小麥SUMO化修飾系統各基因家族分析

王化敦， 談晶晶， 姚金保， 馬鴻翔

(1. 江蘇省農業科學院糧食作物研究所/江蘇省農業生物學重點實驗室，江蘇 南京 210014； 2.揚州大學生物科學與技術學院，江蘇 揚州 225009)

SUMO(Small ubiquitin-like modifier)化修飾是近年來發現的一種廣泛存在的蛋白質翻譯后修飾形式，因其蛋白結構和作用機制與泛素相似而稱為小泛素相關修飾物。與泛素作用機制相似，SUMO化修飾也是通過一系列酶促反應最終將SUMO底物與靶蛋白結合，參與SUMO化修飾的各組分包括SUMO修飾物、激活酶(E1)、結合酶(E2)、連接酶(E3)和SUMO特異性蛋白酶(Protease)，通過SUMO前體的成熟、激活、結合、連接和去結合等過程實現了對靶蛋白的生物學修飾[1]。

植物中第一個SUMO同源基因是番茄在病原真菌(Trichodermaviride)侵染條件下受乙烯誘導的木聚糖酶的互作蛋白T-SUMO[2]。模式植物擬南芥中存在9個SUMO修飾物編碼基因(SUM1～SUM9)，其中SUM9為假基因，基因表達分析發現只有SUM1、SUM2、SUM3和SUM5等4個基因表達，并且SUM1和SUM2具有相對較高的表達豐度，免疫雜交結果表明SUM1和SUM2作為修飾底物參與的SUMO化修飾與SUM3作為修飾底物參與的SUMO化修飾對熱激、雙氧水、乙醇等脅迫具有明顯不同的響應模式[3]。在擬南芥SUMO化修飾途徑中，由單基因編碼的激活酶大亞基SAE2或結合酶SCE1發生突變均會發生胚性致死，SUM1和SUM2基因發生雙突變也會發生胚性致死[4]，給SUMO化修飾的研究帶來了不便。而在SUMO化修飾系統各組分中，E3連接酶在很大程度上決定了靶基因的特異性，并且該基因突變沒有造成致死突變[4-5]。進一步研究發現，由連接酶SIZ1介導的SUM1和SUM2對靶蛋白的修飾是植物體內SUMO化修飾的重要形式[6]。因此，研究者們以連接酶為切入點對SUMO化修飾在植物體內的功能開展了較為廣泛的研究[7-9]。根據目前的報道，SUMO化修飾廣泛存在于植物體生長與發育[10-12]、非生物脅迫(冷、熱、干旱及鹽脅迫等)[13-16]、激素應答[17-19]及養分信號轉導[20-22]等過程，并鑒定了多個受SUMO化修飾調控的關鍵基因。

SUMO化修飾系統通過SUMO修飾物與靶蛋白的結合(去結合)，可以阻止靶蛋白與其他作用蛋白結合，介導靶蛋白與其他作用蛋白結合或者改變靶蛋白的高級結構，進而影響靶蛋白的功能[8,23]。隨著基因組測序物種的增加，不同物種中均發現存在SUMO化修飾系統。已在水稻、二穗短柄草、高粱、葡萄、西紅柿、楊樹、蘋果、玉米、大豆等多個植物基因組中報道了SUMO化修飾系統各組分及其功能[24-29]。本研究利用逐步完善的小麥基因組數據，鑒定了小麥中SUMO化修飾各基因家族成員，并進一步利用小麥轉錄組數據分析各基因家族在不同時期、不同器官和組織中的表達模式，為小麥中SUMO化修飾各基因家族的功能研究提供參考。

1 材料與方法

1.1 小麥SUMO化修飾系統各基因家族的發掘與分析

根據已經報道的擬南芥和水稻中的SUMO化修飾系統各基因家族登錄號及蛋白質氨基酸序列，分別利用Ensembl Biomart工具(https://plants.ensembl.org/biomart/martview)和BLAST比對分析(https://plants.ensembl.org/Triticum_aestivum/Tools/Blast)從小麥基因組中獲取SUMO化修飾系統各基因家族，去除2種途徑獲得的冗余基因。其中2個基因(TRIAE_CS42_1DS_TGACv1_080807_AA0253990、TRIAE_CS42_7BS_TGACv1_593541_AA1952390)由于編碼產物長度(194 aa，188 aa)明顯低于該基因家族其他成員編碼產物，從候選基因中去除。利用Pfam工具(http://pfam.xfam.org)分析蛋白結構域，進一步驗證該基因與擬南芥和水稻中相應基因的同源性。

