鮑曼不動桿菌毒力機制研究進展

張洋洋, 陳良安

(1.中國人民解放軍總醫院， 北京 海淀區 100853 2.承德醫學院附屬醫院， 河北 承 德 067000)

鮑曼不動桿菌毒力機制研究進展

張洋洋1,2, 陳良安1

(1.中國人民解放軍總醫院， 北京 海淀區 100853 2.承德醫學院附屬醫院， 河北 承 德 067000)

鮑曼不動桿菌； 毒力機制； 毒力因子； 感 染

鮑曼不動桿菌(Acinetobacter baumannii)是一種嚴格需氧、非乳糖發酵的革蘭氏陰性球桿菌，在醫院環境中廣泛存在，是醫院獲得性感染的重要條件致病菌之一，可以引起呼吸系統、泌尿系統、血源性、皮膚和傷口等全身多系統的感染[1]。鮑曼不動桿菌生存能力強，易引起院內爆發流行和持續流行，多重耐藥菌株、甚至全耐藥菌株的日益增多，增加了臨床治療難度，使得感染患者的病死率居高不下。目前，對于鮑曼不動桿菌的研究主要集中在分子流行病學和耐藥機制方面，對其毒力機制的研究尚處于起步階段。近些年，高通量測序技術迅速發展，全基因組數據日益增多，結合基因敲除技術和動物模型實驗，鮑曼不動桿菌毒力機制的研究逐漸有了一些成果。目前發現的與鮑曼不動桿菌毒力有關的因子主要包括：外膜孔蛋白(Outer membrane porin)，脂多糖(lipopolysaccharide，LPS)，磷脂酶(phospholipase)，鐵載體(siderophore)和生物被膜相關蛋白(Biofilm-associated protein，Bap)等。本文將結合各個感染階段毒力因子的作用，對鮑曼不動桿菌毒力機制進行總結。

1 生存和播散

細菌的生存和播散是導致感染的始發因素，鮑曼不動桿菌具有極強的生存能力，并且能夠在醫院廣泛傳播，與其生物被膜形成能力有關。生物被膜是細菌在其依附的載體表面形成的膜性結構，在該結構中細菌被嵌入由其自身分泌的蛋白質、多糖、核酸組成的聚合物內，細菌細胞之間緊密連接并相互協調。生物被膜中的鮑曼不動桿菌抵抗干燥、營養缺乏等不利于生存的能力增強，抗消毒劑和耐藥性也增強[2]，因此能夠在醫院環境中長期存在，鮑曼不動桿菌定植于呼吸機、尿管、甚至便攜X線成像設備或輪椅等都可導致交叉感染[3]。

細菌生物被膜形成是一個復雜的連續性過程，涉及多種毒力因子。首先由csuA/BABCDE基因編碼的蛋白質形成菌毛黏附到非生物體表面，形成微菌落。其中csuAB、csuA、csuB三個基因編碼的蛋白質為菌毛的亞單位，csuC和csuD分別編碼形成伴侶蛋白和引導分子，參與菌毛蛋白質的轉運，csuE編碼黏附素分子[4，5]。csu基因簇合成菌毛及黏附過程受BfmR/S雙組分調節系統的調節，反應調控子BfmR在伴侶蛋白和引導分子的表達過程中是必需的，感受器激酶BfmS可以感應細菌外界條件如營養、干燥等變化而調節bfmR的表達[6]。此外，csu的表達還可受GacS感受器激酶的調節[7]。Bap存在于細胞表面，能夠介導細胞間的相互作用，促進生物被膜進一步形成，并且能夠維持生物被膜在非生物體表面的成熟結構[8]。pgaABCD編碼形成的β-1,6-多聚乙酰葡萄糖胺(PNAG)是構成生物被膜胞外聚合物的重要成分[9]。OmpA、不動桿菌三聚自主轉運蛋白(Acinetobacter trimeric autotransporter，Ata)和細胞外多糖在生物被膜形成過程中也發揮著輔助作用[10～12]。

鮑曼不動桿菌形成生物被膜的能力在不同菌株間有很大差異，目前尚未發現與分離地區、分子分型存在一致性關系。不同分離部位的菌株生物被膜形成能力可能存在一定差異，但尚無一致性結論。Rodriguez-Bano等[13]的研究顯示，分離于血標本和尿液標本的菌株較分離于呼吸道的菌株生物被膜形成能力強，但新近一項研究顯示分離于痰標本的鮑曼不動桿菌菌株較分離于血標本的菌株生物被膜形成能力更強[14]。鮑曼不動桿菌耐藥性與生物被膜形成能力的關系也尚無一致性結論，Rodriguez-Bano等[13]的研究認為生物被膜形成能力強的菌株對環丙沙星、亞胺培南的耐藥性降低，但有多個研究[15，16]證實，多藥耐藥菌株的更易形成生物被膜。鮑曼不動桿菌生物被膜形成能力與毒力的關系也尚無定論，但生物被膜的形成促進了鮑曼不動桿菌在醫院環境中的生存及定植，從而導致該細菌在院內傳播引發院內感染已獲一致認可。

