褶紋冠蚌鉤介幼蟲非寄生變態發育觀察及早期稚蚌的生長

馬學艷徐云濤聞海波金 武徐 跑華 丹顧若波

(1. 南京農業大學無錫漁業學院, 無錫 214081; 2. 中國水產科學研究院淡水漁業研究中心, 農業部淡水魚類遺傳育種與養殖生物學重點開放實驗室, 無錫 214081; 3. 中國水產科學研究院淡水漁業研究中心, 中美淡水貝類種質資源保護及利用國際聯合實驗室, 無錫 214081)

褶紋冠蚌鉤介幼蟲非寄生變態發育觀察及早期稚蚌的生長

馬學艷1,2,3徐云濤1,3聞海波1,2,3金 武1,2,3徐 跑1,2,3華 丹3顧若波1, 2, 3

(1. 南京農業大學無錫漁業學院, 無錫 214081; 2. 中國水產科學研究院淡水漁業研究中心, 農業部淡水魚類遺傳育種與養殖生物學重點開放實驗室, 無錫 214081; 3. 中國水產科學研究院淡水漁業研究中心, 中美淡水貝類種質資源保護及利用國際聯合實驗室, 無錫 214081)

為揭示褶紋冠蚌鉤介幼蟲變態發育特征及過程, 采用體外培養方法實現了褶紋冠蚌鉤介幼蟲的非寄生變態發育。運用光學顯微鏡和掃描電子顯微鏡對變態發育過程中幼蟲外部形態、內部器官發育進行了系列觀察, 對非寄生變態發育的稚蚌后期生長發育進行跟蹤研究, 并分析了底泥和光照兩種環境因子對稚蚌存活及生長的影響。結果顯示: 在整個培養過程中, 鉤介幼蟲的外部形態及大小未出現顯著性變化, 而斧足、鰓絲、外套膜及內臟團等組織器官逐步形成; 在培養第3天, 幼蟲可見斧足雛形, 鰓絲、外套膜纖毛尚未發現; 在培養第6天, 斧足成形, 可見斧足側溝, 外套膜纖毛稀疏, 鰓絲出現; 培養第9天, 斧足纖毛、外套膜纖毛增多, 鰓絲密集。稚蚌投喂30d后, 鰓絲基本成形。養殖試驗結果表明: 底泥對稚蚌存活和生長具有顯著影響(P＜0.01),而光照無顯著性影響(P＞0.05)。該結果為蚌科鉤介幼蟲變態發育生物學研究積累了基礎資料, 也通過對稚蚌生長的評估證實了體外培養是蚌類人工繁育及保護的有效技術途徑。

褶紋冠蚌; 鉤介幼蟲; 稚蚌; 非寄生變態; 發育

褶紋冠蚌隸屬軟體動物門(Mollusca)、瓣鰓綱(Lamellibranchia)、真瓣鰓目(Eulamellibranchia)、蚌科(Unionidae)、冠蚌屬(Cristaria), 廣泛分布于我國各地, 是我國重要的淡水優質育珠蚌品種, 具有較高的經濟價值, 由于特殊的濾水特性, 褶紋冠蚌在池塘水體凈化、水產生態健康養殖也有著廣泛的應用[1,2]。在自然界, 絕大多數蚌類的生活史有一個寄生的過程[3,4], 它們需要寄生在魚體上才能完成從鉤介幼蟲到稚蚌的變態過程, 寄主魚在蚌類的生活史中扮演著重要的角色。隨著水環境污染的日趨嚴重, 不同魚類種群出現不同程度的下降,合適寄主魚的存在和種群大小對蚌科物種, 特別是對蚌科瀕危種的繁衍生息具有決定性影響[5]。