對于小麥中發現的未在擬南芥和水稻中給予名稱的基因，根據所屬基因家族及其同源基因進行命名，以“(基因名稱)”形式表示。參考Wan等[30]對小麥基因組中氨基酸轉運蛋白家族的分析，將編碼蛋白質氨基酸序列相似性高于90%的基因認為是存在于小麥A、B、D亞基因組中相對應的部分同源基因(Homoeologues)。由于TRIAE_CS42_U_TGACv1_641662_AA2100790與部分同源基因TRIAE_CS42_5BL_TGACv1_405282_AA1323990和TRIAE_CS42_5DL_TGACv1_436222_AA1459270編碼的蛋白質氨基酸序列相似性分別為85%和90%，將其單獨作為一個新的家族成員ULP2c。

1.2 基因表達數據提取

根據Choulet等[31]和Pfeifer等[32]在Science上報道的中國春在不同時期、不同器官和組織的轉錄組數據(ERP004505; https://urgi.versailles.inra.fr/files/RNASeqWheat/)，利用Tophat2程序[33]將測序序列比對到小麥參考基因組，基于已注釋的參考基因信息，進一步利用Cuffquant程序[34]對基因表達進行定量分析。最后，利用Cuffnorm程序[34]對不同樣本的表達量進行標準化處理，獲得基因的表達豐度(FPKM，expected fragments per kilobase of transcript per million fragments sequenced)。從獲得的基因組表達數據中提取SUMO化修飾系統各基因家族的表達數據，樣品信息見表1。

1.3 進化樹構建、數據分析與Heatmap作圖

利用軟件MEGA5對不同物種中SUMO化修飾各家族基因編碼蛋白質氨基酸序列分別進行多序列比對分析，構建每一家族基因的進化樹，其中小麥各基因家族分別從部分同源基因(Homoeologues)組中選擇一個成員用于構建進化樹(除TaSUM2和TaULP2b選擇位于B基因組成員外，其余各基因均選擇位于A基因組成員)。

在Excel中進行數據分析，為便于比較分析SUMO化修飾系統各基因家族在同一器官或組織中的表達差異，以同一器官或組織中各基因的表達數據作為一個數據集合，計算各基因表達數據的標準分數(Z-score)。分別以同一器官或組織中各基因表達數據的標準分數在Matlab軟件中進行Heatmap作圖。

表1小麥轉錄組數據樣品信息

Table1Sampleinformationofthewheattranscriptomedata

樣品名稱器官/組織時期RootZ10根苗期RootZ13三葉期RootZ39旗葉發生期LeafZ10葉片苗期LeafZ23分蘗期LeafZ71花后2dStemZ30莖稈穗長1cmStemZ32拔節期(2節)StemZ65花期SpikeZ32穗拔節期(2節)SpikeZ39旗葉發生期SpikeZ65花期GrainZ71種子花后2dGrainZ75花后14dGrainZ85花后30dTC20DPA轉移細胞花后20dAL20DPA糊粉層花后20dSE20DPA淀粉胚乳花后20dSE30DPA淀粉胚乳花后30dAL.SE30DPA糊粉層(淀粉胚乳)花后30d

2 結果與分析

2.1 小麥SUMO化修飾系統各基因家族成員的獲得及進化樹

根據擬南芥和水稻SUMO化修飾系統各基因家族成員，利用生物信息學分析，獲得了小麥中SUMO化修飾系統各基因家族成員，共計55個基因(表2)。除蛋白酶基因UPL2c外，其余SUMO化修飾系統各基因家族成員在小麥基因組中均含有部分同源基因(Homoeologues)組。其中，6個成員分別含有2個部分同源基因，其余14個成員均含有3個部分同源基因。

在小麥SUMO化修飾系統中，SUMO修飾物編碼基因有3個(SUM1～SUM3)，激活酶編碼基因有3個(小亞基：SAE1a和SAE1b，大亞基：SAE2)，結合酶編碼基因有3個(SCE1～SCE3)，連接酶編碼基因有5個(SIZ1～SIZ4，MMS21)，蛋白酶編碼基因有7個(ULP1a～ULP1d，ESD4，ULP2b，ULP2c)。不同于擬南芥和水稻，小麥中未發現ULP2a基因，但含有3個新的基因，即SIZ3、SIZ4和UPL2c。其中，新發現的連接酶編碼基因SIZ3基因與SIZ1具有相對較高的序列相似性，SIZ4基因與SIZ2基因具有相對較高的蛋白相似性。

