轉錄因子OsEIL2正調控水稻對紋枯病的抗性

石彥龍， 徐國娟， 王旭麗， 王國梁

(中國農業科學院植物保護研究所，植物病蟲害生物學國家重點實驗室，北京 100193)

轉錄因子OsEIL2正調控水稻對紋枯病的抗性

石彥龍， 徐國娟， 王旭麗*， 王國梁*

(中國農業科學院植物保護研究所，植物病蟲害生物學國家重點實驗室，北京 100193)

紋枯病(sheath blight)是水稻三大病害之一,對水稻產量和品質造成嚴重影響。基因芯片數據分析發現,水稻受到紋枯病菌侵染時,與擬南芥EIN3同源的基因OsEIL2表達量顯著升高,預示OsEIL2與水稻對紋枯病的抗性反應相關。利用農桿菌介導的方法,構建了OsEIL2-RNAi植株,實時熒光定量RT-PCR分析表明,該基因被特異性沉默,接種結果顯示,OsEIL2沉默后,水稻對紋枯病菌感病性增強。通過水稻原生質體和煙草亞細胞定位分析,發現該基因定位于細胞核,酵母單雜交結果表明,該基因具有轉錄激活活性。在OsEIL2-RNAi植株中,乙烯合成關鍵酶的編碼基因OsACO1表達量下降。綜上,OsEIL2是一個與擬南芥EIN3蛋白同源的轉錄因子,能正調控水稻對紋枯病的抗性。

水稻; 紋枯病; 抗病; OsEIL2; 轉錄因子

水稻是全球種植最普遍的農作物之一,超過半數的人口以稻米為主食[1]。各種病蟲害的發生是造成水稻產量損失的主要因素,如,由立枯絲核菌Rhizoctoniasolani引起的水稻紋枯病(rice sheath blight)。該病是水稻世界性病害,一般發生時可造成減產10%～30%,嚴重時可達50%[2]。由于水稻對紋枯病的抗性屬于典型的數量性狀,迄今未發現免疫或高抗種質,抗病育種一直進展緩慢,加之近年來矮化育種及高肥密植栽培技術的采用,由紋枯病造成的危害逐漸加重,在我國南方部分稻區已被認為是水稻第一大病害。水稻紋枯病菌是一種死體營養型病原真菌,現有研究表明,植物對該類病菌的防衛反應通常涉及乙烯(ethylene,ET)、 茉莉酸(jasmonic acid,JA)兩種植物激素信號通路[3]。Helliwell等[4]將乙烯合成途徑中的一個關鍵酶1-氨基環丙烷-1羧酸合成酶(1-aminocyclopropane-1-carboxylic acid synthase,OsACS2)的編碼基因在水稻中過表達后,內源乙烯含量明顯升高,轉基因植株對紋枯病的抗性顯著增強,表明乙烯參與水稻對紋枯病的抗性。

乙烯是一種內源植物氣體激素,在植物生長發育及對生物和非生物脅迫響應等許多方面起著重要作用[5-6]。通過遺傳學方法,現已鑒定出了擬南芥中乙烯信號傳導途徑中的重要基因,初步描繪出了一條近似線性的乙烯信號傳導途徑。當乙烯不存在時,乙烯受體蛋白可結合并激活CTR1(constitutive triple response 1),從而抑制下游轉錄因子EIN2(ethylene insensitive 2)和EIN3/EIL(ethylene insensitive 3/EIN3-like),使其處于非激活狀態;受體蛋白一旦結合乙烯,則阻止其與CTR1的結合及其激酶活性的激活,下游反應也不再受抑制,EIN2進而激活EIN3/EIL,觸發轉錄級聯反應,建立乙烯響應[7-9]。