體外培養是指在沒有寄主魚的情況下完成鉤介幼蟲非寄生變態發育成為稚蚌的過程, 鉤介幼蟲體外培養逐漸成為貝類種質資源恢復較為先進的手段之一。近年來, 已對42個物種培養成功且獲得較高的變態率[6]。在國內, 僅見聞海波等[5]首次對三角帆蚌(Hyriopsis cumingiii)鉤介幼蟲進行體外培養試驗, 已取得了一定的進展。在體外培養條件下,便于對鉤介幼蟲發育過程進行系統觀察。我國水生生物資源豐富, 已報到的蚌科物種約60多種, 目前, 實驗研究多集中于對蚌科鉤介幼蟲寄生過程中外部形態特征的觀察[3,7—9], 而關于非寄生變態發育的基礎研究未見報道。

本實驗利用光學顯微鏡和掃描電鏡比較觀察了鉤介幼蟲非寄生變態及稚蚌形態變化特征, 比較了鉤介幼蟲、稚蚌殼、外套膜、鰓絲及斧足等生長發育, 并測試了底泥和光照對非寄生變態稚蚌成活及生長影響。以期揭示褶紋冠蚌變態發育特征及過程, 有助于從更高層面上掌握蚌科幼蟲變態發育的基礎理論。

1 材料與方法

1.1 實驗材料

褶紋冠蚌親本采集及成熟鉤介幼蟲獲得實驗用褶紋冠蚌采自中國水產科學研究院淡水漁業研究中心南泉養殖基地, 均為4齡成熟母蚌; 從10月中旬開始, 檢查雌蚌外鰓絲是否有成熟鉤介幼蟲, 鉤介幼蟲的成熟判斷標準可根據聞海波等[5]采用的方法。

將有成熟鉤介幼蟲的雌蚌外殼洗凈, 使用開殼器于雌蚌后端輕輕打開, 用5 mL注射器吸入滅菌純水, 穿刺雌蚌外鰓, 將純水注入, 成熟的鉤介幼蟲隨水流出至事先準備好的滅菌燒杯中; 向燒杯中加入無菌純水200 mL, 洗去殘留的組織、黏液以及鉤介幼蟲的碎殼, 重復3—4次; 然后, 向燒杯中加入配置的抗生素混合液100 mL, 清洗鉤介幼蟲, 重復3—4次。鉤介幼蟲清洗完成后, 應盡快移入培養基中,避免因放置過久對其活性產生影響。

血清準備選取體格健壯、外表無傷鯉魚作為血清采集實驗魚, 規格為(147±25) g, 采血前,實驗魚用200 mg/L的喹那啶麻醉, 采用尾靜脈采血方法[10], 注射器用肝素鈉潤洗; 血液采集后3000 r/min離心10min, 取上清液; 用0.22 μm無菌過濾器過濾, -80℃冰箱保存備用。

1.2 鉤介幼蟲的體外培養方法

培養配方及鉤介幼蟲變態標準參照Uthaiwan等[11]標準, 培養液體積為3.5 mL, 其中選用鯉魚的血清作為幼蟲體外培養配方的重要營養源, L-15培養液為基礎培養液, 每個培養皿(60 mm×15 mm)幼蟲數量為(300±10)只, 每3天換液一次, 設置5個重復。培養皿置于生化培養箱(上海博迅實業有限公司醫療設備廠SPX-100B-Z), 溫度控制在(24±0.5)℃,其中L-15基礎培養液購自生工生物工程(上海)股份有限公司。

1.3 鉤介幼蟲變態及稚蚌生長發育觀察

光學顯微觀察分別取培養前鉤介幼蟲、培養3d、6d、9d時鉤介幼蟲及投喂15d、30d稚蚌,在CX41型光學顯微鏡(Olympus)下觀察并用Scope-Tek軟件拍照。然后用0.02 mol/L的磷酸緩沖液(pH=7.2)清洗3次, 用2.5%的戊二醛浸泡24h固定。