表2小麥SUMO化修飾系統各基因家族

Table2FamilymembersofSUMOylationsysteminwheat

蛋白質基因擬南芥基因登錄號水稻基因登錄號小麥基因登錄號類泛素修飾底物SUM1AT4G26840LOC_Os01g68950TRIAE_CS42_3AL_TGACv1_194462_AA0633500TRIAE_CS42_3B_TGACv1_222748_AA0769950TRIAE_CS42_2DS_TGACv1_177160_AA0567150SUM2AT5G55160LOC_Os01g68940TRIAE_CS42_3B_TGACv1_222482_AA0765590TRIAE_CS42_3DL_TGACv1_249661_AA0853720SUM3AT5G55170LOC_Os07g38690TRIAE_CS42_3AL_TGACv1_194013_AA0624570TRIAE_CS42_3DL_TGACv1_250480_AA0868920SUM4AT5G48710SUM5AT2G32765SUM6AT5G48700SUM7AT5G55855SUM8N.ASUM9N.A激活酶(E1)SAE1aAT4G24940LOC_Os11g30410TRIAE_CS42_7AL_TGACv1_558155_AA1790670TRIAE_CS42_7BL_TGACv1_578023_AA1888240TRIAE_CS42_7DL_TGACv1_604062_AA1993220SAE1bAT5G50580/AT5G50680TRIAE_CS42_3AS_TGACv1_211054_AA0684040TRIAE_CS42_3B_TGACv1_224871_AA0802510TRIAE_CS42_3DS_TGACv1_272077_AA0914250SAE2AT2G21470LOC_Os07g39780TRIAE_CS42_2AS_TGACv1_115072_AA0370790TRIAE_CS42_2BS_TGACv1_146568_AA0468370

續表2Continued2

蛋白質基因擬南芥基因登錄號水稻基因登錄號小麥基因登錄號結合酶(E2)SCE1AT3G57870LOC_Os03g03130TRIAE_CS42_5AL_TGACv1_378109_AA1251260TRIAE_CS42_4BL_TGACv1_322319_AA1070580TRIAE_CS42_4DL_TGACv1_343504_AA1135560SCE2LOC_Os10g39120TRIAE_CS42_1AL_TGACv1_000844_AA0020240TRIAE_CS42_1BL_TGACv1_031377_AA0112840TRIAE_CS42_1DL_TGACv1_062518_AA0215770SCE3LOC_Os04g49130TRIAE_CS42_2AL_TGACv1_093366_AA0278620TRIAE_CS42_2BL_TGACv1_129455_AA0384620TRIAE_CS42_2DL_TGACv1_157918_AA0501690連接酶(E3)SIZ1AT5G60410LOC_Os05g03430TRIAE_CS42_1AS_TGACv1_020185_AA0075430TRIAE_CS42_1DS_TGACv1_080154_AA0241640(SIZ3)TRIAE_CS42_3AL_TGACv1_193610_AA0614960TRIAE_CS42_3B_TGACv1_224572_AA0798130TRIAE_CS42_3DL_TGACv1_249240_AA0842760SIZ2LOC_Os03g50980TRIAE_CS42_4AL_TGACv1_291362_AA0994190TRIAE_CS42_4BS_TGACv1_328638_AA1091420TRIAE_CS42_4DS_TGACv1_361466_AA1168490(SIZ4)TRIAE_CS42_5AL_TGACv1_376034_AA1231050TRIAE_CS42_5BL_TGACv1_407061_AA1353000TRIAE_CS42_5DL_TGACv1_434271_AA1432930MMS21AT3G15150LOC_Os05g48880TRIAE_CS42_1AL_TGACv1_000912_AA0021710TRIAE_CS42_1BL_TGACv1_031243_AA0110250TRIAE_CS42_U_TGACv1_641891_AA2106760蛋白酶(Protease)ULP1aAT3G06910LOC_Os03g29630TRIAE_CS42_2AS_TGACv1_112889_AA0346800TRIAE_CS42_2BS_TGACv1_147049_AA0477250TRIAE_CS42_2DS_TGACv1_179014_AA0603490ULP1bAT4G00690LOC_Os03g22400TRIAE_CS42_4AS_TGACv1_306328_AA1006360TRIAE_CS42_4BS_TGACv1_330549_AA1108090TRIAE_CS42_4DL_TGACv1_343463_AA1134800ULP1cAT1G10570LOC_Os01g53630TRIAE_CS42_3AL_TGACv1_194477_AA0633750TRIAE_CS42_3B_TGACv1_222581_AA0767230TRIAE_CS42_3DL_TGACv1_250175_AA0863550ULP1dAT1G60220TRIAE_CS42_U_TGACv1_643195_AA2128780TRIAE_CS42_7BS_TGACv1_594539_AA1957830TRIAE_CS42_7DS_TGACv1_622093_AA2032580ESD4AT4G15880LOC_Os01g25370TRIAE_CS42_3AS_TGACv1_213025_AA0704860TRIAE_CS42_3B_TGACv1_222087_AA0757040ULP2aAT4g33620ULP2bAT1G09730LOC_Os05g11770TRIAE_CS42_5BL_TGACv1_405282_AA1323990TRIAE_CS42_5DL_TGACv1_436222_AA1459270(ULP2c)TRIAE_CS42_U_TGACv1_641662_AA2100790

