市售豆芽攜帶細菌種屬鑒定及酸性電解水的殺菌效果

劉 瑞，于章龍*，薛 沖，武 藝，武欣燕，李明依

（1.運城學院生命科學系，山西 運城 044000；2.山西省農業科學院棉花研究所，山西 運城 044000）

市售豆芽攜帶細菌種屬鑒定及酸性電解水的殺菌效果

劉 瑞1，于章龍2,*，薛 沖1，武 藝1，武欣燕1，李明依1

（1.運城學院生命科學系，山西 運城 044000；2.山西省農業科學院棉花研究所，山西 運城 044000）

為了探究市售豆芽攜帶細菌種類，尋求有效的殺菌方法，采用16S rRNA基因序列分析對分離的細菌進行種屬鑒定，并考察了不同pH值的酸性電解水對豆芽的殺菌效果。結果表明，分離出的5 株細菌分別為Kosakonia、Staphylococcus、Klebsiella、Enterobacter和Enterobacter屬成員。pH值為3.02、4.47和5.58，有效氯質量濃度為46.00 mg/L左右的酸性電解水處理市售新鮮豆芽，可以顯著降低其微生物數量。pH 4.47、有效氯質量濃度為46.09 mg/L的酸性電解水處理黃豆芽，使其細菌總數、酵母菌和霉菌菌落總數、大腸菌群菌落數分別降低了1.14、2.48、1.29（lg（CFU/g）），該指標的酸性電解水處理綠豆芽，使其細菌菌落總數、酵母菌和霉菌菌落總數、大腸菌群菌落數分別降低1.23、1.42、1.25（lg（CFU/g））。因而酸性電解水對于提高市售豆芽的食用安全性可以發揮積極的作用。關鍵詞：豆芽；細菌；種屬鑒定；酸性電解水；殺菌

豆芽是利用豆類種子發芽、生長而得到的，因其質地清脆爽口、鮮嫩味美、營養豐富以及生產方便等特點，使得豆芽成為深受人們喜愛的蔬菜之一。

豆芽的市場銷售量逐年遞增，該產業被一致看好的同時，也逐漸暴露出一些問題，這其中最令人擔憂的便是豆芽的食用安全性問題。由于在種子發芽生長為豆芽的過程中，其生長環境的溫度、濕度也同樣適宜微生物的繁殖，因此種子上攜帶的微生物會出現在豆芽上，而對于鐘愛生鮮食品的消費者而言，這成為一個巨大的安全隱患[1-3]。例如，于2011年在歐洲爆發的一起大規模食源性疾病事件，起因為德國一家農場的豆芽污染了Escherichia coli O104:H4。該事件的發生也再一次為我們敲響警鐘。而當前我國的豆芽生產多以家庭作坊式生產為主，不具備必要的衛生控制條件，但為了防止豆芽被污染而腐爛，使用了大量殺菌劑等化學藥品，更有甚者使用青霉素等藥品，使得豆芽的質量安全難以保證。

因此，有必要探究常見市售豆芽攜帶微生物的種類及數量，并尋求一種安全、高效、經濟的適用于豆芽的殺菌措施，切實提高豆芽的食用安全性。而電解水的應用為該問題的解決提供了切實可行的思路。

電解水，又稱電生功能水、電解離子水，是指在特殊的電解裝置中電解稀鹽酸或氯化鈉溶液而得到的酸性電解水（acidic electrolyzed water，AEW）和堿性電解水（alkaline electrolyzed water，AlEW）的總稱[4]。AEW因其殺菌瞬時高效、殺菌譜廣[5]、無害安全、制取方便、成本低廉等特點而被廣泛應用于食品加工[6-7]、醫療衛生[8]和農業生產[9-10]等領域。

本研究旨在對常見的市售豆芽即綠豆芽和黃豆芽表面攜帶的細菌種類進行鑒定，確定是否存在潛在的食源性致病菌，以期為電解水處理豆芽、殺滅其攜帶的細菌的作用機理提供研究基礎；另外，明確市售綠豆芽和黃豆芽的細菌菌落總數、酵母菌和霉菌菌落總數、大腸菌群菌落數，并考察不同pH值的電解水對豆芽的殺菌效果。以期為電解水在提高豆芽食用安全性方面的應用提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