目前,EIN3/EILs被認為是乙烯、茉莉酸和水楊酸(salicylic acid, SA)信號通路交匯的節點,并通過這些信號通路參與植物防衛反應[10-12],促進植物選擇合適的防御策略應對不同生活類型的病原菌[13-15]。因此推測水稻中EIN3/EILs蛋白在抗病反應中具有重要作用,通過同源克隆的方法,在水稻中發現了6個EIN3/EIL蛋白[16]。Yang等[17]發現,OsEIL1和OsEIL2沉默后,水稻對鹽脅迫耐受性增強,但EIN3/EILs家族在水稻對紋枯病抗性中的作用還未見報道。本研究通過基因芯片技術,發現水稻受到紋枯菌侵染時,與擬南芥EIN3同源的轉錄因子OsEIL2的編碼基因表達量顯著升高。OsEIL2的表達定位于細胞核內,在酵母中表現出很強的轉錄激活活性,該基因沉默后,乙烯合成途徑中的一個關鍵酶1-氨基環丙烷-1-羧酸氧化酶(1-aminocyclopropane-1-carboxylic acid oxidase1, OsACO1)的編碼基因表達量顯著降低,水稻對紋枯病菌感病性顯著增強。對該基因的研究,將有助于水稻中乙烯信號通路的解析及乙烯參與抗病的分子機制的研究,可為培育持久廣譜抗病水稻新品種提供新思路。

1 材料和方法

1.1 材料和試劑

水稻品種‘日本晴’及紋枯菌YN-7菌系為本實驗室保存,轉化用水稻品種‘泰粳394’(TG394)為揚州大學左示敏老師惠贈;載體pENTR、pDBL03為浙江省農業科學院瞿紹洪老師惠贈,pCaMV35S:mVenus載體由北京農林科學院農業生物技術研究中心姚磊博士饋贈,pDBLeu載體為本實驗室保存;Gateway LR Clonase II Enzyme Mix試劑盒購自Invitrogen公司,各種限制性內切酶及T4 DNA連接酶購自Fermentas公司,其他試劑為國產分析純。引物合成及測序由北京華大基因公司完成。

1.2 試驗方法

1.2.1 紋枯菌的接種及病情調查

參照王子斌等[18]和徐國娟等[19]的方法,并略作改動。即從馬鈴薯葡萄糖瓊脂培養基(Becton Dickinson and Company公司)上用打孔器打取菌餅,將菌餅菌絲面緊貼水稻莖基部進行接種。接種7 d后調查每株幼苗的相對病級。相對病級=(病斑攀升高度/植株地上部高度)×9,通過DPS 3.01對各品種的相對病級進行方差分析,并用最小顯著差異法(LSD法) 進行品種間病級的多重比較。

1.2.2 RNA提取、反轉錄及qRT-PCR分析

按照產品使用說明,用TRIzol(Invitrogen)從水稻葉片中提取總RNA,用DNaseI(全式金)去除RNA中的DNA,然后取2 μg RNA用M-MLV(Promega)反轉錄酶合成第一鏈cDNA。

在進行qRT-PCR前,先將cDNA稀釋20倍,然后用BIO-RAD iQ2實時熒光定量PCR儀進行定量檢測,20 μL反應體系包括:稀釋后的cDNA 5 μL, SYBR Premix ExTaq(TaKaRa)10 μL,正反引物各1 μL,以及超純水 3 μL。程序如下:95℃預變性30 s;95℃變性15 s,55℃退火30 s,72℃延伸30 s,48個循環;然后建立熔解曲線,55℃保持30 s,每30 s升溫0.5℃,遞增到95℃,共進行81個循環。每個樣品3次重復,以Actin或Ubiquitin(表1)做內參,用2-ΔCt法取3次重復的平均值,用GraphPad Prism 5.01作圖并進行方差分析和多重比較。

1.2.3 OsEIL2分離及克隆

按照上述方法獲得‘日本晴’cDNA,根據MSU(http:∥rice.plantbiology.msu.edu/)數據庫中的注釋,設計特異性引物:OsEIL2-F和OsEIL2-R(表1),然后通過高保真聚合酶Fast-pfu(全式金)和RT-PCR獲得OsEIL2 (LOC_Os07g48630)的全長編碼序列,最后按照產品說明書將其連接至pEASY-Blunt(全式金)平末端載體上,將獲得的pEASY-Blunt-OsEIL2載體用M13-F/R引物測序,檢測是否有突變。