N.A, 基因組未注釋；括號內基因為在小麥基因組發現的家族其他成員。

進一步構建了小麥、水稻和擬南芥中SUMO化修飾系統各家族基因的進化樹(圖1)。在小麥、水稻和擬南芥中，SUM1和SUM2之間具有較近的親緣關系，與其他SUM成員差異較大(圖1A)。E1激活酶基因家族中SAE1和SAE2成員明顯分為2個分支，與擬南芥相比，小麥和水稻SAE1成員位于同一個分支中(圖1B)。與SUMO底物編碼基因家族SUM相似，E2結合酶基因家族中SCE1和SCE2具有較近的親緣關系，與SCE3差異較大(圖1C)。E3連接酶基因家族中，SIZ和MMS21分布在2個分支中，其中小麥中新發現的SIZ3和SIZ4分別與SIZ1和SIZ2具有較近的進化關系(圖1D)。蛋白酶家族基因可以分為3個分支，其中ULP1a、ULP1b和ESD4位于一個分支，ULP1c和ULP1d分布于同一個分支，而ULP2成員位于另外一個分支中(圖1E)。

A：SUMO底物基因家族；B：E1激活酶基因家族；C：E2結合酶基因家族；D：E3連接酶基因家族；E：蛋白酶基因家族。圖1 小麥SUMO化修飾系統各基因家族進化樹分析Fig.1 Phylogenetic analysis of SUMOylation genes in wheat

2.2 小麥SUMO化修飾系統各基因家族成員在不同器官中的表達

利用Choulet等[31]報道的小麥在不同時期和不同器官中的轉錄組數據，考查了SUMO化修飾系統各基因家族在不同時期營養器官(圖2)和繁殖器官(圖3)中的表達。

對SUMO化修飾系統各基因家族成員的表達進行分析，發現在SUMO修飾物編碼基因中，SUM1基因表達量最高，其次為SUM2，而SUM3幾乎不表達；在激活酶編碼基因中，SAE1a和SAE2表達量相對較高，而SAE1b表達量較低；在結合酶編碼基因中，SCE1具有相對高的的表達量，SCE2表達量次之，SCE3表達量最低；在連接酶編碼基因中，SIZ1和SIZ3具有較強的表達，SIZ2和SIZ4的表達較弱。MMS21僅在拔節時期的幼穗中表達較強，在其余部位中表達均較弱；在蛋白酶編碼基因中，UPL2(UPL2b～UPL2c)的表達量明顯高于UPL1(UPL1a～ULP1d)，ESD4基因的表達介于二者之間。

對各基因在營養器官和繁殖器官中的表達進行分析，發現SUM1基因在營養器官和繁殖器官中均具有較強的表達，其次為SUM2和UPL2(UPL2b和UPL2c)基因。SIZ1和SIZ3基因在營養器官和繁殖器官中也具有較強的表達，并且二者在繁殖器官中的表達呈現強弱互補。SAE1b和SCE1在營養器官中的表達高于在繁殖器官中的表達，而SIZ2和SIZ4在繁殖器官中的表達高于在營養器官中的表達，尤其體現在開花后30 d的種子中。SUM3、SCE3、MMS21、UPL1a和UPL1c在各器官中的表達均較弱。