綠豆芽、黃豆芽，市售，于4 ℃保存備用，并于6 h內使用完畢。

平板計數瓊脂培養基、孟加拉紅培養基、結晶紫中性紅膽鹽瓊脂培養基、營養肉湯培養基 北京奧博星生物技術有限責任公司。實驗所用試劑均為分析純。實驗用水為去離子水。

1.2 儀器與設備

XY-L-150電生功能水發生裝置 寶雞新宇光機電有限責任公司；HS-1300U超凈工作臺 蘇州凈化設備有限公司；DNP-9052恒溫培養箱 上海精宏實驗設備公司；TGL-16M冷凍高速離心機 長沙湘儀離心機儀器有限公司；LDZX-50K立式壓力蒸汽滅菌鍋 上海申安醫療器械廠；聚合酶鏈式反應（polymerase chain reaction，PCR）擴增儀 美國伯樂公司。

1.3 方法

1.3.1 豆芽表面細菌的分離

稱取25 g新鮮豆芽菜樣品，置于225 mL無菌生理鹽水中，充分搖勻振蕩，然后梯度稀釋，取適宜稀釋度，采用傾注法與平板計數瓊脂培養基混合并搖勻，待培養基凝固后，倒置平板于37 ℃培養48 h。觀察平板上長出的單菌落，分別挑取色澤、形態、大小等外觀不同的菌落，接種于營養肉湯培養基中，于37 ℃培養48 h備用。

1.3.2 菌株的16S rRNA基因序列分析及系統發育樹構建

提取菌株基因組總DNA，以此為模板，采用細菌通用引物進行16S rRNA的PCR擴增。正向引物：5 -AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3 ；反向引物：5 -TACGGTTACCTTGTTACGACTT-3 ，由大連寶生物公司合成。擴增體系為：DNA模板（約50 mg/L）1 μL，擴增Buffer 2 μL，dNTPs （20 mmol/L） 1.6 μL，正、反向引物（5 μmol/L）各1 μL，補水至20 μL。擴增條件：94 ℃預變性6 min；94 ℃變性45 s，52 ℃退火45 s，72 ℃延伸1 min，35 個循環；72 ℃延伸10 min。PCR產物純化及測序由北京三博遠志生物科技公司完成。測序結果在EzBioCloud（EzTaxon）數據庫[11]中進行同源性搜索，選取與其同源性較高的相關序列，采用MEGA 6.0軟件包進行同源性比較分析，并構建系統發育進化樹。

1.3.3 電解水的制備及理化指標測定

向電解水發生裝置的電解質儲存罐中注入16 g/L的氯化鈉溶液，啟動儀器后，當電流值顯示為28 A左右時，用相應的容器在AEW和AlEW出口，同時接取AEW和AlEW。電解水的pH值用pH計直接測定，而電解水的有效氯濃度采用碘量法測定[12]。本實驗所用有效氯基本相同，而不同pH值電解水的制備，是將AlEW添加于AEW中，調整其pH值，而維持其有效氯質量濃度在46.00 mg/L左右。實驗所用AEW的理化指標如表1所示。

表 1 實驗所用酸性電解水理化指標Table 1 Physicochemical parameters of acidic electrolyzed water used in the experiment

1.3.4 樣品的處理

將25 g新鮮豆芽樣品置于滅過菌的燒杯中，并浸泡于200 mL相應的電解水處理液中（表1）維持10 min。然后將處理液倒掉，豆芽瀝干備用。

1.3.5 豆芽表面微生物數量的統計

豆芽微生物數量的統計參照已有文獻[13]并稍作修改。將1.3.4節中瀝干的豆芽浸泡于225 mL無菌生理鹽水中，振蕩溶液使得豆芽表面附著的微生物轉移至生理鹽水中。充分搖勻后，取1 mL液體進行梯度稀釋，而后取適宜的稀釋度的菌液，采用傾注法進行菌落計數。菌液與平板計數培養基充分混勻，待培養基凝固后，倒置于37 ℃培養48 h，用于統計菌落總數。