1.2.4 載體構建

OsEIL2-RNAi載體的構建采用Gateway技術,先用特異性引物OsEIL2-Ri-F和OsEIL2-Ri-R(表1)擴增出OsEIL2編碼序列起始密碼子后的939～1 239 bp區段,酶切連接至入門載體pENTR,測序正確后,利用Gateway LR Clonase II Enzyme Mix試劑盒與pBDL03進行重組反應構建得到OsEIL2-RNAi載體。

為了確定OsEIL2的亞細胞定位,將1.2.3中獲得的OsEIL2編碼序列全長,通過XbaI和XhoI位點連接到黃色熒光蛋白mVenus的氨基端編碼序列前,獲得花椰菜花葉病毒(CaMV)35S啟動子調控的載體pCaMV35S:OsEIL2-mVenus。

為了驗證OsEIL2蛋白的轉錄激活功能,用特異性引物:pDBLeu-OsEIL2-F和pDBLeu-OsEIL2-R(表1),以pEASY-Blunt-OsEIL2為模板進行PCR擴增,然后用酶切和T4 DNA連接酶連接的方法融合到pDBLeu載體的GAL4 DNA結合域讀碼框后,獲得pDBLeu-OsEIL2載體。

表1 文中所用引物列表

Table 1 Primers used in this study

引物名稱Primername引物序列(5'-3')Primersequence擴增引入的限制性酶切位點Amplication-createdrestrictionsiteOsEIL2-Ri-FCgggatccTCAGTCCAAGTGCCTCCAGBamHIOsEIL2-Ri-RCCGctcgagCATCAGCGGCATGATCAGGXhoIOsEIL2-FAGtctagaATGATGGGAGCAGCGGTGXbaIOsEIL2-RGCctcgagGTAGAACCAGTTGGATCXhoIpDBLeu-OsEIL2-FAAcccgggtATGATGGGAGCAGCGGTGSmaIpDBLeu-OsEIL2-RCAgcggccgcGTAGAACCAGTTGGATCNotIOsEIL1-qFTGCTCAAGATGATGGAGGTG-OsEIL1-qRGGTCGAAGCGGACCTTCT-OsEIL2-qFGGGCTGATGACCATGTACG-OsEIL2-qRTCGCGGATGAAGAAATTAGC-OsACO1-qFGCAGGTACAAGAGCGTGATG-OsACO1-qRTGCCAGGGTTGTAGAAGGAC-Actin-qFTGAAGATCAAGGTGGTGGCAC-Actin-qRTGCTGGACCCGACTCATCATA-Ubi-qFAAGAAGCTGAAGCATCCAGC-Ubi-qRCCAGGACAAGATGATCTGCC-PR1a-qFGGAAGTACGGCGAGAACATC-PR1a-qRTGGTCGTACCACTGCTTCTC-

1.2.5 水稻轉化

水稻轉化由北京大北農生物科技中心完成,以‘TG394’為受體材料,用農桿菌介導的轉化方法將OsEIL2-RNAi載體轉入水稻愈傷;從公司獲得轉基因植株,在廊坊溫室種植、鑒定和繁種。

1.2.6 植物材料

水稻種子脫殼后,按照Park等[20]的方法進行表面消毒,然后均勻鋪于1/2MS培養基上催芽,以保證起始長勢一致。于光照培養箱中培養一周后,將水稻幼苗移栽于廊坊溫室土壤中,一個月左右進行接種。

煙草Nicotianabenthamiana種子用同樣的方法催芽后移栽到32穴穴盤中,在生長室中培養,4～6周后注射農桿菌。

1.2.7 農桿菌侵染煙草試驗

在煙草中,按照Ning等[21]的方法,通過農桿菌介導的瞬時表達系統進行亞細胞定位。首先將pCaMV35S:OsEIL2-mVenus載體用電擊轉化法導入農桿菌EHA105中,然后挑選陽性菌株與P19分別在28℃搖床中220 r/min搖動培養,接著離心收集農桿菌菌體,將兩者A600分別調整為1.5和1.0后1∶1混合,黑暗處靜置3 h后,選擇生長狀態一致的煙草葉片進行注射。

