冰燈玉露離體誘變技術

周海成+劉艷軍+黃俊軒+楊靜慧+李建科+武春霞

摘 要：為了獲得冰燈玉露新品種，采用冰燈玉露松散型胚性愈傷組織為誘變試材，采用浸泡法和在培養基中加入誘變劑的方法進行離體誘變。通過采用不同濃度EMS和不同處理時間，找到愈傷組織半致死劑量的EMS使用濃度和時間，并在此條件下對冰燈玉露松散型胚性愈傷組織進行離體誘變，獲得形態變化的突變體。結果顯示，采用在培養基中加入0.1%EMS處理4 d可以獲得理想的半致死效果。以此條件處理冰燈玉露愈傷組織，通過再生培養可以獲得1.5%的形態變異的個體，這些個體的遺傳變異情況有待進一步檢測。

關鍵詞：冰燈玉露；半致死劑量；誘變劑；愈傷組織

中圖分類號：S682.36 文獻標識碼：A DOI 編碼：10.3969/j.issn.1006-6500.2017.07.007

Study on in Vitro Mutagenesis of Haworthia cooperivar

ZHOU Haicheng， LIU Yanjun，HUANG Junxuan，YANG Jinghui，LI Jianke，WU Chunxia

（College of Horticulture and Landscape Architecture， Tianjin Agricultural University， Tianjin 300384， China）

Abstract：In order to obtain the new variety of Haworthia cooperivar， the embryogenic callus of Haworthia cooperivar was used as mutagenic material. The mutagenesis in vitro was experimented by immersion method and the method by adding mutagen in medium. By using different concentration of EMS and different treatment time， the median lethal dose was found. The embryogenic callus of Haworthia cooperivar was mutated in vitro by this method， and the mutant of morphological change was obtained. The results showed that the ideal median lethal dose could be obtained by adding 0.1% EMS to the medium and treating for 4 days. By this method， after the callus regenerated， 1.5% of the morphological variation individuals were obtained， but the genetic variation of these individuals need to be further tested.

Key words： Haworthia cooperivar； median lethal dose； mutagen； callus

冰燈玉露（Haworthia cooperivar）屬于百合科十二卷屬的多年生肉質草本植物，作為玉露中的極品，冰燈玉露的葉片晶瑩剔透，奇特而美麗。近年來，越來越受到多肉花卉愛好者的青睞。雖然一些花卉栽培者收集各種玉露品種，并通過雜交育種手段培育出一批新的品種，但仍然難以滿足市場的需求[1-3]。近年來關于體細胞誘變育種的研究報道很多，在許多植物上已經得到了應用[4-8]。

冰燈玉露在組培方面雖有少量報道[9-10]，但采用離體誘變技術進行育種的研究很少。本試驗以觀賞多肉植物-冰燈玉露為試材，采用體外化學誘變方法，對其愈傷組織進行誘變處理，尋找誘變的適宜劑量和誘變方法，為冰燈玉露等多肉植物離體誘變育種研究提供一定的參考。

1 材料和方法

1.1 材 料

本試驗中采用的試材冰燈玉露松散型胚性愈傷組織為天津農學院園林植物實驗室提供。

1.2 方 法

1.2.1 誘變材料的準備 選取生長正常的冰燈松散型胚性愈傷組織，在超凈臺中將其分成直徑為0.5 cm的顆粒。將分割完的愈傷組織轉移到含有濾紙與無菌水的培養皿中，放到25 ℃避光的環境下培養24 h，目的是消除其培養中激素對愈傷組織的影響。最后，將處理好的愈傷組織從培養室中取出備用。

1.2.2 采用浸泡法進行愈傷組織的離體誘變處理 將EMS用磷酸緩沖液（0.1 mol·L-1，pH值7.0）配制成不同濃度的溶液，采用抽濾滅菌的方法進行消毒處理。在超凈臺中將滅菌的EMS溶液分別加到100 mL無菌培養皿中。將事先準備的愈傷組織加到溶液中，每種濃度分別浸泡1，2，4 h，浸泡時間到達后，將愈傷組織從溶液中撈出，用無菌濾紙吸干EMS溶液后將其接種到事先配制好的MS固體培養基上進行培養。對照采用無菌水處理。愈傷組織培養條件為25 ℃，24 h連續光照，光照強度為2 000 lx。經過20 d的培養，對愈傷組織的生長情況進行觀察統計。