菌液與孟加拉紅培養基充分混勻，待培養基凝固后，倒置于28 ℃培養48 h，用于統計酵母菌和霉菌菌落總數；菌液與結晶紫中性紅膽鹽瓊脂培養基充分混勻，待培養基凝固后，倒置于37 ℃培養48 h，用于統計大腸菌群菌落數；微生物的菌落數為3 次平行實驗所得數值的均值。

1.4 數據統計分析

對于每項指標的測定，均有獨立的重復實驗，將數值匯總求得平均值，并用SPSS 16.0軟件中的Duncan方差分析比較處理組間的差異顯著性，顯著性差異水平為P＜0.05。

2 結果與分析

2.1 市售豆芽攜帶細菌種屬鑒定

通過對市售新鮮綠豆芽和黃豆芽表面分離的色澤、形態、大小等外觀不同的細菌16S rRNA基因進行擴增，共鑒定出5 株細菌，分別為菌株A、B、C、D、E。

采用PCR擴增菌株A的16S rRNA基因獲得大小為1 439 kb的片段，菌株A的16S rRNA基因序列測定結果顯示其為Kosakonia屬成員，EzTaxon數據庫登錄號為AJ 508303。用MEGA 6.0軟件包鄰接法構建菌株的系統發育進化樹如圖1所示。

圖 1 菌株A（AJ 508303）系統發育進化樹Fig. 1 Phylogenetic tree of strain A (AJ 508303)

采用PCR 擴增菌株B的16S rRNA基因獲得大小為1 456 kb的片段。菌株B的16S rRNA基因序列測定結合系統發育分析顯示其為Staphylococcus屬成員，EzTaxon數據庫登錄號為L 37605，構建菌株的系統發育進化樹如圖2所示。

圖 2 菌株B（L 37605）系統發育進化樹Fig. 2 Phylogenetic tree of strain B (L 37605)

采用PCR擴增菌株C的16S rRNA基因獲得大小為1 438 kb的片段。菌株C的16S rRNA基因序列測定結合系統發育分析顯示其為Klebsiella屬成員，EzTaxon數據庫登錄號為JQ 070300，構建菌株的系統發育進化樹如圖3所示。

圖 3 菌株C（JQ 070300）系統發育進化樹Fig. 3 Phylogenetic tree of strain C (JQ 070300)

采用PCR擴增菌株D的16S rRNA基因獲得大小為1 438 kb的片段。菌株D的16S rRNA基因序列測定結合系統發育分析顯示其為Enterobacter屬成員，EzTaxon數據庫登錄號為Z 96079，構建菌株的系統發育進化樹如圖4所示。

采用PCR擴增菌株E的16S rRNA基因獲得大小為1 443 kb的片段。菌株E的16S rRNA基因序列測定結合系統發育分析顯示其為Enterobacter屬成員，EzTaxon數據庫登錄號為JF 795011，構建菌株的系統發育進化樹如圖5所示。

圖 4 菌株D（Z 96079）系統發育進化樹Fig. 4 Phylogenetic tree of strain D (Z 96079)

圖 5 菌株E（JF 795011）系統發育進化樹Fig. 5 Phylogenetic tree of strain E (JF 795011)

對本研究中鑒定出的5株菌進行同源性比對，結果如表2所示。結合圖1～5與表2可知，菌株A在系統發育進化樹中與Kosakonia屬同一分支，菌株A的最相似菌株為K. cowanii CIP 107300T，相似率達到98.97%。菌株B在系統發育進化樹中與Staphylococcus屬同一分支，菌株B的最相似菌株為S. epidermidis ATCC 14990T，相似率達到99.11%。菌株C在系統發育進化樹中與Klebsiella屬同一分支，菌株C的最相似菌株為K. michiganensis W 14T，相似率達到99.19%。菌株D在系統發育進化樹中與Enterobacter屬同一分支，菌株D的最相似菌株為E. cloacae subsp. dissolvens LMG 2683T，相似率達到99.02%。菌株E在系統發育進化樹中與Enterobacter屬同一分支，菌株E的最相似菌株為E. oryzendophyticus REICA 082T，相似率達到98.43%。