電鏡樣品制備及觀察電鏡樣品制備步驟為: (1)脫水: 分別用50%、70%、90%的乙醇梯度脫水各15min, 用100%乙醇脫水3次, 每次30min; (2)置換: 叔丁醇置換3次, 每次30min, 叔丁醇溶點為25.69℃; (3)干燥: ES-2030型冷凍干燥儀(Hitachi)冷凍干燥,約5h; (4)噴金: E-1010/E離子濺射儀(Hitachi)噴金,厚度10 nm; 用S-3000N型掃描電鏡(Hitachi)觀察并拍照。

1.4 底泥和光照對稚蚌早期生長影響

鉤介幼蟲在體外培養10d后, 向培養皿中逐漸加入曝氣自來水, 喚醒稚蚌。取成功變態稚蚌, 分為加底泥光照組(A)、不加底泥光照組(B)、加底泥無光照組(C)、無底泥無光照組(D)、取樣組(E)5組,每組設置3個重復, 每個重復30只。光照組為室內自然光照(約1000 lx), 無光照組置于同一室內并用黑紗遮擋, 取樣組加底泥自然光照, 分別放在塑料箱子(32 cm×21 cm×10 cm)中培育, 養殖水體為5 L。用充分曝氣自來水養殖, 水溫控制在(24±1)℃, 氣泵增氧。每天添加少量底泥, 其中底泥為未施肥的花園土, 加入水后過200目篩網, 微波爐高溫處理10min, 冷卻后使用。投喂濃縮藻類[12], 使水體藻密度保持在2×106個/mL, 每天換水1/2, 換水時用200目篩網過濾, 確保稚蚌不丟失。培育15d、30d后在取樣組(E)取30只拍照固定; 養殖30d后, 取A、B、C、D組稚蚌, 在光學顯微鏡(Olympus CX41)下拍照、測量幼蚌殼長(0.01 mm), 并統計成活率。

1.5 統計方法

采用SPSS 20統計軟件分析實驗數據。采用One-way ANOVA單因素方差分析法。在Excel 2007繪制相關圖表。圖片用Photoshop 7.0處理。

2 結果

2.1 成熟鉤介幼蟲形態特征

光學顯微鏡下, 排放的成熟鉤介幼蟲做周期性開閉合運動(圖版Ⅰ-1); 鉤介幼蟲受刺激后雙殼閉合, 呈半透明狀(圖版Ⅰ-2); 對鉤介幼蟲掃描電鏡觀察, 鉤介幼蟲殼表面存在一些凹陷(圖版Ⅰ-4); 外套膜較平滑(M)(圖版Ⅰ-5); 外套膜邊緣沒有纖毛(Mc), 存在一些突起(P)(圖版Ⅰ-6); 為有鉤型(H), 且鉤上有大棘刺(圖版Ⅰ-7); 絞合線中央有凹陷(圖版Ⅰ-8)。

2.2 體外培養階段鉤介幼蟲形態及器官發育

對培養階段鉤介幼蟲掃面電鏡觀察, 在培養第9天時殼表面凹陷與未培養鉤介幼蟲無差異(圖版Ⅱ-1), 且培養期間鉤介幼蟲外殼沒有生長(Se)(圖版Ⅱ-2); 外套膜覆蓋殼內部(圖版Ⅱ-3), 表面褶皺比未培養的鉤介幼蟲外套膜褶皺明顯增多(圖版Ⅱ-4);培養第3天時未出現外套膜纖毛(圖版Ⅱ-5), 6d較稀疏(圖版Ⅱ-6), 9d時外套膜纖毛明顯增多(圖版Ⅱ-7); 培養3d時斧足(F)和內臟團(Vm)尚未成形(圖版Ⅱ-8), 6d時可觀察到斧足及斧足溝, 且斧足纖毛出現(圖版Ⅱ-9), 9d時斧足纖毛密集(圖版Ⅱ-10); 在培養第6天時可見鰓絲(圖版Ⅱ-11), 9d時鰓絲密集, 但未連接(圖版Ⅱ-12); 不添加魚血清培養的鉤介幼蟲斧足較短, 發育不完全, 不能爬動(圖版Ⅱ-13); 添加血清組鉤介幼蟲具有發達的斧足, 能伸縮進行自由爬行(圖版Ⅱ-14)。