3 d后,用蔡司LSM780倒置激光共聚焦掃描顯微鏡進行觀察。DAPI染色時,在觀察前將其注入煙草葉片,DAPI和mVenus分別用405 nm和514 nm激光激發,發射光檢測波長分別為410～503 nm和519～621 nm,物鏡為40×、數值孔徑為1.3的油鏡。

1.2.8 水稻原生質體的制備與轉化

水稻原生質體的制備及亞細胞定位的方法參見Zhang等[22]的方法進行。將10～12 d左右的水稻黃化苗的莖稈部分切成0.5 mm左右大小,然后在酶解液(1.0%纖維素酶RS,0.5%離析酶R-10,0.6 mol/L甘露醇,10 mmol/L MES,pH 5.7,10 mmol/L CaCl2和0.1% BSA)中酶解5～7 h;酶解結束,用40 μm尼龍篩過濾獲得濾液,離心收集其中的原生質體,用PEG介導的轉化方法,將目的質粒和對照質粒分別轉化到獲得的原生質體中,培養16～36 h后,通過激光共聚焦掃描顯微鏡觀察。DAPI染色時,將DAPI與轉化的原生質體混勻,使DAPI終濃度為20 μg/mL,放置5 min左右觀察,拍照方法同上。

1.2.9 酵母轉錄激活活性分析

按照酵母轉化試劑盒(Alkali Cation Yeast Transformation Kit,MP Biomedicals)說明書,將目標質粒pDBLeu-OsEIL2和對照質粒pDBLeu分別轉入酵母菌株Mav203;30℃生長3 d左右,挑選單個陽性轉化子,30℃搖床220 r/min條件下搖動培養,然后用無菌蒸餾水稀釋,獲得1、10-1、10-2、10-34個濃度梯度,每個濃度各吸取6 μL分別在含有0 mmol/L和70 mmol/L 3-AT(Sigma)的亮氨酸和組氨酸缺陷型培養基SD/-Leu-His平板上培養,根據其生長情況分析其轉錄活性。

2 結果與分析

2.1 OsEIL2克隆與序列分析

根據基因芯片數據,發現LOC_Os07g48630在接種紋枯菌后表達量顯著上調。通過基因登錄號在Rice Genome Annotation Project網站(http:∥rice.plantbiology.msu.edu/Analyses_Search_locus.shtml)搜索該基因,發現其位于7號染色體上,具有2個剪接變體,但只有非編碼區序列不同,因此編碼相同的氨基酸,編碼區核苷酸序列長1 782 bp,編碼593個氨基酸,分子量65.1 kD,等電點5.213 4。根據Mao等[16]的研究,將該基因命名為OsEIL2,其編碼的蛋白質與擬南芥EIN3同源,屬于EIN3/EILs轉錄因子家族(圖1),在乙烯信號傳導通路中具有重要作用。通過RT-PCR方法,本研究克隆了OsEIL2的全長編碼序列。

2.2 OsEIL2在OsEIL2-RNAi轉基因水稻中的表達受到特異性抑制

由于該基因在抗病反應中表達量上調,為研究其功能,便選取OsEILs家族中不太保守的位于OsEIL2 3′端的300個堿基對,構建OsEIL2-RNAi載體。由于OsEIL1和OsEIL2的相似性最高(圖1a),因此為了進一步確定基因沉默的特異性,通過實時熒光定量RT-PCR分別檢測兩者在OsEIL2-RNAi水稻和野生型‘TG394’中的表達量。如圖2a所示,與‘TG394’相比,OsEIL2在6號株系中的表達顯著下調,而在2、21、22、25號株系中則極顯著下調,而OsEIL1在各轉基因植株中的表達與對照間無顯著差異(圖2b)。以上結果表明OsEIL2在其RNAi植株中的表達受到了特異性抑制。

圖1 水稻OsEILs蛋白與擬南芥AtEIN3進化關系Fig.1 Phylogenetic relationship of rice OsEILs and Arabidopsis EIN3

圖2 轉基因水稻中OsEIL2的表達受到特異性抑制Fig.2 The expression of OsEIL2 is specifically suppressed in the transgenic rice