表 2 測序菌株的同源性分析Table 2 Homology analysis of tested strains

一些關于本研究中分離出的5 株菌最相似菌株的報道顯示，被重新歸屬為Kosakonia cowanii的菌[14]，之前屬于E. cowanii，即一株最初從臨床標本中分離到的菌株[15]。S. epidermidis可以形成生物膜[16-17]，并能夠導致一些傳染病的發生[18]，諸如菌血癥[19]。K. michiganensis為兼性厭氧的革蘭氏陰性菌，屬于腸桿菌科、克雷伯氏菌屬[20]，而克雷伯氏菌屬的細菌為重要的病原菌[21]。E. cloacae是一種病原菌，且對抗生素具有抗性[22]。E. oryzendophyticus之前也從稻谷的根系中分離得到，為革蘭氏陰性菌，該菌對氨芐青霉素、鏈霉素、卡那霉素等抗生素具有抗性，且其可對植物提供氮與磷，從而促進植物的生長[23]。然而對于能夠促進植物生長的細菌，如果是致病菌則不能作為生物肥料使用[24]。且最近一項基于rpoB、atpD、gyrD和infB基因的序列分析結果表明，E. oryzendophyticus與Kosakonia屬歸為同一分支，因此將其重新歸類為Kosakonia oryzendophytica[25]。

2.2 AEW對市售黃豆芽的殺菌效果

圖 6 AEW對市售黃豆芽的殺菌效果Fig. 6 Effi cacy of AEW in killing microorganisms on commercial soybean sprouts

不同pH值的AEW對黃豆芽殺菌效果的影響如圖6所示。新鮮市售黃豆芽表面攜帶細菌菌落總數、酵母菌和霉菌菌落總數、大腸菌群菌落數分別為3.91、3.72、3.99（lg（CFU/g））。而經過TW或AEW浸泡10 min后，微生物菌落數有不同程度的降低。

與不經處理的市售黃豆芽表面細菌菌落總數相比，經過TW處理和pH值為3.02、4.47、5.58、6.51的AEW處理之后，黃豆芽細菌菌落總數分別降低了0.02、1.47、1.14、1.37、1.02（lg（CFU/g））。TW組黃豆芽的細菌菌落總數與無處理組之間無顯著差異（P＞0.05），而不同pH值的AEW均可顯著降低黃豆芽細菌菌落總數（P＜0.05），其中AEW1組（pH3.02）的黃豆芽細菌菌落總數最低，為2.44 （lg（CFU/g））。

與不經處理的市售黃豆芽表面酵母菌和霉菌菌落總數相比，TW處理和pH值為3.02、4.47、5.58、6.51的AEW處理黃豆芽，酵母菌和霉菌菌落總數分別降低了0.06、1.31、2.48、3.10、1.23（lg（CFU/g））。TW組的酵母菌和霉菌菌落總數與無處理組之間無顯著差異（P＞0.05），而不同pH值的AEW均可顯著降低黃豆芽酵母菌和霉菌菌落總數（P＜0.05），其中AEW3組（pH5.58）的黃豆芽酵母菌和霉菌菌落總數最低，為0.62（lg（CFU/g））。

TW組及pH值為3.02、4.47、5.58、6.51的AEW組的黃豆芽大腸菌群菌落數分別降低了0.06、1.18、1.29、1.26、1.18（lg（CFU/g））。TW組與無處理組之間無顯著差異（P＞0.05），AEW組均可顯著降低黃豆芽大腸菌群菌落數（P＜0.05），但不同pH值的AEW組之間無顯著差異。