2.3 稚蚌的生長發育

對養殖15d、30d的稚蚌掃面電鏡觀察, 稚蚌殼表越靠近原始殼的地方越平滑(圖版Ⅲ-2)靠近邊緣的地方凹凸不平(圖版Ⅲ-4), 殼表面比鉤介幼蟲凹陷明顯; 稚蚌長出新殼是由原來殼內長出, 且殼鉤仍存在(圖版Ⅲ-5); 稚蚌新殼可見生長線(圖版Ⅲ-6); 稚蚌外套膜褶皺狀(圖版Ⅲ-7); 外套膜邊緣纖毛密集(Mc), 新殼邊緣不整齊(圖版Ⅲ-8); 斧足纖毛密集(圖版Ⅲ-10); 稚蚌鰓絲和絲間隔縱形排列, 在鰓絲表面分布3種不同類型纖毛, 包括前纖毛(Fc)、前側纖毛(Lfc)、側纖毛(Lc)(圖版Ⅲ-12)。前纖毛主要密集分布于鰓絲表面的中央部位; 前側纖毛主要分布在鰓絲表面, 成排位于前纖毛區的兩側, 前側纖毛較前纖毛粗大; 側纖毛基部著生于鰓絲的兩側底部, 兩鰓絲間隔的表面邊緣處, 直徑較前纖毛更細。

2.4 底泥和光照對稚蚌存活與生長的影響

褶紋冠蚌稚蚌在4種條件下成活率及殼長如表1所示。添加底泥且正常光照條件下成活率為(93.33± 0.27)%, 成活稚蚌平均殼長為(1.06±0.13) mm, 添加底泥無光照組成活率為(92.22±0.58)%, 成活稚蚌平均殼長為(1.03±0.17) mm, 不添加底泥組在第15天時的存活率為(76.67±6.37)%, 30d時成活率為0。單因素方差分析表明: A、C組稚蚌存活及生長無顯著性差異(P＞0.05), A、C組與B、D組存活呈極顯著差異(P＜0.01)。

表 1 投喂30d后稚蚌成活率及大小Tab. 1 Survival rate and shell length of 30-days-juvenile mussel (N=5; X±SD)

3 討論

3.1 褶紋冠蚌鉤介幼蟲的外部形態

由于蚌科鉤介幼蟲需要寄生到寄主魚上進行變態發育, 因此在發育過程中取樣比較困難, 其變態發育過程的相關研究相對較少。對背瘤麗蚌[8]、三角帆蚌[9,14]、背角無齒蚌[13]、刻裂麗蚌[15]的研究表明: 幼蟲附著于宿主魚鰓后, 殼長、殼高和鉸合部增加不顯著; 本實驗發現剛變態成功稚蚌的外部形態未發生顯著變化, 與上述研究相符。

目前對褶紋冠蚌鉤介幼蟲的報道主要集中于對外部形態的研究, 魏青山等[16]報道的褶紋冠蚌幼蟲大棘刺排列不規則。吳小平等[3]報道的褶紋冠蚌幼蟲嵴上有2列大棘刺, 殼表面有小孔; 舒月鳳等[14]研究的褶紋冠蚌幼蟲3列大棘刺, 殼表面沒有小孔,而是凹窩; 本實驗利用掃描電鏡觀察了褶紋冠蚌鉤介幼蟲殼表及稚蚌殼表, 褶紋冠蚌鉤介幼蟲殼表具凹窩且大棘刺排列不規則, 這種不同的原因可能是地理位置不同引起的種群間的差異。