2.3 OsEIL2-RNAi轉基因水稻對紋枯病的感病性增強

本研究選擇表達量顯著下調的OsEIL2-RNAi株系做了進一步的抗病性檢測,鑒定結果表明(表2),抗病對照‘YSBR1’與感病對照 ‘Lemont’間差異達極顯著水平,說明鑒定試驗可靠。OsEIL2-RNAi株系比野生型均更加感病(圖3),平均病情指數比野生型高1.5以上,在0.01顯著水平上,OsEIL2-RNAi轉基因植株病情指數與野生型間均存在顯著差異。以上結果表明OsEIL2在水稻對紋枯病的抗性中起著正調控作用。

圖3 OsEIL2-RNAi轉基因水稻接種紋枯病菌表型Fig.3 Phenotype of OsEIL2-RNAi transgenic events inoculated with Rhizoctonia solani

品種/干擾系Cultivar/RNAiline平均病情指數Averagediseaseindex5%顯著水平5%Significantlevel1%顯著水平1%SignificantlevelLemont6.8380aAOsEIL2-Ri-6-17.2106aAOsEIL2-Ri-22-16.4639abAOsEIL2-Ri-21-16.3632abAOsEIL2-Ri-2-16.2587abAOsEIL2-Ri-25-16.2236bAWT4.7132cBYSBR13.2038cB

1) WT表示野生型植株,‘Lemont’和‘YSBR1’分別為高感和抗病對照;平均病情指數為15個生物學重復的平均值,方差分析和多重比較通過DPS 3.01完成,小寫字母不同代表差異顯著(P<0.05),大寫字母不同表示差異極顯著(P<0.01)。 WT: Wild type. ‘Lemont’ is a highly susceptible variety; ‘YSBR1’ is a resistant variety; average disease scores are the means of 15 biological replicates; analyses of variety and multiple comparison test are completed using DPS 3.01 and different lowercase letters represent significant differences (P<0.05) while different capital letters represent highly significant differences (P<0.01).

2.4 OsEIL2定位于水稻和煙草細胞核

蛋白序列分析表明,OsEIL2包含一個核定位信號,預示其可能定位于細胞核。本研究分別采用水稻原生質體系統和煙草瞬時表達系統對其亞細胞定位進行研究。激光共聚焦掃描顯微鏡照片(圖4)顯示,OsEIL2-mVenus融合蛋白的熒光特異性地出現在轉染化細胞的細胞核部位,且能與細胞核指示劑DAPI的藍色熒光很好地疊加,而空白載體對照的黃色熒光(為便于與DAPI疊加,此處用綠色代表其熒光信號)則出現在細胞的各個部位,表明OsEIL2特異性地在水稻原生質體和煙草葉肉細胞的細胞核中表達。

2.5 OsEIL2在酵母中具有轉錄激活功能

為了檢測OsEIL2是否具有轉錄活性,進行了酵母單雜交試驗。由于酵母Mav203本身有一定的組氨酸本底表達,所以轉化pDBLeu-OsEIL2載體和對照空載體的酵母在選擇培養基(selective dropout-leucine-histidine,SD-L-H)上都能正常生長(圖5a)。但是,當在SD-L-H培養基中加入組氨酸合成酶競爭性抑制劑3-氨基-1,2,4-三唑(3-amino-1, 2,4-triazole, 3-AT)后,只有轉化pDBLeu-OsEIL2載體的酵母生長正常,而轉化pDBLeu空載體的酵母不生長(圖5b),表明OsEIL2具有激活報告基因表達的功能,即具有轉錄激活功能。

2.6 OsACO1在OsEIL2-RNAi植株中的表達受抑制

植物的抗病反應常常與SA和ET/ JA之間的協同或拮抗有關,為了進一步探究OsEIL2介導的對紋枯病的抗性機制,我們通過qRT-PCR的方法,檢測了在OsEIL2-RNAi植株中,PR1a、OsACO1等植物激素標記基因的表達情況。結果表明,OsEIL2沉默后,一個乙烯合成關鍵酶的編碼基因OsACO1表達量顯著下調(圖6a),而SA通路的相關基因的表達無明顯變化(圖6b)。