從結果中可知，消費者常用來清洗豆芽的自來水基本沒有殺菌效果，更多的是將微生物沖洗下來，結果表明，這種沖洗的效果也非常有限。相比之下，AEW中含有多種含氯的氧化物質，例如HClO、ClO－及Cl2等，而這些含氯物質可以有效殺滅多種微生物[26]。本研究表明，pH值介于3.02～5.58之間的AEW對市售黃豆芽表現出良好的殺菌效果。且本研究中所使用的AEW的有效氯質量濃度相近，在該前提下，AEW的殺菌能力受到有效氯存在形式的影響，而有效氯的存在形式又受到pH值的強烈影響。當pH值小于2時，AEW中有效氯的主要存在形式是Cl2和HClO。隨著pH值的上升，Cl2逐漸溶于水，轉化為HClO，即當pH值介于3～6之間時，有效氯的主要存在形式為HClO[27]。且對AEW進行紫外光譜掃描得知，當AEW的pH值在4左右時，其232 nm波長處的吸收峰達到極大值，而232 nm波長處的吸收峰被認為是HClO的特征吸收峰[28]。HClO作為pH值介于3～6之間AEW的主要殺菌成分，具有很強的殺菌能力，且比ClO－的殺菌效果要強數十倍[29]。因此，在本研究中，AEW尤其是pH值為3.02～5.58的AEW，處理新鮮市售黃豆芽，顯著降低其細菌菌落總數、酵母菌和霉菌菌落總數、大腸菌群菌落數（P＜0.05）。

2.3 AEW對市售綠豆芽的殺菌效果

圖 7 AEW對市售綠豆芽的殺菌效果Fig. 7 Effi cacy of AEW in killing microorganisms on commercial mung bean sprouts

AEW對新鮮市售綠豆芽的殺菌效果如圖7所示。未經處理的新鮮綠豆芽表面攜帶細菌菌落總數、酵母菌和霉菌菌落總數、大腸菌群菌落數分別為4.91、3.53、 4.99 （lg（CFU/g））。而經過TW及不同pH值的AEW浸泡10 min后，綠豆芽的細菌菌落總數、酵母菌和霉菌菌落總數、大腸菌群菌落數均有不同程度的降低。

相比無處理的綠豆芽而言，經過TW處理及pH值為3.02、4.47、5.58、6.51的AEW處理后，綠豆芽細菌菌落總數分別降低了0.07、1.06、1.23、0.85、0.95（lg（CFU/g））。TW組的細菌菌落總數與無處理組間無顯著差異（P＞0.05），而AEW組均顯著降低細菌總數（P＜0.05）。

相比無處理的綠豆芽而言，TW處理及pH值為3.02、4.47、5.58、6.51的AEW組使綠豆芽酵母菌和霉菌菌落總數分別降低了0.09、1.21、1.42、1.29、1.04（lg（CFU/g））。TW組的酵母菌和霉菌菌落總數與無處理組間無顯著差異（P＞0.05），AEW組均顯著降低市售綠豆芽酵母菌和霉菌菌落總數（P＜0.05）。

相比無處理新鮮市售綠豆芽而言，TW組及pH值為3.02、4.47、5.58、6.51的AEW組使綠豆芽大腸菌群菌落數分別降低了0.15、1.24、1.25、0.96、0.94 （lg（CFU/g））。AEW1和AEW2處理組的大腸菌群菌落數要顯著低于其他處理組（P＜0.05）。

各組降低市售綠豆芽微生物數量的結果與黃豆芽類似。通過各組處理市售綠豆芽，并對其微生物統計的結果再次表明，TW處理降低微生物數的程度非常有限，因此，只用TW進行清洗豆芽，仍有較多的微生物殘留。而用AEW處理之后，尤其是pH值3.02～5.58的AEW，能顯著降低市售綠豆芽的微生物數量。

通過比較AEW對市售黃豆芽和綠豆芽的殺菌效果可知，AEW對市售黃豆芽表現出更好的殺菌效果，體現在微生物數量的降低程度更大。究其原因，可能是由于市售黃豆芽和綠豆芽的初始菌落數不同。實驗所用市售綠豆芽的初始菌落數更大。而當微生物附著在豆芽上，可能會與一些有機物共存，而該有機物可以中和AEW中的含氯成分，并在某種程度上防止了菌落細胞膜通透性增加，降低了AEW的殺菌效果[30]。

