發菜總RNA提取方法的比較與優化

楊佳等

摘要：發菜是一種具有豐富膠質鞘、色素、多糖的陸生藍藻。采用Omega RNA提取試劑盒、Trizol RNA提取法、天根試劑盒及優化后的Omega RNA提取試劑盒、Trizol法、天根試劑盒法從發菜藻體中提取RNA，并用核酸濃度測定儀和瓊脂糖凝膠電泳檢測提取的總RNA質量。結果表明，優化前后的Trizol法均無法提取到發菜總RNA；利用Omega試劑盒獲得發菜總RNA已降解；利用天根試劑盒可獲得發菜總RNA，進一步改進和優化天根試劑盒的提取程序，獲得的發菜總RNA 23S、16S條帶清晰，D260 nm/D280 nm、D260 nm/D230 nm分別為2.06、2.08。研究結果為深入開展發菜轉錄組研究奠定了基礎。

關鍵詞：發菜；總RNA；提取；方法優化

中圖分類號：Q781文獻標志碼：A文章編號：1002-1302（2015）09-0058-03

收稿日期：2014-08-22

基金項目：國家自然科學基金（編號：31360054）。

簡介作者：楊佳（1988—），女，山東菏澤人，碩士研究生，主要從事資源植物學方面的研究。E-mail：yangjia713@126.com。

通信作者：梁文裕，博士，教授，主要從事植物資源及植物分子生物學的研究。E-mail：liangwy2009@163.com。生物體性狀和對外界環境的響應歸根到底是由基因調控的，基因調控主要涉及到核酸、蛋白質等生物分子，高質量RNA是進行基因表達分析的基礎。細胞內RNA分子多樣性和易被降解的特性決定了RNA提取過程的復雜性[1]，RNA酶高穩定性是造成RNA分離困難的主要原因。RNA提取過程中出現的RNA酶有2種來源：外源性RNA酶和內源性RNA酶。外源RNA來自RNA制備過程中用到的玻璃和塑料制品、研究人員本身以及分離過程中用到的試劑或溶液，但這些外源性RNA酶可以通過RNA酶抑制劑處理或使用RNA研究的專用試劑等措施來解決[2-4]。而內源性RNA酶存在于材料本身，如材料的不新鮮會降低RNA的產量，破碎細胞內含物常與RNA形成難溶的物質（多糖類等）導致RNA分離困難[5-6]，因此，諸多因素會直接影響RNA的提取效果，增加RNA的提取難度。

發菜（Nostoc flagelliforme）是一種陸生固氮藍藻，生長在干旱-半干旱荒漠草原地區，具有獨特的抗干旱、高溫、高光照度、紫外線等非生物脅迫的特性[7]。RNA提取是探索發菜抗逆差異基因表達或轉錄組研究的重要基礎，但由于發菜藻體被較厚的膠質鞘包被，對發菜藻體和細胞的破碎存在一定難度，同時發菜藻體富含的多糖、色素、蛋白質等會以不同方式干擾RNA的提取，從而加大了發菜藻體RNA提取的難度。目前，國內尚無發菜高質量RNA提取的相關報道，找到適合提取發菜總RNA的方法具有重要意義。本研究對3種發菜藻體RNA的提取方法進行比較和優化，篩選出最適合發菜RNA的提取方法，為從抗逆差異基因表達或轉錄組角度研究發菜耐干旱、抗紫外輻射等機理奠定重要基礎。

1材料與方法

1.1材料

野生新鮮發菜采自寧夏賀蘭山發菜自然生長地。

1.2發菜藻體總RNA的提取及優化

1.2.1Omega試劑盒法提取發菜藻體總RNA將研磨充分的發菜藻體粉末轉入Buffer RCL中（含β-巰基乙醇），迅速渦旋振蕩，使材料充分裂解，按Omega公司E.Z.N.A.TM Plant RNA Kit試劑盒說明書中的E.Z.N.A.TM Plant RNA Protocol Ⅱ進行試驗。