Root Z10、Root Z13、Root Z39、Leaf Z10、Leaf Z23、Leaf Z71、Stem Z30、Stem Z32、Stem Z65見表1。圖2 小麥SUMO化修飾系統各基因家族在不同時期營養器官中的表達Fig.2 Expression of wheat SUMOylation genes in different developmental stages of vegetative organs

Spike Z32、Spike Z39、Spike Z65、Grain Z71、Grain Z75、Grain Z85見表1。圖3 小麥SUMO化修飾系統各基因家族在不同時期繁殖器官中的表達Fig.3 Expression of wheat SUMOylation genes in different developmental stages of reproductive organs

分析各基因在不同發育時期的表達，結果表明，一些基因在不同時期的表達具有明顯的差異。SUM1在各器官中的表達均隨著發育時期的不同發生變化。SUM2除了在不同時期的葉片中表達較為穩定外，在其余各器官中的表達隨著發育時期而變化。SCE1在種子以外的其他器官中的表達隨發育時期發生了明顯的變化。SIZ1在莖稈以外的其他器官中的表達隨發育時期發生了明顯的變化。SIZ3和UPL1d在根和穗以外的其他器官中的表達隨發育時期的不同發生了明顯的變化。SAE1b在莖稈和穗部的表達隨著發育時期的不同而發生變化。SIZ2在繁殖器官中的表達隨著發育時期的不同發生了明顯變化。SAE1a、SAE2和MMS21在穗中的表達隨發育時期的不同發生了明顯變化。SCE2、SIZ4和ESD42在種子中的表達隨發育時期的不同發生了明顯的變化。

2.3 小麥SUMO化修飾系統各基因家族在種子中不同組織的表達

利用Pfeifer等[32]報道的小麥種子中不同時期和不同組織(轉移細胞、糊粉層和淀粉胚乳)的轉錄組數據，進一步對SUMO化修飾系統各基因家族的表達模式進行了分析。 結果(圖4)表明，在SUMO化修飾系統各基因家族中，SUM1基因的表達量最高，尤其體現在開花后20 d的轉移細胞和淀粉胚乳中，伴隨著發育，其表達量有所降低，但仍然高于其他基因的表達。SUM2、SCE1、SIZ1、SIZ3、UPL2b和UPL2c也具有較強的表達，其中SUM2在不同時期各組織中的表達相對穩定，SCE1、SIZ1和SIZ3在花后20 d的轉移細胞和淀粉胚乳中表達較強，在糊粉層中的表達較弱，在花后30 d時各組織中的表達趨于穩定。UPL2b和UPL2c在花后20 d的淀粉胚乳中具有較強的表達，在花后30 d時各組織中的表達趨于穩定。SAE1a、SAE2、SCE2、SIZ2、SIZ4、UPL1d和ESD4在種子各部位也有表達，其中SAE1a、SCE2和ESD4的表達相對穩定，SAE2、SIZ2、SIZ4和UPL1d在不同時期的表達具有差異。SUM3、SAE1b、SCE3、MMS21、ULP1a、ULP1b和ULP1c等基因在不同時期種子各部位表達量均較低。

TC 20DPA、AL 20DPA、SE 20DPA、SE 30DPA、AL.SE 30DPA見表1。圖4 小麥SUMO化修飾系統各基因家族在不同時期種子各部位的表達Fig.4 Expression of wheat SUMOylation genes in different developmental stages and tissues of the grain