3 結 論

本研究從市售新鮮綠豆芽和黃豆芽中分離出5 株外觀形態不同的細菌，且經過16S rRNA基因序列分析及系統發育樹構建，結果表明這5 株菌分別為Kosakonia、Staphylococcus、Klebsiella、Enterobacter和Enterobacter屬成員。且通過用不同pH值的AEW對市售新鮮豆芽進行殺菌，并以無處理組及TW組為對照，結果表明自來水降低微生物數的程度非常有限，效果不理想，而AEW，尤其是pH 3.02～5.58的AEW，能夠顯著降低市售豆芽的微生物數量，因而對于提高市售豆芽的食用安全性可以起到非常積極的作用。

[1] GABRIEL A A, BERJA M C, ESTRADA A M P, et al. Microbiology of retail mung bean sprouts vended in public markets of National Capital Region, Philippines[J]. Food Control, 2007, 18(10): 1307-1313. DOI:10.1016/j.foodcont.2006.09.004.

[2] YANG Y, MEIER F, ANN L J, et al. Overview of recent events in the microbiological safety of sprouts and new intervention technologies[J]. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 2013, 12(3): 265-280. DOI:10.1111/1541-4337.12010.

[3] RIMHANEN FINNE R, NISKANEN T, LIENEMANN T, et al. A nationwide outbreak of Salmonella bovismorbifi cans associated with sprouted alfalfa seeds in Finland, 2009[J]. Zoonoses and Public Health, 2011, 58(8): 589-596. DOI:10.1111/j.1863-2378.2011.01408.x.

[4] LIU R, YU Z L. Application of electrolyzed water on reducing the microbial populations on commercial mung bean sprouts[J]. Journal of Food Science and Technology, 2017, 54(4): 995-1001. DOI:10.007/ s13197-016-2445-z.

[5] HUANG Y R, HUNG Y C, HSU S Y, et al. Application of electrolyzed water in the food industry[J]. Food Control, 2008, 19(4): 329-345. DOI:10.1016/j.foodcont.2007.08.012.

[6] ISSA-ZACHARIA A, KAMITANI Y, MIWA N, et al. Application of slightly acidic electrolyzed water as a potential non-thermal food sanitizer for decontamination of fresh ready-to-eat vegetables and sprouts[J]. Food Control, 2011, 22(3): 601-607. DOI:10.1016/ j.foodcont.2010.10.011.

[7] AL-HAQ M, SUGIYAMA J, ISOBE S. Applications of electrolyzed water in agriculture & food industries[J]. Food Science and Technology Research, 2005, 11(2): 135-150. DOI:10.3136/fstr.11.135.

[8] 陳英, 郭嬿, 邢冰. 酸性氧化電位水對直腸癌術后傷口的消毒效果[J]. 腫瘤基礎與臨床, 2014, 27(1): 69-70. DOI:10.3969/ j.issn.1673-5412.2014.01.023.

[9] TSUKAGOSHI S, SUNOHARA Y, NOMA Y, et al. Control of powdery mildew by spraying the electrolyzed water in hydroponically grown strawberry[J]. Acta Horticulturae, 2001, 559: 753-758. DOI:10.17660/ActaHortic.2001.559.111.

[10] 王春芳, 于勇, 和勁松, 等. 酸性電解水殺菌技術在農業中的應用[J].農業工程, 2012, 2(9): 33-37.

[11] CHUN J, LEE J H, JUNG Y, et al. EzTaxon: a web-based tool for the identifi cation of prokaryotes based on 16S ribosomal RNA gene sequences[J]. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2007, 57: 2259-2261. DOI:10.1099/ijs.0.64915-0.

[12] BLOCK S S. Disinfectants and antiseptics[M]. Hoboken: Wiley, 2000: 157-160.

[13] HAO J X, LIU H J, LIU R, et al. Efficacy of slightly acidic electrolyzed water (SAEW) for reducing microbial contamination on fresh-cut cilantro[J]. Journal of Food Safety, 2011, 31(1): 28-34. DOI:10.1111/j.1745-4565.2010.00261.x.

