水稻草矮病毒的研究進展

石超南 楊振 丁作美 張超 吳建國

（福建農林大學蟲媒病毒研究中心 福建省植物病毒學重點實驗室 閩臺作物有害生物生態防控國家重點實驗室，福州 350002）

水稻是維持世界過半人口生存的重要糧食作物之一，廣泛種植于世界各地，其中亞洲是最主要的水稻種植區域，占世界總種植面積的90%以上［1-2］。然而，自20世紀60-70年代以來，許多水稻病毒病的發生嚴重影響了水稻產量和糧食安全。截至目前，在水稻上已發現的病毒病害有15種，其中嚴重威脅水稻生產的有10種［3］。水稻草矮病是1963年在菲律賓首次被發現［4］，而后在東亞、東南亞和南亞的許多國家和地區大面積爆發［5-8］；2006-2007年間，該病害在越南南部爆發，危害面積超過48.5萬hm2，造成大約82.8萬t的糧食損失，致使數百萬的農民蒙受巨大的經濟損失［9］。

水稻草矮病的典型病害癥狀為病株矮化呈雜草狀，分蘗急劇增多，葉片狹窄，葉片褪綠黃化且有許多形狀不規則的褐色銹斑，感病水稻基本不抽穗，而且一旦感病很難治愈。目前，水稻草矮病仍在我國廣東、廣西、海南等省有零星分布［10］。水稻病毒病具有爆發性、遷移性、間歇性的發生特點，存在隨時爆發危害的潛在可能，因此水稻草矮病毒依然受到國內外研究學者的關注。本文主要針對RGSV病毒粒子特性、常用檢測方法、基因組結構及功能、病癥形成機制研究和防治方法等進行了綜述，以期為開展RGSV相關研究提供參考。

1 RGSV病毒粒子

提純RGSV病毒，在電鏡下可以觀察到大量直徑6-8 nm的線狀或長分枝絲狀粒體（大部分長為950-1 350 nm），并能形成環狀結構。病毒粒子是由細線狀的核糖核蛋白（Ribonucleoprotein，RNP）、病毒正義鏈（viral-sense RNA，vRNA）、病毒負義鏈（viral-complementary RNA，vcRNA）、核衣殼蛋白和依賴RNA的RNA聚合酶（RNA-dependent RNA polymerase，RdRp）組成［11-13］。

2 RGSV在介體昆蟲內的增殖

RGSV是纖細病毒屬（Tenuivirus）的成員，由介體昆蟲褐飛虱（Nilaparvata lugens）以持久增殖型方式傳播［8］。Zheng等［14］通過免疫熒光技術研究了RGSV在褐飛虱體內的侵染路線，結果顯示RGSV在褐飛虱中腸上皮細胞建立初侵染點，然后穿過基底膜進入中腸肌肉組織，而后擴散至血淋巴，進入唾液腺或者擴散至整個消化系統。這一研究成果對RGSV在褐飛虱體內的侵染路線進行了描述，為制定阻斷病毒傳播策略提供理論基礎。

3 RGSV常用檢測方法

常用的RGSV檢測方法有間接ELISA、非放射性分子雜交和RT-PCR等。張春嵋等［15］對這3種方法進行比較發現，運用自制的融合蛋白GST-NC進行抗血清檢測，其靈敏度為1 mg鮮重的病株葉片或84 ng提純病毒；地高辛（DIG）標記的DNA探針雜交法的靈敏度為50 μg病葉或6 ng提純病毒；而RT-PCR的檢測靈敏度為10 μg病葉或2 ng提純病毒。其中RT-PCR和分子雜交檢測RGSV的方法有很高的敏感性，特異性和可重復性。但考慮到費用，時間和實用性，ELISA用于大規模檢測病毒樣品是較好的選擇。2012年，楊靚等［16］制備了RGSV p2的多克隆抗體，靈敏度達到1∶8 192，可運用于RGSV的檢測。

4 RGSV基因組結構及功能

RGSV基因組是多組分的，最初被認為由4條ssRNA組成，基因組全長15.46 kb［17］。研究人員從提純病毒中抽提的病毒中抽提病毒的基因組RNA，在經過1%瓊脂糖凝膠電泳后發現了6條大小分別為10.0、4.0、3.0、2.9、2.7和2.6 kb的條帶，同時還可以看見 dsRNA［18］。這種情況在 MStV、RSV、RHBV上也存在［19-21］。目前普遍認為RGSV至少由6條負單鏈RNA片段組成，分別命名為RNA1-6，均采用雙義編碼策略，即在vRNA和vcRNA靠近5'端處都存在一個開放閱讀框（Open read frame，ORF），至少能編碼 12 個蛋白（圖 1）［6，18，22-23］。