3 討 論

3.1 小麥SUMO化修飾系統的特點

SUMO化修飾系統包括SUMO修飾底物、激活酶(E1)、結合酶(E2)、連接酶(E3)以及特異性識別SUMO修飾物的蛋白酶(Protease)[1,8]。與擬南芥和水稻相似，小麥基因組含有以上各家族成員。小麥含有3個SUMO修飾底物編碼基因SUM1～SUM3，與擬南芥不同，并未在小麥中發現SUM4～SUM9。在激活酶基因家族中，不同于水稻僅含有1個編碼激活酶小亞基的基因SAE1a，小麥還含有另外1個編碼激活酶小亞基的基因SAE1b。與擬南芥和水稻相同，小麥只含有1個編碼激活酶大亞基的基因SAE2。不同于擬南芥僅含有1個編碼結合酶的基因SCE1，小麥和水稻含有另外2個編碼結合酶的基因SCE2和SCE3。在連接酶基因家族中，擬南芥和水稻中目前報道存在SIZ1、SIZ2和MMS21 3個基因，而在小麥中發現了另外2個編碼連接酶的基因SIZ3和SIZ4，分別與SIZ1和SIZ2具有較高的同源性。在蛋白酶基因家族中，小麥中含有7個成員，分別為ULP1a～ULP1d、ESD4、UPL2b和UPL2c，并未發現UPL2a，但相比于擬南芥和水稻，小麥中存在另外一個蛋白酶基因UPL2c。

由于小麥是異源六倍體，含有A、B、D3個亞基因組，大部分基因存在對應于各亞基因組的部分同源基因(Homoeologues)[35]。本研究發現，除了TRIAE_CS42_U_TGACv1_641662_AA2100790與部分同源基因TRIAE_CS42_5BL_TGACv1_405282_AA1323990和TRIAE_CS42_5DL_TGACv1_436222_AA1459270編碼的蛋白質相似性分別為85%和90%，而將其單獨作為一個新的家族成員ULP2c外，其余所有家族成員均含有部分同源基因。其中14個基因家族成員在A、B和D亞基因組中均含有部分同源基因，另外6個成員在2個亞基因組中存在部分同源基因，可能是由于目前的小麥基因組拼接過程中存在的一些序列缺失區域造成。

進化樹分析結果表明，與小麥和水稻中的同源基因相比，E1激活酶基因家族中擬南芥SAE1a和SAE1b之間具有較近的親緣關系，單獨形成了一個分支。除此之外，SUMO化修飾系統各家族基因在不同物種間均具有較近的進化關系，說明了SUMO化修飾系統各家族基因可能分別具有共同的祖先基因。

3.2 小麥SUMO化修飾系統各基因家族的表達差異

SUMO化修飾廣泛參與了植物體各種生命活動[7-8]。擬南芥中由單基因編碼的激活酶大亞基SAE2和結合酶SCE1突變均會導致胚性死亡，SUM1和SUM2雙突變也會致死，充分說明了SUMO化修飾系統對于植物體生長發育具有重要作用[4]。通過基因表達分析有助于了解各成員的時空表達模式并窺見其功能差異。我們借助轉錄組數據[31-32]考查了SUMO化修飾系統各家族成員在小麥不同時期、不同器官和組織中的表達，發現：① 小麥SUMO化修飾系統各基因家族成員中，SUM1表達最強，尤其在繁殖器官和種子內部不同組織中更為明顯，SUM2亦有較強的表達，SUM3在各個器官和組織中表達量最低，幾乎不表達，這與擬南芥中的研究結果相似[3]，說明了SUM1和SUM2是小麥SUMO化修飾系統中修飾底物的主要提供者，并且SUM1在小麥種子發育過程中很可能起著重要作用。②SCE1的表達僅次于SUM1，顯著高于SCE2，SCE3表達量最低。與之相似，激活酶編碼基因SAE1a和SAE2表達高于SAE1b，連接酶編碼基因SIZ1和SIZ3的表達明顯高于SIZ2、SIZ4和MMS21，蛋白酶編碼基因UPL2(UPL2b、UPL2c)表達明顯高于ESD4和UPL1(UPL1a、ULP1d)，這些同一基因家族成員之間表達強度的差異說明了其在參與SUMO化修飾過程中所行使的功能可能具有差異。③ 很多基因(SUM1、SUM2、SAE1a、SAE1b、SAE2、SCE2、SIZ1、SIZ2、SIZ3、SIZ4、MMS21、UPL1d和ESD42等)在一些器官中的表達隨著發育時期的不同發生了明顯的變化。一些基因如SAE1b和SCE1在營養器官中的表達相對較高，而SIZ2和SIZ4在繁殖器官中的表達相對較高。另一些基因如SIZ3與SIZ1具有較高的同源性，與在營養器官中的表達模式不同，二者在繁殖器官中的表達呈現強弱互補。排除試驗誤差造成的影響，這些結果反應了各基因表達及其所受調控的時間和空間差異。