[14] BRADY C, CLEENWERCK I, VENTER S, et al. Taxonomic evaluation of the genus Enterobacter based on multilocus sequence analysis (MLSA): proposal to reclassify E. nimipressuralis and E. amnigenus into Lelliottia gen. nov. as Lelliottia nimipressuralis comb. nov. and Lelliottia amnigena comb. nov., respectively, E. gergoviae and E. pyrinus into Pluralibacter gen. nov. as Pluralibacter gergoviae comb. nov. and Pluralibacter pyrinus comb. nov., respectively, E. cowanii, E. radicincitans, E. oryzae and E. arachidis into Kosakonia gen. nov. as Kosakonia cowanii comb. nov., Kosakonia radicincitans comb. nov., Kosakonia oryzae comb. nov. and Kosakonia arachidis comb. nov., respectively, and E. turicensis, E. helveticus and E. pulveris into Cronobacter as Cronobacter zurichensis nom. nov., Cronobacter helveticus comb. nov. and Cronobacter pulveris comb. nov., respectively, and emended description of the genera Enterobacter and Cronobacter[J]. Systematic and Applied Microbiology, 2013, 36(5): 309-319. DOI:10.1016/j.syapm.2013.03.005.

[15] INOUE K, SUGIYAMA K, KOSAKO Y, et al. Enterobacter cowaniisp. nov., a new species of the family Enterobacteriaceae[J]. Current Microbiology, 2000, 41(6): 417-420. DOI:10.1007/ s002840010160.

[16] BüTTNER H, MACK D, ROHDE H. Structural basis of Staphylococcus epidermidis biofilm formation: mechanisms and molecular interactions[J]. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology, 2015, 5(14): 1-15. DOI:10.3389/fcimb.2015.00014.

[17] CALà C, AMODIO E, DI CARLO E, et al. Biofilm production in Staphylococcus epidermidis strains, isolated from the skin of hospitalized patients: genetic and phenotypic characteristics[J]. New Microbiologica, 2015, 38: 521-529.

[18] ROGERS K L, FEY P D, RUPP M E. Coagulase-negative staphylococcal infections[J]. Infectious Disease Clinics of North America, 2009, 23(1): 73-98. DOI:10.1016/j.idc.2008.10.001.

[19] KLEINSCHMIDT S, HUYGENS F, FAOAGALI J, et al. Staphylococcus epidermidis as a cause of bacteremia[J]. Future Microbiology, 2015, 10(11): 1859-1879. DOI:10.2217/fmb.15.98.

[20] SAHA R, FARRANCE C E, VERGHESE B, et al. Klebsiella michiganensis sp. nov., a new bacterium isolated from a tooth brush holder[J]. Current Microbiology, 2013, 66(1): 72-78. DOI:10.1007/ s00284-012-0245-x.

[21] BRISSE S, PASSET V, HAUGAARD A B, et al. Wzi gene sequencing, a rapid method for determination of capsular type for Klebsiella strains[J]. Journal of Clinical Microbiology, 2013, 51(12): 4073-4078. DOI:10.1128/JCM.01924-13.

[22] DAVIN-REGLI A. Enterobacter aerogenes and Enterobacter cloacae; versatile bacterial pathogens confronting antibiotic treatment[J]. Frontiers in Microbiology, 2015, 6: 1-10. DOI:10.3389/ fmicb.2015.00392.

[23] HARDOIM P R, NAZIR R, SESSITSCH A, et al. The new species Enterobacter oryziphilus sp. nov. and Enterobacter oryzendophyticus sp. nov. are key inhabitants of the endosphere of rice[J]. BMC Microbiology, 2013, 13(1): 1-13. DOI:10.1186/1471-2180-13-164.

[24] VELáZQUEZ E, MENéNDEZ E, JUANES F S, et al. Identifi cation of human pathogenic bacteria in plant roots by using MALDI-TOF MS methodology[M]//GONZáLEZ-ANDRéS F, JAMES E. Biological nitrogen fi xation and benefi cial plant-microbe interaction. Switzerland: Springer International Publishing, 2016: 3-12. DOI:10.1007/978-3-319-32528-6_1.

[25] LI C Y, ZHOU Y L, JI J, et al. Reclassification of Enterobacter oryziphilus and Enterobacter oryzendophyticus as Kosakonia oryziphila comb. nov. and Kosakonia oryzendophytica comb. nov[J]. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2016, 66(8): 2780-2783. DOI:10.1099/ijsem.0.001054.