3.2 鉤介幼蟲及變態稚蚌的內部器官發育與其功能的關系

在整個培養過程中, 鉤介幼蟲的外部形態及大小未出現顯著性變化, 而斧足、鰓絲、外套膜及內臟團等組織器官逐步形成。實驗結果顯示: 培養期間, 鉤介幼蟲外套膜褶皺顯著增多; 培育第3至第6天, 可觀察到斧足、鰓絲、外套膜纖毛; 9d時斧足纖毛、外套膜纖毛增多, 鰓絲密集; 養殖15d時, 鰓絲未成形, 30d時, 前纖毛、前側纖毛、側纖毛明顯可見。斧足是稚蚌攝取食物的主要器官[17,18]。成蚌是靠鰓濾食, 稚蚌的攝食方式與成蚌不同, 稚蚌的鰓處于發育的初始階段, 濾食功能不夠完善, 會通過外套膜纖毛擺動使水流流動, 食物進入鰓部進行簡單濾食, 斧足上纖毛密集, 可以刮食底部食物,滿足稚蚌生長需要。養殖30d后, 鰓絲結構與成蚌相似[19], 鰓的形成可能是稚蚌從“足板”攝食(Pedalfeeders)轉向鰓絲濾食(Filter-feeding)的重要標志。

3.3 非寄生變態發育稚蚌的生長發育

Uthaiwan等[11]用4種魚血清和馬血清對Hyriopsis myersiana鉤介幼蟲進行體外培養實驗, 用鯉魚血清培養的鉤介幼蟲成活率及變態率顯著高于用其他4種血清, 并證實只有鯉魚血清培養的稚蚌可以存活2個月以上, 而尼羅羅非魚(Oreochromis nilo-ticus)和雜交鯰魚(Clarias macrocephalus×C. garienus)血清培養鉤介幼蟲只存活1個月, 馬血清培養的鉤介幼蟲只存活2—3個星期, 條紋鯰魚(Pangasius pangasius)血清培養的稚蚌只存活了1個星期。Reece[20]比較了魚體寄生和利用馬血清體外培養兩種方法獲得Lampsilis fasciola稚蚌的變態率、后期生長及存活差異, 結果顯示: 添加馬血清體外培養幼蟲變態率為92%, 顯著高于魚體寄生的69%, 但魚體寄生變態稚蚌生長比體外培養快, 1周后魚體寄生稚蚌的成活率為82%, 而體外培養僅為45%。從已開展的42種鉤介幼蟲的體外培養配方可以看出,不同蚌科鉤介幼蟲變態發育對營養的需求不盡相同[6]。理論上, 無論是體外培養還是魚體寄生方式,只有當滿足了鉤介幼蟲的營養需求才能正常變態發育。因此, 通過稚蚌的后期生長發育評估將有利于篩選出更加科學的鉤介幼蟲體外培養方法及配方。本實驗結果表明: 鯉魚血清培養獲得稚蚌在培養30d成活率高達92%以上, 這表明該體外培養配方是能滿足褶紋冠蚌的變發育的營養需求。

合適的底質對稚蚌存活及生長具有重要作用[21—25]。Gatenby等[25,26]研究表明: Villosa iris稚蚌在底泥中生長明顯快于無底質條件。華丹等[12]比較了在底泥(于河中采集, 過200 μm篩網并高溫滅菌)、細沙、石灰石及無底質條件下V. iris稚蚌的存活及生長, 結果表明: 底泥組的稚蚌成活率顯著高于其他三組, 而無底泥條件下全部死亡。本實驗結果與已有研究一致, 光照對稚蚌生長無顯著影響,而底泥對稚蚌的成活與生長具有顯著影響, 且筆者在馴養過程中觀察發現: 剛變態發育的稚蚌爬動較少, 隨著稚蚌生長爬動變多, 后期減少, 這可能是由于剛完成變態發育的稚蚌鰓絲等攝食器官未發育完全, 不能像成蚌濾食水中藻類, 主要靠斧足攝食底泥中有機質、細菌等滿足生長需要。隨著生長活動能力增強, 隨著鰓絲及其他器官逐漸發育完全,濾食能力增強, 后期爬動減少。同時, 在自然條件下, 蚌類主要營底棲生活。在人工養殖條件下, 添加底泥可以給稚蚌提供更加穩定的庇護場所, 同時抑制有害微生物如纖毛蟲等的影響。