2 黏附宿主細胞

鮑曼不動桿菌能黏附于多種真核細胞，包括喉上皮細胞、氣管上皮細胞和肺泡上皮細胞等，與宿主細胞的黏附是導致感染的第一步。鮑曼不動桿菌黏附于宿主細胞和黏附于非生物體不同，認為與csuA/BABCDE編碼形成的菌毛無明顯關系，但研究顯示csuE突變菌株對A549細胞黏附增強[17]。OmpA突變菌株與野生株相比明顯喪失了對肺泡上皮細胞的黏附力[10]，說明OmpA與鮑曼不動桿菌對宿主細胞的黏附密切相關，但具體機制或與宿主細胞表面何種受體結合尚不清楚。Bap也與鮑曼不動桿菌的黏附機制有關，表達Bap的鮑曼不動桿菌菌株與Bap缺陷株相比，對人支氣管上皮細胞和人新生角化細胞黏附顯著增加，其機制可能與Bap提高了細菌表面的疏水性有關[18]。Omp33-36通過與上皮細胞表面的纖連蛋白(fibronectin)結合介導鮑曼不動桿菌與宿主細胞的黏附[19]。Ata能夠與多種宿主細胞外基質成分粘連[12]，對鮑曼不動桿菌與宿主細胞的黏附也具有重要作用。

不同鮑曼不動桿菌菌株對真核細胞的黏附能力存在差異，而同一菌株對不同種類細胞的黏附力亦可不同[10,17]。張杜超等[20]的研究顯示，鮑曼不動桿菌在非生物體表面形成生物被膜的能力與對肺泡上皮細胞黏附能力呈正比，但不同黏附能力的菌株對患者預后無顯著影響。

3 侵襲宿主細胞

鮑曼不動桿菌與宿主細胞黏附后啟動侵襲機制而進入細胞內，作為非典型的細胞內致病菌，侵入宿主細胞也是該細菌躲逃避疫識別的一種方式。目前研究認為，與鮑曼不動桿菌侵襲有關的因子主要有OmpA[21]、Omp33-36[22]和磷脂酶D[23]，這些因子的缺失或滅活等均可導致鮑曼不動桿菌對真核細胞侵襲能力下降甚至喪失，但其詳細機制尚需進一步研究。

4 宿主細胞內生存

鐵元素是鮑曼不動桿菌生存的必需物質之一，是其有氧傳遞鏈細胞色素和多種酶類的重要組成成分。鮑曼不動桿菌最主要的鐵攝取系統依賴于鐵載體-acinetobactin，在細菌細胞內合成的acinetobactin被能夠被釋放至細胞外，從而結合鐵蛋白、乳鐵蛋白中的鐵，攜鐵后再進入細胞內將鐵供給細菌利用[24]。鮑曼不動桿菌進入宿主細胞后，參與acinetobactin合成和轉運的基因bauA和basD表達上調，鐵攝取增多[24]。此外，鮑曼不動桿菌還存在能夠攝取血紅蛋白降解釋放的血紅素以及二價鐵的鐵攝取系統[25]，各類鐵攝取系統在不同的鮑曼不動桿菌菌株的表達存在一定差異[26,27]。真核細胞能夠啟動自噬系統清除進入其內的外源性異物，鮑曼不動桿菌的Omp33-36能夠干擾宿主細胞的自噬系統，從而維持其在宿主細胞內的生存和增殖[22]。鮑曼不動桿菌還可編碼同源重組蛋白RecA，該蛋白可以修復細菌損失的DNA，因而可以避免宿主細胞氧化應激等環境對細菌DNA造成的致命損傷[28]。