1.2.3 采用培養基中添加誘變劑的方法進行化學誘變處理 將滅菌后的MS固體培養基在微波爐中融化，在培養基溫度低于50 ℃時分別加入一定量的EMS溶液。EMS用磷酸緩沖液（0.1 mol·L-1，pH值7.0）配制成，采用抽濾滅菌的方法進行消毒處理。將含有不同濃度EMS的MS分裝到滅菌的100 mL三角瓶中，每瓶加入30 mL培養基。待培養基凝固后，將事先準備的愈傷組織接種到培養基表面。將接種好的三角瓶放到培養室中進行培養。培養條件同前一步驟。培養時間設定3個，分別為2，4，8 d。其中每個三角瓶接種10塊愈傷組織，每個處理重復5瓶。對照接種到MS培養基上。將處理后的愈傷組織再次接種到不添加EMS的MS培養基上，經過20 d的培養觀察，記錄統計愈傷組織的生長情況。

1.2.4 采用EMS進行冰燈玉露離體誘變 將冰燈玉露松散型胚性愈傷組織按照上一步驟篩選出的最佳誘變劑量及時間進行處理，經過處理后的愈傷組織在MS上進行培養。待到球形胚形成時，將其轉移到MS+0.25 mg·L-1 BA的培養基上繼續培養。經過大約2～3次繼代，球形胚即可發育成為正常的植株。根據再生植株的生長情況，可以初步判斷誘變后出現變異的效率。

2 結果與分析

2.1 浸泡法誘變處理效果

采用浸泡法處理愈傷組織進行誘變的操作很簡單，但在浸泡時要注意愈傷組織團的大小，本試驗中采用直徑0.5 cm的大小，但所有愈傷組織為松散型的愈傷組織，因此在操作中很容易將愈傷組織團夾碎，所以在轉移冰燈玉露愈傷組織時應十分小心。將經過浸泡處理的冰燈玉露愈傷組織轉移到MS培養基上，并在培養室中培養20 d后，愈傷組織出現不同程度的變化，有的在轉移的前2 d就出現了死亡，有的一直沒有變化，具體情況經過統計并記錄整理，結果見表1。

從表1可以看出，冰燈玉露愈傷組織在經過EMS溶液處理后會出現不同的變化。首先，在低濃度的EMS處理下或較短的處理時間后，大部分愈傷組織都可以正常生長，而且存活下來的愈傷組織基本都能夠再生；其次，隨著EMS濃度的增大和處理時間的延長，愈傷組織存活率呈現明顯的下降，存活下來的愈傷組織不能再生，并且當培養時間超過30 d，所有存活下來的愈傷組織褐變死亡。從對照可以看出，部分愈傷組織在采用無菌水浸泡后也有少數死亡的現象，這可能是在轉移愈傷組織塊時，夾碎愈傷組織，導致愈傷組織塊過小而死亡。由于EMS處理后部分存活下來的愈傷組織不能再生，因此，確定的半致死劑量失去了實際意義。本試驗曾嘗試采用較低濃度配合較長處理時間的方法，仍然不能確定準確的EMS處理條件，從而實現部分存活下來的愈傷組織再生。綜上所述，采用浸泡法很難獲得理想的半致死劑量。

2.2 培養基中添加誘變劑的處理效果

在采用浸泡法不能獲得理想的誘變劑量和處理時間試驗后，本研究又嘗試了在培養基中加入低濃度EMS的方法，在處理一段時間后，將生長正常的愈傷組織轉移到MS上，進行愈傷組織的再生培養。經過一段時間的再生培養后，可以獲得一定數量的再生苗，具體情況見表2。

從表2的數據來看，EMS的不同濃度和不同處理時間對于冰燈玉露愈傷組織的存活率影響差異顯著。首先，在低濃度的EMS或較短的處理時間的處理組合中，愈傷組織存活率較高，而且存活下來的愈傷組織都可以再生成苗；其次，隨著EMS處理時間和處理濃度的增加，愈傷組織的存活率出現大幅度的下降，但再生率相比下降幅度不大。如在采用0.15%EMS處理4 d的試驗組合中，愈傷組織的存活率已經下降到43%，但愈傷組織的再生率仍然保持88%，這與前一步驟的浸泡法結果不同。這也說明，可以采用這一方法來確定EMS的處理劑量與處理時間。因此根據本試驗結果，在采用0.1%EMS濃度的培養基上進行誘變處理4 d可以獲得接近半致死劑量的理想誘變值。