已有的研究表明: 蚌類的餌料一般包括微型藻類、細菌以及底泥等[27], 藻類是被認為是稚蚌的最重要食物[25,27]。Gatenby等[25]用3.0×105—5.0×105/mL濃度的藻類對V. iris進行投喂, 45d后獲得成活率為66.5%。華丹等[12]測試了3.5×104、8.75×104、1.75×105個/mL藻類濃度對稚蚌成活率及生長的影響, 結果表明在3種藻類濃度下稚蚌成活率及生長無顯著性差異, 且稚蚌30d后成活率為40%。實驗投喂濃度為2×106個/mL, 成活率達92%以上, 顯著高于上述實驗結果。引起稚蚌成活率不同的原因可能是稚蚌養殖方式不同, 也可能是投喂藻類濃度過低, 已有實驗研究表明: 投喂濃度過低, 會使稚蚌不斷消耗能量攝食而不能夠獲得足夠營養而死亡[28], 是否是因為藻類濃度問題還有待于進一步研究。

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STUDIES ON THE NON-PARASITIC METAMORPHOSIS OF CRISTARIA PLICATA GLOCHIDIA AND THE DEVELOPMENT OF EARLY JUVENILES

MA Xue-Yan1,2,3, XU Yun-Tao1,3, WEN Hai-Bo1,2,3, JIN Wu1,2,3, XU Pao1,2,3, HUA Dan3and GU Ruo-Bo1,2,3
(1. Wuxi Fisheries College, Nanjing Agricultural University, Wuxi 214081, China; 2. Key Laboratory of Genetic Breeding and Aquaculture Biology of Freshwater Fishes, Ministry of Agriculture, Freshwater Fisheries Research Center, Chinese Academy of Fishery Sciences, Wuxi 214081, China; 3. Sino-US Cooperative Laboratory for Germplasm Conservation and Utilization of Freshwater Mollusks, Freshwater Fisheries Research Center, Chinese Academy of Fishery Sciences, Wuxi 214081, China)

In nature, the glochidia of Cristaria plicata must successfully parasitize a suitable host fish to metamorphose into juveniles. The current study investigated non-parasitic metamorphosis of the glochidia mainly focusing on the development of glochidia in external morphology and internal organs using microscope and scanning electron microscope, and analyzed the effects of sediment and light on the survival and growth rate of newly metamorphosed juveniles. The results showed that the glochidia remained similar in external morphology and size during the transformation process, while the feet, gill filaments, mantles, visceral mass and other inner organs were gradually formed. On the 3rdday of the in vitro culture, the rudiment of foot was firstly observed; on the 6thday, the feet had generally took shape with cilia showing on the surface of foot and the edge of mantle, and gill filaments began to show; on the 9thday, the cilia on feet and mantles increased and gill filaments became more dense; and after 30 days of tank culture, the morphology of juvenile mussel gills was clearly evident and was similar with adult mussels, and three typical different cilia were observed on the surface of branchial filament. The results demonstrated that the sediment has significant effects on the survival and growth of juveniles (P＜0.01), whereas the nature light has no effect (P＞0.05). These results provide basic insight for researches on the non-parasitic metamorphosis of glochidia of Unionidae species, and confirme that in vitro culture is an effective method for the artificial breeding and conservation of freshwater mussels.