5 誘導宿主細胞凋亡、壞死

鮑曼不動桿菌具有細胞毒性，誘導宿主細胞凋亡和壞死是其致病的關鍵所在，OmpA[10]、Omp33-36[22]、BauA和BasD[24]等多種因子參與這一過程。鮑曼不動桿菌可直接將毒力因子分泌到胞外，也可以形成外膜囊泡(outer membrance vesicles，OMVs)，將毒力因子分泌其中，由OMVs攜帶毒力因子作用于宿主細胞。OMVs由細菌的外膜、磷脂、脂多糖和周質蛋白組成，OmpA在囊泡中含量最高并能夠調節OMVs的合成。雖然在宿主細胞尚未發現OmpA的受體，在染色體和線粒體上也未發現OmpA的作用靶位點，但OmpA可以誘導宿主細胞發生凋亡級聯反應，編碼OmpA的基因缺失可導致被侵襲的細胞凋亡數量明顯減少。進一步研究顯示，OmpA誘導上皮細胞凋亡與誘導生成IL-8等細胞因子有關。磷脂酶C基因缺失的鮑曼不動桿菌菌株較野生型菌株誘導上皮細胞凋亡減少，說明磷脂酶C對誘導宿主細胞凋亡也發揮著作用。

6 血流感染

鮑曼不動桿菌血源性感染是常見的院內感染之一，尤其以ICU患者和免疫低下人群易發。血清中的補體可以結合在細菌細胞膜上直接溶解細菌，巨噬細胞可以吞噬細菌，此外還有自然殺傷細胞等，鮑曼不動桿菌可通過多種因子作用逃避這些免疫機制。鮑曼不動桿菌LpsB敲除菌株對血清補體的抵抗力降低，說明LpsB在鮑曼不動桿菌抵抗血清補體中發揮著作用。此外，LPS還能夠防御抗菌肽LL-37對細菌的殺傷作用。EpsA和Ptk能夠促進K1莢膜多糖的合成，K1莢膜多糖能夠保護鮑曼不動桿菌逃避宿主的天然免疫系統。鮑曼不動桿菌分泌的蛋白酶也可以通過降解補體分子和抗體來介導免疫逃避。

7 結論和展望

鮑曼不動桿菌感染呈逐年上升趨勢，多重耐藥菌株的比例不斷增加，導致病死率居高不下，雖然對其耐藥機制的研究有了很大進展，但治療手段仍極為匱乏。如果能夠有效地阻斷鮑曼不動桿菌的致病環節，將其對宿主的毒力降至最低，不失為一種新的治療手段。因此本文重點總結了鮑曼不動桿菌各個感染階段的毒力因子和毒力機制研究進展，目前對其毒力機制的了解還很有限，但隨著測序技術的發展，全基因組、轉錄組、蛋白質組等多組學的結合，并借助基因敲除、剪輯等分子生物學技術和動物模型，在不久的將來我們將能夠對鮑曼不動桿菌毒力機制獲得全面的認識，從而尋找到新的治療手段，解決這一臨床難題。

[1] Gonzalez-Villoria AM,Valverde-Garduno V. Antibiotic-ResistantAcinetobacter baumannii Increasing Success Remains a Challenge as a Nosocomial Pathogen[J].Pathog, 2016, 2016:7318075.

[2] Longo F, Vuotto C, Donelli G. Biofilm formation in Acinetobacter baumannii[J].New Microbiol, 2014, 37(2):119～127.

[3] Munoz-Price LS, Fajardo-Aquino Y, Arheart KL, et al. Aerosolization of Acinetobacter baumannii in a trauma ICU[J].Crit Care Med, 2013, 41(8):1915～1918.

[4] Tomaras AP, Dorsey CW, Edelmann RE, et al. Attachment to and biofilm formation on abiotic surfaces by Acinetobacter baumannii: involvement of a novel chaperone-usher pili assembly system[J].Microbiology, 2003, 149(12):3473～3484.

[5] Mc Queary CN, Actis LA. Acinetobacter baumannii biofilms: variations among strains and correlations with other cell properties[J].Microbiol, 2011, 49(2):243～250.

[6] Tomaras AP, Flagler MJ, Dorsey CW, et al .Characterization of a two-component regulatory system from Acinetobacter baumannii that controls biofilm formation and cellular morphology[J].Microbiology, 2008, 154(11):3398～3409.

[7] Cerqueira GM, Kostoulias X, Khoo C, et al. A global virulence regulator in Acinetobacter baumannii and its control of the phenylacetic acid catabolic pathway [J].Infect Dis, 2014, 210(1):46～55.

[8] De Gregorio E,Del Franco M,Martinucci M, et al. Biofilm-associated protein: news from Acinetobacter[J].BMC Genomics, 2015, 14(16):933.

[9] Choi AH, Slamti L, Avci FY, et al. The pgaABCD locus of Acinetobacter baumannii encodes the production of poly-beta-1-6-NDeacetylglucosamine, which is critical for biofilm formation[J].Bacteriol, 2009, 191:5953～5963.

[10] Gaddy JA, Tomaras AP, Actis LA. The Acinetobacter baumannii 19606 OmpA protein plays a role in biofilm formation on abiotic surfaces and in the interaction of this pathogen with eukaryotic cells[J].Infect Immun, 2009, 77(8): 3150～3160.