[26] YANG H, SWEM B L, LI Y. The effect of pH on inactivation of pathogenic bacteria on fresh-cut lettuce by dipping treatment with electrolyzed water[J]. Journal of Food Science, 2003, 68(3): 1013-1017. DOI:10.1111/j.1365-2621.2003.tb08280.x.

[27] XIONG K, LIU H, LI L. Product identifi cation and safety evaluation of aflatoxin B1 decontaminated by electrolyzed oxidizing water[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2012, 60(38): 9770-9778. DOI:10.1021/jf303478y.

[28] XIONG K, LI X, GUO S, et al. The antifungal mechanism of electrolyzed oxidizing water against Aspergillus flavus[J]. Food Science and Biotechnology, 2014, 23(2): 661-669. DOI:10.1007/ s10068-014-0090-8.

[29] RAHMAN S M E, DING T, OH D H. Effectiveness of low concentration electrolyzed water to inactivate foodborne pathogens under different environmental conditions[J]. International Journal of Food Microbiology, 2010, 139(3): 147-153. DOI:10.1016/ j.ijfoodmicro.2010.03.020.

[30] ZHANG C, CAO W, HUNG Y C, et al. Disinfection effect of slightly acidic electrolyzed water on celery and cilantro[J]. Food Control, 2016, 69: 147-152. DOI:10.1016/j.foodcont.2016.04.039.

Identifi cation of Bacterial Species and Microbial Inactivation by Acidic Electrolyzed Water on Commercial Bean Sprouts

LIU Rui1, YU Zhanglong2,*, XUE Chong1, WU Yi1, WU Xinyan1, LI Mingyi1
(1. Department of Life Sciences, Yuncheng University, Yuncheng 044000, China; 2. Cotton Research Institute, Shanxi Academy of Agricultural Sciences, Yuncheng 044000, China)

The bacterial species on commercial bean sprouts were identifi ed by 16S rRNA gene sequence analysis, and the effi cacy of acidic electrolyzed water (AEW) with different pH values in killing bacteria, yeast and mold on commercial bean sprouts was evaluated. The results showed that 5 bacterial strains were isolated, belonging to the genera of Kosakonia, Staphylococcus, Klebsiella, Enterobacter and Enterobacter, respectively. AEW with available chlorine concentration of 46.00 mg/L and pH values of 3.02, 4.47 and 5.58 could signifi cantly decrease microbial counts on commercially available fresh bean sprouts. AEW with pH 4.47 and available chlorine concentration of 46.09 mg/L could decrease the total bacterial count, mould and yeast count and coliform count by 1.14, 2.48 and 1.29 (lg(CFU/g)) on soybean sprouts and by 1.23, 1.42 and 1.25 (lg(CFU/g)) on mung bean sprouts, respectively. AEW could play an active role in improving the safety of commercial bean sprouts for consumption.

bean sprout; bacteria; species identifi cation; acidic electrolyzed water; microbial inactivation

10.7506/spkx1002-6630-201717028

TS255.1

A

1002-6630（2017）17-0168-06

劉瑞, 于章龍, 薛沖, 等. 市售豆芽攜帶細菌種屬鑒定及酸性電解水的殺菌效果[J]. 食品科學, 2017, 38(17): 168-173.

DOI:10.7506/spkx1002-6630-201717028. http://www.spkx.net.cn

LIU Rui, YU Zhanglong, XUE Chong, et al. Identification of bacterial species and microbial inactivation by acidic electrolyzed water on commercial bean sprouts[J]. Food Science, 2017, 38(17): 168-173. (in Chinese with English abstract) DOI:10.7506/spkx1002-6630-201717028. http://www.spkx.net.cn

2016-08-23

運城學院博士科研啟動項目（YQ-2014026）；“131”領軍人才工程項目（XK-2015019）

劉瑞（1987—），女，講師，博士，研究方向為食品加工新技術。E-mail：thebest69@126.com

*通信作者：于章龍（1984—），男，助理研究員，碩士，研究方向為農產品加工。E-mail：y_zl1230@163.com