2.3 采用EMS進行冰燈玉露離體誘變效果

為了進一步證實采用在培養基中加入誘變劑進行冰燈玉露愈傷組織離體誘變的效果，本試驗采用在MS培養基中加入0.1%濃度的EMS，將冰燈玉露愈傷組織接種到上面處理4 d，然后將其轉移到MS培養基上，對存活下來的愈傷組織分別進行再生培養。通過觀察這些存活下來的愈傷組織再生苗的形態特征，初步判斷采用這一技術途徑獲得的誘變效率。具體試驗結果見表3。

從表3可以看出，采用在培養基中加入EMS進行冰燈玉露愈傷組織誘變，存活下來的愈傷組織接近一半，而且這些愈傷組織基本可以再生成苗，這與前面的結果接近。從產生的表現型變異來看，變異率大約達到1.5%，雖然不能準確判斷這些變異的可靠性，但與對照相比（對照在200塊愈傷組織中沒有發現表現型異常的）已經很高。這說明此方法對于采用愈傷組織為外植體進行化學誘變是可行的。但是，進一步判斷變異的可靠性還需要進一步試驗。

3 結論與討論

3.1 浸泡法對于冰燈玉露愈傷組織誘變失敗的原因分析

本研究采用浸泡法進行愈傷組織的化學誘變并不成功，分析其原因可概括為以下幾個方面。第一，浸泡法一般要采用較高濃度的誘變劑，這樣就會對愈傷組織產生較強的破壞作用，如果采用較低的濃度，就會因為浸泡時間過短而達不到誘變的效果，因此，對于有些不容易產生變異的植物品種來說不宜采用此種處理方式。在本試驗中冰燈玉露就是不容易發生突變的植物品種，其品種特性一般不容易改變。第二，冰燈玉露的愈傷組織為松散型胚性愈傷組織，這種愈傷組織細胞間的間隙較大，容易被誘變劑進入，從而使得愈傷組織一直處于誘變劑的作用之下，雖然在試驗中采用吸水紙將表面的誘變劑吸掉，但其內部還存留較多的誘變劑，從而造成持續誘變的效果。第三，采用浸泡法的時間一般不會很長，因為誘變劑的濃度較高，但較短時間下，植物細胞的分裂周期還沒有完成，一些劣勢突變很難在去掉誘變劑后繼續進行，細胞會因其自我修復的機能得以恢復，因此，產生變異的可能性降低。而采用高濃度誘變劑也會導致愈傷組織毒害致死，因此，在采用浸泡法進行離體誘變時應謹慎采用。第四，浸泡法需要反復夾取愈傷組織塊，對愈傷組織產生一定的物理傷害，因此，也會造成愈傷組織因損傷而死亡的現象，造成此方法的使用障礙。另外，浸泡法由于操作原因，容易污染，處理溫度也需要反復試驗才能準確采用，這些都增加了誘變的難度，從而導致誘變效果的下降。

3.2 在培養基中加入誘變劑進行離體誘變的特點

在培養基中加入誘變劑進行植物材料的離體誘變是浸泡法的一種替代，相比之下其主要存在以下幾個優勢。第一，在培養基中加入誘變劑的方法可以采用低濃度誘變劑進行化學誘變，這樣不會造成對外植體的毒害作用，因為其作用時間長，低濃度誘變劑一樣可以發揮效率。第二，培養基中營養及氧氣充足，愈傷組織外植體在此環境下不會產生變化，不會影響其再生，從而提高誘變效率。第三，采用培養基中加入誘變劑進行化學誘變不會對外植體反復操作，減少了對愈傷組織破壞和污染的機會，從而提高誘變效率。第四，此方法可與篩選壓力共同使用進行定向誘變，可以大大提高誘變效率。

雖然，在培養基中加入誘變劑的方法有很多優勢，但也存在一些弱點：首先，誘變劑不能充分作用于整個外植體，只有接觸培養基的部分作用充分，這樣會造成非突變體成為主要競爭對象，使得誘變效率下降，這可以通過在培養基中加入篩選壓力進行定向誘變加以解決；其次，誘變劑在加入培養基中會受到培養基中化學成分的影響從而降低誘變效果；另外，在加入培養基時，培養基的溫度對誘變劑也產生不利影響。總之，采用何種誘變方法應根據誘變材料和誘變目標的不同做出選擇，并進行相應的調整。

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