[11] Doi Y,Murray GL,Peleg AY. Acinetobacter baumannii: evolution of antimicrobial resistance-treatment options[J].Semin Respir Crit Care Med, 2015, 36(1):85～98.

[12] Bentancor LV, Camacho-Peiro A, Bozkurt-Guzel C, et al. Identification of Ata, a multifunctional trimeric autotransporter of Acinetobacter baumannii[J].Bacteriol, 2012, 194(15):3950～3960.

[13] Rodriguez-Bano J, Marti S, Soto S, et al. Biofilm formation in Acinetobacter baumanii: associated features and clinical implications[J].Clin Microbiol Infect, 2008, 14(3): 276～278.

[14] Vijayakumar S,Rajenderan S,Laishram S, et al. BiofilmFormationandMotilityDependon theNatureof theAcinetobacterbaumanniiClinicalIsolates [J].Front Public Health, 2016, 24(4):105.

[15] Lee HW, Koh YM, Kim J, et al. Capacity of multidrug-resistant clinical isolates of Acinetobacter baumanii to form biofilm and adhere to epithelial cell surfaces[J].Clin Microbiol Infect, 2008, 14(1): 49～54.

[16] Sanchez CJ, Mende K, Beckius ML, et al. Biofilm formation by clinical isolates and the implications in chronic infections[J].BMC Infect Dis, 2013, 13: 47.

[17] De Breij A, Gaddy J, Van der Meer J, et al. CsuA/BABCDE-dependent pili are not involved in the adherence of Acinetobacter baumannii ATCC19606(T) to human airway epithelial cells and their inflammatory response[J].Res Microb, 2009, 160(3):213～218.

[18] Brossard KA, Campagnari AA. The acinetobacter baumannii biofilm-associated protein plays a role in adherence to human epithelial cells[J].Infect Immun, 2012, 80(1):228～233.

[19] Smani Y, Dominguez-Herrera J, Pachón J. Association of the outer membrane protein Omp33 with fitness and virulence of acinetobacter baumannii[J].Infect Dis, 2013, 208(10):1561～1570.

[20] Zhang D, Xia J, Xu Y, et al. Biological features of biofilm-forming ability of acinetobacter baumannii strains derived from 121 elderly patients with hospital-acquired pneumonia[J].Clin Exp Med, 2016, 16(1):73～80.

[21] Choi CH, Lee JS, Lee YC, et al. Acinetobacter baumannii invades epithelial cells and outer membrane protein A mediates interactions with epithelial cells[J]. BMC Microbiol, 2008, 8:216.

[22] Rumbo C, Tomás M, Fernández Moreira E, et al. The Acinetobacter baumannii Omp33-36 porin is a virulence factor that induces apoptosis and modulates autophagy in human cells[J].Infect Immun. 2014, 82(11):4666～4680.

[23] Stahl J,Bergmann H,Gttig S,et al. Acinetobacter baumannii virulence is mediated by the concerted action of three phospholipases D[J].PLoS One,2015, 10(9):e0138360.

[24] Gaddy JA, Arivett BA, McConnell MJ, et al. Role of acinetobactin-mediated iron acquisition functions in the interaction of acinetobacter baumannii strain ATCC 19606T with human lung epithelial cells, Galleria mellonella caterpillars, and mice[J].Infect Immun, 2012, 80(3):1015～1024.

[25] Zimbler D L, Penwell W F, Gaddy J A, et al. Iron acquisition functions expressed by the human pathogen Acinetobacter baumannii[J].Biometals, 2009, 22(1): 23～32.

[26] Dorsey CW, Beglin MS, Actis LA. Detection and analysis of iron uptake components expressed by Acinetobacter baumannii clinical isolates[J].Clin Microbiol, 2003, 41(9):4188～ 4193.

[27] Mortensen BL,Skaar EP. The contribution of nutrient metalacquisition and metabolism to acinetobacter baumannii survival within the host[J].Front Cell Infect Microbiol,2013, 3:95.

[28] Aranda J, Bardina C, Beceiro A, et al. Acinetobacter baumannii Rec protein A in repair of DNA damage, antimicrobial resistance, general stress response and virulence[J].Bacteriol, 2011, 193(15):3740～3747.

.

陳良安，Email：chenliangan301@163.com, 張 慶2, 龐桂芬2, 楊林瀛2

全軍醫學科技“十二五”科研項目，(編號：BWS11J057)

1006-6233(2017)02-0340-04

A 【doi】10.3969/j.issn.1006-6233.2017.02.053

文獻綜述