1.2.2Trizol法提取發菜藻體總RNA按照TRIzol Reagent說明書進行發菜藻體RNA的提取。

1.2.3天根試劑盒法提取發菜RNA將充分研磨至粉末的發菜藻體迅速轉移至裂解液SL（含β-巰基乙醇）中，立即渦旋劇烈振蕩混勻，按天根公司RNAprep Pure Plant Kit試劑盒步驟提取發菜藻體總RNA。

1.3發菜藻體總RNA提取方法的優化

1.3.1Omega試劑盒方法的優化參照Omega試劑盒法稍作修改。使用700 μL Buffer RCL進行材料的裂解。試驗步驟中增加DNase I，即當RNA全部吸附到HiBindTM RNA Mini柱子上后，加300 μL RWC Wash Buffer到柱子上，10 000 g離心1 min，把配好的DNase Ⅰ mix準確地加入柱子中心，室溫靜置15 min；將HiBindTM RNA Mini柱子放入1個新的收集管中，加400 μL RWC Wash Buffer，靜置5 min，10 000 g離心 1 min；最后加入在70 ℃水中孵育的DEPC水進行RNA的提取。

1.3.2改良Trizol法提取發菜RNA對TRIzol Reagent RNA的提取方法稍作修改。向研磨好的發菜細胞中加入1 mL Trizol 后，用渦旋混合器充分混勻，并在冰上放置15 min；55～60 ℃水孵育10～15 min后，4 ℃放置1 h再轉移至-80 ℃冰箱備用。

1.3.3天根試劑盒方法的優化參照天根試劑盒法稍作修改。將研磨好的材料加入裂解液SL充分渦旋振蕩混勻后，12 000 g 離心3 min；2次加入去蛋白液RW1后，放置1 min再進行離心1 min；用漂洗液RW漂洗3次再空轉離心2 min；加入RNase-Free水后于室溫放置5 min后離心收集RNA。

1.4RNA質量和完整性檢測

1.4.1瓊脂糖凝膠電泳檢測分別取RNA樣品進行1.0%的瓊脂糖凝膠，電泳條件為0.5×TAE緩沖液、160 V恒壓、15 min，紫外燈下觀察RNA條帶并照相記錄結果。

1.4.2RNA產量和純度檢測RNA產量和純度通過核酸濃度測定儀進行檢測。通常D260 nm/D280 nm比值在1.8～2.2之間，D260 nm/D230 nm比值在2.0左右，說明RNA純度較高，D260 nm/D280 nm比值為2.0時質量最高[8]。用RNase free ddH2O作為空白對照，取1 μL RNA樣品，用核酸濃度測定儀檢測D260 nm/D280 nm、D260 nm/D230 nm以及RNA的濃度（ng/μL）值。

2結果與分析

2.13種方法提取發菜總RNA質量比較

Omega試劑盒法提取的發菜總RNA樣品電泳顯示無典型的RNA條帶（圖1）；Trizol法所提RNA無23S、16S條帶，只有1條條帶，表明RNA完全降解（圖2）；天根試劑盒法提取的發菜總RNA電泳結果表明，23S、16S條帶明顯，但條帶拖尾現象嚴重（圖3）。

用核酸濃度測定儀分別檢測3種方法所提發菜藻體RNA的產量和純度，檢測結果表明，Omega試劑盒所測值均超出了正常值的范圍；Trizol法所提RNA相關數據遠遠低于正常值范圍，RNA濃度值較高，說明所提RNA不純，蛋白質、多糖等雜質污染嚴重；天根試劑盒法所得數值均正常，且D260 nm/D280 nm、D260 nm/D230 nm比值接近2.0，說明RNA純度較高，可進行優化后用于后續的分子試驗（表1）。