3 討論

水稻全基因組測序的完成、生物信息學和轉基因技術的飛速發展為水稻基因的研究提供了極大的便利。本研究基于基因芯片數據,對接種紋枯菌后差異表達的基因進行篩選,發現OsEIL2的表達受紋枯菌的誘導,OsEIL2蛋白與擬南芥EIN3轉錄因子同源,預測發現該蛋白包含一個核定位信號,通過水稻原生質體和煙草葉肉細胞證實其定位于細胞核,并具有轉錄激活的特性,進一步接種發現OsEIL2正調控水稻對紋枯病的抗性。

圖4 OsEIL2在水稻原生質體和本生煙中的亞細胞定位Fig.4 Subcellular localization of OsEIL2 in rice protoplast and Nicotiana benthamiana

圖5 酵母中OsEIL2轉錄活性分析Fig.5 Transactivation analysis of OsEIL2 protein in yeast

圖6 OsACO1和PR1a在OsEIL2-RNAi 植株中的表達情況Fig.6 The expression of OsACO1 and PR1a in OsEIL2-RNAi transgenic lines

Mao等[16]的研究表明,在OsEIL1超表達水稻中OsACO1的表達上調,與其結果相一致,在OsEIL2-RNAi植株中,乙烯合成基因OsACO1(圖6)的表達顯著下調,然而這個結果與Jun等[23]的結果相矛盾,他們發現在OsEIN2沉默植株中的OsACO1的表達上升。OsACOs催化乙烯合成的最后一步反應,將ACC氧化成乙烯[24]。已經知道,在擬南芥中,EIN3等乙烯轉錄因子還受到負反饋調節機制的調控,乙烯處理能夠上調 F-box蛋白EBF2的轉錄,而EBF2能識別、結合并介導EIN3的降解,從而使乙烯反應不至于過強[25-26],因此推測OsEIL2與OsACO1之間也存在某種反饋調節,具體機制需要進一步探索。

在雙子葉植物中,已經證明ET和JA介導的抗病機制在植物防衛反應中具有重要作用,尤其是對死體營養型病原菌,而SA介導的系統獲得性抗性通常對活體和半活體營養型病原菌有效[27-29]。紋枯菌是死體營養型病原菌[30],OsEIL2-RNAi植株中OsACO1的表達下降,推測內源乙烯的合成受到影響,導致更加感病,而SA通路相關基因無明顯變化,這與之前的研究相一致,進一步說明針對不同類型的病原菌單子葉和雙子葉植物可能有相同的抗病響應機制。Helliwell等[4]通過轉基因技術將內源乙烯合成量增加后,水稻對紋枯病抗性增強,這從反面印證了本研究的結果,但其發現PR基因表達的升高是對紋枯病抗性增強的原因之一,而本研究則未發現PR基因表達的降低。這些矛盾的結果,使全面研究乙烯合成、乙烯信號傳導和其他因子在OsEIL2介導的水稻抗病反應中的作用變得十分必要。

綜上,本研究發現OsEIL2蛋白可能通過參與調控乙烯信號傳導途徑并反饋乙烯合成途徑影響乙烯激素的合成,進而調節水稻對紋枯病的抗性,該結果不僅為研究水稻中該類EIN3轉錄因子參與抗病的重要功能揭開序幕,而且可為揭示寄主植物對不同類型病原菌表現出不同抗病反應的分子機制提供重要的理論基礎。

[1] Nguyen N V, Ferrero A.Meeting the challenges of global rice production [J]. Paddy and Water Environment, 2006, 4: 1-9.

[2] 張楷正, 李平, 李娜, 等. 水稻抗紋枯病種質資源、抗性遺傳和育種研究進展[J]. 分子植物育種, 2006(5): 713-720.

[3] Bari R, Jones J D G.Role of plant hormones in plant defence responses [J]. Plant Molecular Biology, 2009, 69(4): 473-488.