Cristaria plicata; Glochidia; Juveniles; Non parasitic metamorphosis; Development

Q954.4

A

1000-3207(2017)02-0391-08

圖版Ⅰ 鉤介幼蟲形態
PlateⅠ Glochidium morphology
1. 成熟鉤介幼蟲; 2. 褶紋冠蚌鉤介幼蟲受刺激閉合后形態; 3. 鉤介幼蟲整體形態; 4. 鉤介幼蟲殼表; 5. 鉤介幼蟲外套膜表面; 6. 鉤介幼蟲殼邊緣; 7. 鉤介幼蟲殼鉤; 8. 鉤介幼蟲絞合線
1. Glochidium of C. plicata; 2. Valves closed glochidium of C. plicata; 3. Magnified glochidium; 4. Glochidium shells; 5. Glochidium mantle surface; 6. Glochidium shells edge; 7. Glochidium hook; 8. Glochidium hinge line

圖版Ⅱ 培養階段鉤介幼蟲形態及器官發育
PlateⅡ Glochidium morphology during the transformation process
1. 培養9d鉤介幼蟲殼; 2. 培養9d鉤介幼蟲殼緣; 3. 培養9d鉤介幼蟲外套膜(a); 4. 培養9d鉤介幼蟲外套膜(b); 5. 培養3d外套膜邊緣; 6.培養6d外套膜邊緣; 7. 培養9d鉤介幼蟲外套膜邊緣; 8. 培養3d鉤介幼蟲斧足及內臟團; 9. 培養6d鉤介幼蟲斧足; 10. 培養9d鉤介幼蟲斧足; 11. 培養6d鉤介幼蟲鰓絲; 12. 培養9d鉤介幼蟲鰓絲; 13. 未變態成功的稚蚌; 14. 變態成功的稚蚌
1. Shell surface of 9d glochidium; 2. Shell edge of 9d glochidium; 3. Mantle of 9d glochidium (a); 4. Mantle of 9d glochidium (b); 5. Mantle edge of 3d glochidium; 6. Mantle edge of 6d glochidium; 7. Mantle edge of 9d glochidium; 8. Foot and visceral mass of 3d glochidium; 9. Foot of 6d glochidium; 10. Foot of 9d glochidium; 11. Gills of 6d glochidium; 12. Gills of 9d glochidium; 13. Unsuccessfully metamorphosed juvenile mussels of C. plicata; 14. Newly metamorphosed juvenile mussels of C. plicata

圖版Ⅲ 稚蚌形態及器官發育PlateⅢ Juvenile morphology
1. 30d稚蚌形態; 2. 30d稚蚌殼; 3. 30d稚蚌殼-新老生長殼; 4. 30d稚蚌殼-新生長殼; 5. 30d稚蚌殼鉤; 6. 30d稚蚌生長線; 7. 30d稚蚌外套膜; 8. 30d稚蚌殼邊緣; 9. 15d稚蚌斧足; 10. 30d稚蚌斧足; 11.15d稚蚌鰓絲; 12.30d稚蚌鰓絲
1. Juvenile mussel of C. plicata (30d); 2. Shell surface of 30d juvenile; 3. Old and new grown shell surface of 30d juvenile; 4. New grown shell surface of 30d juvenile; 5. Hook of 30d juvenile; 6. Growth line of 30d juvenile; 7. Mantle of 30d juvenile; 8. Shell edge of 30d juvenile; 9. Foot of 15d juvenile; 10. Foot of 15d juvenile; 11. Gills of 15d juvenile; 12. Gills of 30d juvenile

10.7541/2017.48

2016-01-13;

2016-07-25

江蘇省水產三新工程(Y2014-38); 中央基本科研業務費項目(2015JBFM02)資助 [Supported by Project to Promote New Species, New Technology and New Modes in Fishery Science in Jiangsu Province (Y2014-38); National Nonprofit Institute Research Grant of Freshwater Fisheries Research Center (2015JBFM02)]

馬學艷(1989—), 女, 山東濟南人; 研究實習員; 研究方向為淡水貝類種質資源保護及利用。E-mail: 247255164@qq.com

聞海波, E-mail: wenhb@ffrc.cn; 顧若波, E-mail: gurb@ffrc.cn