SUMO化修飾是由多基因參與的生物學過程，在SUMO前體的成熟、激活、結合、連接和去結合等每一過程都由相應的基因參與和行使功能[1,8]。本研究從小麥中分離了SUMO化修飾系統各基因家族的成員，并借助小麥轉錄組數據分析各家族成員在不同時期、不同器官和組織中的表達模式，將為小麥SUMO化修飾系統各基因家族的功能研究提供依據和參考。

[1] MIURA K, JIN J B, HASEGAWA P M. Sumoylation, a post-translational regulatory process in plants [J]. Curr Opin Plant Biol, 2007, 10(5): 495-502.

[2] HANANIA U, FURMAN-MATARASSO N, RON M, et al. Isolation of a novel SUMO protein from tomato that suppresses EIX-induced cell death [J]. Plant J, 1999, 19: 533-541.

[3] KUREPA J, WALKER J M, SMALLE J, et al. The small ubiquitin-like modifier (SUMO) protein modification system in Arabidopsis accumulation of SUMO1 and -2 conjugates is increased by stress [J]. J Biol Chem, 1999, 278(9): 6862-6872.

[4] SARACCO S A, MILLER M J, KUREPA J, et al. Genetic analysis of SUMOylation in Arabidopsis: conjugation of SUMO1 and SUMO2 to nuclear proteins is essential [J]. Plant Physiol, 2007, 145(1): 119-134.

[5] HUANG L, YANG S, ZHANG S, et al. The Arabidopsis SUMO E3 ligase AtMMS21, a homologue of NSE2/MMS21, regulates cell proliferation in the root [J]. Plant J, 2009, 60(4): 666-678.

[6] CASTANO-MIQUEL L, SEGUI J, LOIS L M. Distinctive properties ofArabidopsisSUMO paralogues support the in vivo predominant role of AtSUMO1/2 isoforms [J]. Biochem J, 2011, 436(3): 581-590.

[7] MIURA K, HASEGAWA P M. Sumoylation and other ubiquitin-like post-translational modifications in plants [J]. Trends Cell Biol, 2010, 20(4): 223-232.

[8] PARK H J, KIM W Y, PARK H C, et al. SUMO and SUMOylation in plants [J]. Mol Cells, 2011, 32(4): 305-316.

[9] CASTRO P H, TAVARES R M, BEJARANO E R, et al. SUMO, a heavyweight player in plant abiotic stress responses [J]. Cell Mol Life Sci, 2012, 69(19): 3269-3283.

[10] JIN J B, JIN Y H, LEE J, et al. The SUMO E3 ligase, AtSIZ1, regulates flowering by controlling a salicylic acid-mediated floral promotion pathway and through affects on FLC chromatin structure [J]. Plant J, 2008, 53(3): 530-540.

[11] MIURA K, LEE J, MIURA T, et al. SIZ1 controls cell growth and plant development inArabidopsisthrough salicylic acid [J]. Plant Cell Physiol, 2010, 51(1): 103-113.

[12] LIU Y, LAI J, YU M, et al. The Arabidopsis SUMO E3 ligase AtMMS21 dissociates the E2Fa/DPa complex in cell cycle regulation [J]. Plant Cell, 2016, 28 (9): 2225-2237.

[13] CATALA R, OUYANG J, ABREU I A, et al. The Arabidopsis E3 SUMO ligase SIZ1 regulates plant growth and drought responses [J]. Plant Cell, 2007, 19(9): 2952-2966.

[14] MIURA K, JIN J B, LEE J, et al. SIZ1-mediated sumoylation of ICE1 controls CBF3/DREB1A expression and freezing tolerance inArabidopsis[J]. Plant Cell, 2007, 19(4): 1403-1414.

[15] VAN DEN BURG H A, KINI R K, SCHUURINK R C, et al.Arabidopsissmall ubiquitin-like modifier paralogs have distinct functions in development and defense [J]. Plant Cell, 2010, 22(6): 1998-2016.

[16] RAORANE M L, MUTTE S K, VARADARAJAN A R, et al. Protein SUMOylation and plant abiotic stress signaling: in silico case study of rice RLKs, heat-shock and Ca(2+)-binding proteins [J]. Plant Cell Rep, 2013, 32(7): 1053-1065.