[4] Helliwell E E, Wang Qin, Yang Yinong. Transgenic rice with inducible ethylene production exhibits broad-spectrum disease resistance to the fungal pathogensMagnaportheoryzaeandRhizoctoniasolani[J]. Plant Biotechnology Journal, 2013, 11(1): 33-42.

[5] Yang Shangfa, Hoffman N E.Ethylene biosynthesis and its regulation in higher plants [J]. Annual Review of Plant Physiology, 1984, 35(1): 155-189.

[6] Johnson P, Ecker J R.The ethylene gas signal transduction pathway: a molecular perspective[J]. Annual Review of Genetics, 1998, 32(4): 227-254.

[7] Alonso J M, Stepanova A N.The ethylene signaling pathway[J]. Science, 2004, 306(5701): 1513-1515.

[8] Guo Hongwei, Ecker J R.The ethylene signaling pathway: new insights [J]. Current Opinion in Plant Biology, 2004, 7(1): 40-49.

[9] Chen Yifeng, Etheridge N, Schaller G E.Ethylene signal transduction [J]. Annals of Botany, 2005, 95(6): 901-915.

[10]Anderson J P, Badruzsaufari E, Schenk P M, et al. Antagonistic interaction between abscisic acid and jasmonate-ethylene signaling pathways modulates defense gene expression and disease resistance inArabidopsis[J]. Plant Cell, 2004, 16(12):3460-3479.

[11]Wildermuth M C, Dewdney J, Wu Gang, et al. Isochorismate synthase is required to synthesize salicylic acid for plant defence[J]. Nature, 2001, 414(6863): 562-565.

[12]Chen Huamin, Li Xue, Chintamanani S, et al. Ethylene insensitive3 and ethylene insensitive3-like1 repress salicylic acid induction deficient2 expression to negatively regulate plant innate immunity inArabidopsis[J]. The Plant Cell, 2009, 21(8): 2527-2540.

[13]Pieterse C M J, Leon-Reyes A, van der Ent S, et al. Networking by small-molecule hormones in plant immunity [J]. Nature Chemical Biology, 2009, 5(5): 308-316.

[14]Verhage A, van Wees S C M, Pieterse C M J.Plant immunity: it’s the hormones talking, but what do they say?[J]. Plant Physiology, 2010, 154(2): 536-540.

[15]Adie B A, Pérez-Pérez J, Pérez-Pérez M M, et al. ABA is an essential signal for plant resistance to pathogens affecting JA biosynthesis and the activation of defenses inArabidopsis[J]. The Plant Cell, 2007, 19(5): 1665-1681.

[16]Mao Chuanzao, Wang Shaomin, Jia Qiaojun, et al.OsEIL1, a rice homolog of theArabidopsisEIN3 regulates the ethylene response as a positive component [J]. Plant Molecular Biology, 2006, 61: 141-152.

[17]Yang Chao, Ma Biao, He Sijie, et al.MAOHUZI6/ETHYLENEINSENSITIVE3-LIKE1 andETHYLENEINSENSITIVE3-LIKE2 regulate ethylene response of roots and coleoptiles and negatively affect salt tolerance in rice [J]. Plant Physiology, 2015, 169(1): 148-165.

[18]王子斌, 左示敏, 李剛, 等. 水稻抗紋枯病苗期快速鑒定技術研究[J]. 植物病理學報, 2009, 39(2): 174-182.

[19]徐國娟, 袁正杰, 左示敏, 等. 水稻苗期紋枯病抗性鑒定微室接種技術的改良[J]. 中國水稻科學, 2015, 29(1): 97-105.

[20]Park C H, Chen Songbiao, Shirsekar G, et al. TheMagnaportheoryzaeeffector AvrPiz-t targets the RING E3 ubiquitin ligase APIP6 to suppress pathogen-associated molecular pattern-triggered immunity in rice [J].The Plant Cell,2012,24(11):4748-4762.

[21]Ning Yuese, Xie Qi, Wang Guoliang. OsDIS1-mediated stress response pathway in rice[J]. Plant Signaling & Behavior, 2011, 6(11): 1684-1686.