2.23種方法優化后所提發菜藻體RNA的瓊脂糖凝膠電泳檢測

優化后Omega試劑盒法所提發菜總RNA（圖4）與優化表1不同方法所提發菜藻體RNA的質量及產量檢測

方法D260 nm/D280 nmD260 nm/D230 nmRNA濃度

（ng/μL）峰值波長

（nm）Omega試劑盒法2.122.47737.7260Trizol法1.720.53328.3220天根試劑盒法2.071.9397.1260

前（圖1）無明顯差異，用DNase處理后，仍有雜帶，無明顯改變，在最下1條亮帶以上，能清晰看到4條條帶，這與正常RNA電泳條帶相異，推測Omega試劑盒不適合發菜藻體RNA的提取；改良后的Trizol法23S、16S 2條帶已有大部分降解，5S條帶比較明亮，并伴有拖尾現象，表明該方法所提RNA降解快，不適合進行后續試驗（圖5）；優化后的天根試劑盒法所提發菜總RNA質量有明顯提高，23S、16S條帶清晰，無明顯彌散、拖尾現象（圖6）。

與沒有優化前的3種RNA提取方法相比，優化的Omega試劑盒法和改良Trizol法所提RNA并沒有提高其質量和純度，優化的Omega試劑盒法比值依然較高；改良Trizol法所得比值均低，說明改良后Trizol法所提RNA仍伴有蛋白質、多糖等雜質的污染；天根試劑盒經過優化，所提取的RNA質量和濃度都有所增加，D260 nm/D280 nm、D260 nm/D230 nm、濃度分別達2.06、2.08、154.3 ng/μL（表2），260 nm處峰值顯著（圖7）。

表2不同方法優化后所提發菜藻體RNA的質量及產量檢測

方法D260 nm/

D280 nmD260 nm/

D230 nmC

（ng/μL）峰值波長

（nm）優化Omega試劑盒法2.122.24663.1260改良Trizol法1.770.5845.5220優化天根試劑盒法2.062.08154.3260

3討論

RNA提取一般采用研磨等方法使細胞破碎，通過去除材料中的多糖、蛋白質、DNA的污染，進一步進行洗滌和沉淀，最終得到純度較高的RNA。有效細胞裂解是提取高質量及高產量RNA的關鍵環節[8-9]，由于發菜藻體富含膠質、色素和多糖等，并且極易大量吸水和細胞壁堅硬的特性造成了RNA提取困難，對發菜藻體和細胞破碎以及緩沖液的選擇無疑成為提取其RNA的關鍵步驟。筆者進行了幾種破碎方法的比較，發現采用反復多次液氮研磨是破碎發菜藻體和細胞的理想方法。然而研磨過程中還應確保研磨用力恰當、液氮充足，避免材料溶解，而且研磨時間不宜過長（小于8 min）。

根據不同試驗目的和材料，RNA提取可采用不同的方法[10-11]。李亞軍等研究表明，Trizol法能更簡單有效獲得萊茵衣藻中高質量的RNA，而最適合提取微芒藻中高質量RNA的方法是SDS-LiCl沉淀法[12]。本研究結果表明，Omega試劑盒法所提取的RNA伴隨雜質較多；Trizol法和改良Trizol法均不適用于發菜藻體RNA的提取，D260 nm/D280 nm、D260 nm/D230 nm 都與標準數值相差甚遠；天根試劑盒法是發菜總RNA提取的理想選擇，所得發菜RNA基本可以滿足RT-PCR要求，但仍達不到轉錄組測序的要求。通常情況下，試劑盒法所提取的RNA質量并不高，原因是不同材料組織結構以及其中所含物質的種類不同，導致試劑盒在提取過程中并不理想，因此，試劑盒使用應根據試驗目的及試驗材料的特性進行適當改進。王友華等用改進的熱酚提取法獲得了高質量的棉花根總RNA[13]；王春暉等通過對2種試劑盒法和改良的異硫氰酸胍法的比較，得出改良的異硫氰酸胍法所提出的棉花幼根總RNA能夠滿足轉錄組測序要求[14]；楊曉燕等針對3種常用RNA提取試劑盒對紅地球葡萄葉樣品RNA的提取效果進行評估和優化，結果顯示最適于提取葡萄葉片總RNA的為RNeasy Plant Mini Kit試劑盒，同樣需要延長提取試劑與樣品的接觸時間從而提高RNA的提取質量[8]。筆者對Omega RNA提取試劑盒、Trizol RNA提取法、天根試劑盒等3種方法進行優化，結果表明，天根試劑盒法所提發菜RNA質量最高，達到轉錄組測序要求。