[17] LEE J, NAM J, PARK H C, et al. Salicylic acid-mediated innate immunity inArabidopsisis regulated by SIZ1 SUMO E3 ligase [J]. Plant J, 2006, 49(1): 79-90.

[18] MIURA K, LEE J, JIN J B, et al. Sumoylation of ABI5 by theArabidopsisSUMO E3 ligase SIZ1 negatively regulates abscisic acid signaling [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2009, 106(13): 5418-5423.

[19] ZHENG Y, SCHUMAKER K S, GUO Y, et al. Sumoylation of transcription factor MYB30 by the small ubiquitin-like modifier E3 ligase SIZ1 mediates abscisic acid response in Arabidopsis thaliana [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2012, 109(31): 12822-12827.

[20] MIURA K, RUS A, SHARKHUU A, et al. TheArabidopsisSUMO E3 ligase SIZ1 controls phosphate deficiency responses [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2005, 102(21): 7760-7765.

[21] PARK B S, SONG J T, SEO H S, et al. Arabidopsis nitrate reductase activity is stimulated by the E3 SUMO ligase AtSIZ1 [J]. Nat Commun, 2011, 2: 400.

[22] MIURA K, LEE J, GONG Q, et al. SIZ1 regulation of phosphate starvation-induced root architecture remodeling involves the control of auxin accumulation [J]. Plant Physiol, 2011, 155(2): 1000-1012.

[23] MIURA K, HASEGAWA P M. Sumoylation and other ubiquitin-like post-translational modifications in plants [J]. Trends Cell Biol, 2010, 20(4): 223-232.

[24] NOVATCHKOVA M, TOMANOV K, HOFMANN K, et al. Update on sumoylation: defining core components of the plant SUMO conjugation system by phylogenetic comparison [J]. New Phytologist, 2012, 195(1): 23-31.

[25] WANG H, SUN R, CAO Y, et al.OsSIZ1, a SUMOE3 ligase gene, is involved in the regulation of the responses to phosphate and nitrogen in rice [J]. Plant Cell Physiol, 2015, 56(12):2381-2395.

[26] AUGUSTINE R C, YORK S L, RYTZ T C, et al. Defining the SUMO system in maize: SUMOylation is up-regulated during endosperm development and rapidly induced by stress [J]. Plant Physiol, 2016, 171 (3): 2191-2210.

[27] ZHANG R F, GUO Y, LI Y Y, et al. Functional identification of MdSIZ1 as a SUMO E3 ligase in apple [J]. J Plant Physiol, 2016, 198:69-80.

[28] CAI B, KONG X, ZHONG C, et al. SUMO E3 Ligases GmSIZ1a and GmSIZ1b regulate vegetative growth in soybean [J]. J Integr Plant Biol, 2017, 59(1):2-14.

[29] ZHOU L J, LI Y Y, ZHANG R F, et al. The SUMO E3 ligase MdSIZ1 promotes anthocyanin accumulation by sumoylating MdMYB1 under low temperature conditions in apple[J]. Plant Cell Environ, 2017, 40(10):2068-2080.

[30] WAN Y F, ROBERT K, ROWAN A M, et al. Spatiotemporal expression patterns of wheat amino acid transporters reveal their putative roles in nitrogen transport and responses to abiotic stress[J]. Scientific Reports, 2017, 7(1): 5461.

[31] CHOULET F, ALBERTI A, THEIL S, et al. Structural and functional partitioning of bread wheat chromosome 3B [J]. Science，2014, 345(6194):1249721.

[32] PFEIFER M, KUGLER K G, SANDVE S R, et al. Genome interplay in the grain transcriptome of hexaploid bread wheat [J]. Science，2014, 345(6194):1250091.

[33] KIM D, PERTEA G, TRAPNELL C, et al. TopHat2: accurate alignment of transcriptomes in the presence of insertions, deletions and gene fusions[J]. Genome Biology，2013,14(4):R36.

[34] TRAPNELL C, ROBERTS A, GOFF L, et al. Differential gene and transcript expression analysis of RNA-seq experiments with TopHat and Cufflinks[J]. Nature Protocols, 2012, 7(3):562-578.

[35] INTERNATIONAL WHEAT GENOME SEQUENCING CONSORTIUM. A chromosome-based draft sequence of the hexaploid bread wheat (Triticumaestivum) genome[J]. Science, 2014, 345(6194):1251788.