[22]Zhang Yang, Su Jianbin, Duan Shan, et al. A highly efficient rice green tissue protoplast system for transient gene expression and studying light/chloroplast-related processes [J]. Plant Methods, 2011, 7(1): 30-44.

[23]Jun Sunghoon, Han Minjung, Lee Shinyoung, et al. OsEIN2 is a positive component in ethylene signaling in rice [J]. Plant & Cell Physiology, 2004, 45(3): 281-289.

[24]Wang K L, Li Hai, Ecker J R.Ethylene biosynthesis and signaling networks [J]. The Plant Cell, 2002, 14(S):131-151.

[25]Gagne J M, Smalle J, Gingerich D J, et al.ArabidopsisEIN3-binding F-box 1 and 2 form ubiquitin-protein ligases that repress ethylene action and promote growth by directing EIN3 degradation[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2004, 101(17): 6803-6808.

[26]Potuschak T, Lechner E, Parmentier Y, et al. EIN3-Dependent regulation of plant ethylene hormone signaling by twoArabidopsisF box proteins: EBF1 and EBF2 [J].Cell,2003,115(6):679-689.

[27]Penninckx I A M A, Thomma B P H J, Buchala A, et al. Concomitant activation of jasmonate and ethylene response pathways is required for induction of a plant defensin gene inArabidopsis[J]. The Plant Cell, 1998, 10(12): 2103-2113.

[28]Glazebrook J.Contrasting mechanisms of defense against biotrophic and necrotrophic pathogens [J]. Annual Review of Phytopathology, 2005, 43(1): 205-227.

[29]Thomma B P H J, Eggermont K, Penninckx I A M A, et al. Separate jasmonate-dependent and salicylate-dependent defense-response pathways inArabidopsisare essential for resistance to distinct microbial pathogens [J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 1998, 95(25): 15107-15111.

[30]Zhao Changjiang, Wang Airong, Shi Yujun, et al. Identification of defense-related genes in rice responding to challenge byRhizoctoniasolani[J]. Theoretical & Applied Genetics, 2008, 116(4): 501-516.

(責任編輯：田 喆)

Transcription factor OsEIL2 positively regulates rice resistance to sheath blight

Shi Yanlong, Xu Guojuan, Wang Xuli, Wang Guoliang

(StateKeyLaboratoryforBiologyofPlantDiseasesandInsectPests,InstituteofPlantProtection，ChineseAcademyofAgriculturalSciences，Beijing100193，China)

Sheath blight, caused byRhizoctoniasolani, is one of the three most destructive diseases in rice (Oryzasativa), which causes severe yield losses and bad quality under favorable disease conditions. Genechip data showed that the expression ofOsEIL2, a homolog of theArabidopsis(Arabidopsisthaliana)ETHYLENEINSENSITIVE3 (EIN3), was significantly induced in rice byR.solaniinfection, suggesting a possible involvement ofOsEIL2 in the defense againstR.solani. In this study, we generatedOsEIL2-RNAi transgenic events through agrobacteria-mediated transformation. Quantitative RT-PCR assays showed that the transcription ofOsEIL2 was specifically silenced in these transgenic events. Inoculation results showed that theOsEIL2 RNAi plants displayed more susceptibility toR.solani. Further, subcellular localization analyses revealed that OsEIL2 was localized in the nucleus of rice protoplasts and tobacco leaves. Yeast one-hybrid assays showed that OsEIL2 exhibited transcriptional activity. In addition, the transcripts ofOsACO1, a key gene for ethylene biosynthesis, was down-regulated in theOsEIL2-RNAi plants. Taken together, we conclude that OsEIL2, an ortholog ofArabidopsisEIN3, is a transcription factor and positive regulator of rice resistance toR.solani.

Oryzasativa; rice sheath blight; disease resistance; OsEIL2; transcription factor

2016-03-24

2016-05-03

國家自然科學基金(31671984);轉基因生物新品種培育科技重大專項(2012ZX08009001)；國家自然科學基金(31471737)

S435.111

A

10.3969/j.issn.0529-1542.2017.01.008

* 通信作者 E-mail: lilywang0313@163.com；wang.620@osu.edu