by peroxidase isozymes derived from peanut suspension culture medium and by isolated cell walls［J］. Plant Cell， Tissue and Organ Culture， 1991，25（1）: 35-44.

［2］ CHRISTENSEN J H， BAUW G， WELINDER K G， et al. Purification and characterization of peroxidases correlated with lignification in poplar xylem［J］. Plant Physiology， 1998， 118（1）: 125-135.

［3］ PASSARDI F， PENEL C， DUNAND C. Performing the paradoxical: how plant peroxidases modify the cell wall［J］. Trends in Plant Science，2004， 9（11）: 534-540.

［4］ 丁薪源， 建康. 果蔬過氧化物酶酶學特性研究進展［J］. 食品科技，2012， 37（10）: 62-66.

［5］ 李宗妍， 曹立民， 林洪， 等. 水產品中恩諾沙星殘留的一步法酶聯免疫檢測研究［J］. 食品科學， 2009， 30（10）: 231-235.

［6］ 鐘薇， 秦培勇， 劉長霞， 等. 辣根過氧化物酶修飾電極的電化學研究［J］.北京化工大學學報: 自然科學版， 2009， 36（2）: 18-22.

［7］ la ROTTA C E， BON E P. 4-Chlorophenol degradation by chloroperoxidase from Caldariomyces fumago: formation of insoluble products［J］. Applied Biochemistry and Biotechnology， 2002， 98（3）: 191-204.

［8］ 馮東， 李雪梅， 王丙蓮， 等. 用辣根過氧化物酶生物傳感器測定啤酒中的過氧化氫［J］. 釀酒科技， 2011（12）: 37-39.

［9］ 敬海明， 鄧玉， 成麗麗， 等. 韭菜過氧化物酶的分離純化及性質［J］.食品科學， 2012， 33（15）: 226-230.

［10］ 林建城， 吳智雄， 彭在勤. 枇杷果肉過氧化物酶的分離純化及其性質研究［J］. 四川農業大學學報， 2007， 25（4）: 419-424.

［11］ 闕瑞琦， 張麗麗， 郭小路， 等. 蓮藕過氧化物酶的分離純化及性質研究［J］. 西南大學學報: 自然科學版， 2007， 29（12）: 63-67.

［12］ 付偉麗， 唐靚婷， 王松， 等. 甘薯葉過氧化物酶的分離純化及其部分性質研究［J］. 食品科學， 2010， 31（7）: 223-227.

［13］ 龐學群， 段學武， 張昭其， 等. 荔枝果皮過氧化物酶的純化及部分酶學性質的研究［J］. 熱帶亞熱帶植物學報， 2004， 12（5）: 449-454.

［14］ 劉金磊， 蘇濤， 李典鵬， 等. 苦瓜過氧化物酶的提取分離及性質測定［J］.廣西科學， 2007， 14（4）: 407-410.

［15］ CHEN Y Z， WANG Y R. A study on peroxidase in litchi pericarp［J］. Acta Botanica Austro Sinica， 1989（5）: 47-52.

［16］ 李建武， 余瑞元. 生物化學實驗原理和方法［M］. 北京: 北京大學出版社， 1994: 171-176； 207-223.

［17］ 王鏡巖， 朱圣庚， 徐長法. 生物化學［M］. 北京: 高等教育出版社，2002: 233-234； 378-380.

［18］ 王瑧， 廖祥儒， 張建國， 等. 女貞果實過氧化物酶的純化及熱穩定性研究［J］. 河北農業大學學報， 2007， 30（5）: 23-27.

［19］ ABURRAHMAN M A， MOHAMMAD A I. Purification and characterization of membrane-bound peroxidase from date palm leaves（Phoenix dactylifera L.）［J］. Saudi Journal of Biological Sciences，2011， 18（3）: 293-298.

［20］ MOHAMED S A， ABULNAJA K O， ADS A S， et al. Characterisation of an anionic peroxidase from horseradish cv. Balady［J］. Food Chemistry， 2011， 128（3）: 725-730.

［21］ ANNETTE R， MICHAEL A， GERDEMANN C， et al. Purification，cloning and characterization of a novel peroxidase isozyme from sweet potatoes （Ipomoea batatas）［J］. Biochimica et Biophysica Acta， 2007，1774（11）: 1422-1430.

［22］ FATIMA A， HUSAIN Q. A role of glycosyl moieties in the stabilization of bitter gourd （Momordica charantia） peroxidase［J］. International Journal of Biological Macromolecules， 2007， 41（1）: 56-63.

［23］ CHEN Lichun， CHUNG Yunchin， CHANG Chentien. Characterisation of an acidic peroxidase from papaya （Carica papaya L. cv Tainung No. 2） latex and its application in the determination of micromolar hydrogen peroxide in milk［J］. Food Chemistry， 2012， 35（4）: 2529-2535.

［24］ 趙楊. 豆殼過氧化物酶的分離純化、酶學性質及固定化研究［D］. 長春: 長春工業大學， 2011.

［25］ RUDRAPPA T， LAKSHMANAN V， KAUNAIN R， et al. Purification and characterization of an intracellular peroxidase from genetically transformed roots of red beet （Beta vulgaris L.）［J］. Food Chemistry，2007， 105（3）: 1312-1320.

［26］ HALPIN B， PRESSEY R， JEN J， et al. Purification and characterization of peroxidase isoenzymes from green peas （Pisum sativum）［J］. Journal of Food Science， 1989， 54（3）: 644-649.

［27］ POPP J L， KALYANARAMAN B， KIRK T K. Lignin peroxidase oxidation of Mn2+in the presence of veratryl alcohol， malonic or oxalic acid， and oxygen［J］. Biochemistry， 1990， 29（46）: 10475-10480.

Isolation， Purification and Characterization of Peroxidase from Ipomoea aquatica Forsk.

WANG Hongyang， WANG Jie， LI Xing， TANG Yunming*
（Key Laboratory of Eco-environments in Three Gorges Reservoir Region， Ministry of Education， Chongqing Sweet-potato Engineering Research Center， School of Life Science， Southwest University， Chongqing 400715， China）

Electrophoresis-purity peroxidase （POD） was extracted and purified from Ipomoea aquatica Forsk. through ammonium sulfate precipitation， DEAE-Sepharose and Superdex-200 chromatography. The specific activity of the purified peroxidase was 35 972.96 U/mg and the yield was 211.07 U/g with a recovery rate of 12.21% and a purification fold of 168.48. Its molecular mass was around 42.7 kD as determined by sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis（SDS-PAGE）. Besides， the POD with the optimal temperature and pH of 40 ℃ and 6， respectively， was relatively stable in the temperature range of 20-50 ℃ and pH range of 5-8. This enzyme showed a Kmvalue of 18.32 mmol/L towards the substrate hydrogen peroxide. In addition， the POD was found to be activated by NaCl， urea， Zn2+and Mg2+but inhibited by SDS， KSCN， ascorbic acid （AsA）， Ba2+， Mn2+， Fe2+， methanol， ethanol， n-butyl alcohol and isopropanol， and completely inactivated by 0.01 mmol/L AsA.

Ipomoea aquatica Forsk.； peroxidase； isolation and purification； enzyme activity

Q946.5

A

1002-6630（2015）03-0166-05

10.7506/spkx1002-6630-201503032

2014-03-02

重慶市科委重點攻關項目（CSTC2011AB1027）

王紅揚（1987—），男，碩士研究生，主要從事蛋白質與酶工程研究。E-mail：wanghongyang123@hotmail.com

唐云明（1960—），男，教授，博士，主要從事蛋白質與酶工程研究。E-mail：tbright@swu.edu.cn