圖1 RGSV的基因組結構

堿基序列分析表明，RGSV所有片段的5'端和3'端分別有17和16個高度保守的堿基且能發生互補配對：5'-ACACAAAGUCCUGG（A/U）CA……UGCCCAGACUUUGUGU-3'。另外通過序列比對分析發現RGSV的RNA1、RNA2、RNA5和RNA6分別對應于RSV的RNA1、RNA2、RNA3和RNA4，而RNA3和RNA4為RGSV基因組所獨有，不與其它纖細病毒屬成員相同［18，22］。RGSV與水稻鋸齒葉矮縮病毒（Rice ragged stunt virus，RRSV）復合侵染在田間感病水稻植株上普遍存在。Liu等［24-25］通過巢式RT-PCR及克隆測序方法研究發現RGSV能夠利用prime-and-realign機制抓取RRSV基因組RNA的前導序列作為自身轉錄本的帽子結構，以此來維持自身轉錄本的完整性和穩定性。

RNA1：大小為9 760 nt，與其它纖細病毒屬成員不同，它采用的是雙義編碼。vRNA1編碼大小為18.9 kD的p1蛋白，功能未知；vcRNA1編碼一個大小為339.1 kD的pC1蛋白，Toriyama等通過基因組序列比對分析發現，RGSV的vcRNA1與RSV的NS1存在很高的序列同源性，且與NS1一樣具有病毒復制酶蛋白的特征性結構，如SDD三肽域等多個保守結構域［26］，可在體外合成自身的ssRNA，所以推測其功能為 RdRp［18，22］。

RNA2：大小為4 056 nt，vRNA2編碼大小為23.3 kD的p2蛋白，Chomchan等［27］通過Westernblot用p2的抗血清檢測RGSV侵染后的水稻葉片組織得出，p2主要存在細胞質的可溶性組分中，也有部分在細胞壁中、多種細胞器和粗膜組分中被檢測出，推測p2的功能可能為一個運動蛋白；而最近Nguyen等［28］研究發現RGSV越南分離株p2具有抑制RNA沉默途徑的沉默抑制子（Viral suppressor of RNA silencing，VSR）活性；vcRNA2編碼大小為93.9 kD的pC2蛋白。根據與白蛉熱病毒屬的相應蛋白之間氨基酸序列相似性分析，推測p2可能與膜結合組分相關，pC2 可能是膜糖蛋白［19，29-31］，二者的生物學功能仍需進一步證實。

RNA3、4：大小分別為 3 123 nt和 2 915 nt，與其它纖細病毒屬成員不同，為RGSV所獨有。vRNA3編碼大小為22.9 kD的p3蛋白，Zhang等［32］發現p3和p5存在互作關系，為研究蛋白的生物學作用，采用馬鈴薯X病毒（Potato virus X，PVX）系統通過農桿菌浸潤法發現p3、p5單獨或共注射都會增強馬鈴薯X病毒對本氏煙的致病性，且p3和p5共注射時導致PVX有更強的致病力；vcRNA3編碼大小為30.9 kD的pC3蛋白，功能未知。vRNA4與vcRNA4分別編碼大小為19.4 kD的p4蛋白和60.4 kD的pC4蛋白，功能未知。

RNA5：大小為2 704 nt，vRNA5編碼大小為21.6 kD的p5蛋白，Zhang等［32］利用基于綠色熒光蛋白（Green fluorescent protein，GFP）的煙草瞬時表達實驗，將RGSV p5與35S-ssGFP共注射16c本氏煙，注射后第2天發現所有葉片都能檢測到很強的綠色熒光信號，但到注射后的第5天，陰性對照空載體與35S-ssGFP共注射樣品中綠色熒光蛋白積累明顯減弱，而陽性對照HC-Pro和RGSV p5與35S-ssGFP的共注射葉片上依然能夠監測到較強的綠色熒光蛋白信號，證明RGSV p5具有沉默抑制的功能。同時通過酵母雙雜交、雙分子熒光互補實驗等也驗證了p5存在自身互作［32-33］；vcRNA5編碼大小為35.9 kD核衣殼蛋白pC5，是細絲狀粒子的主要組成部分［27］。

RNA6：大小為2 854 nt，vRNA6編碼大小為20.6 kD的p6蛋白，是病毒特異性蛋白（Diseasespecific protein，SP），在病葉中大量積累，與病癥的嚴重性密切相關［34］；vcRNA6編碼大小為36.4 kD的pC6蛋白，Hiraguri等［35］研究通過將pC6和融合綠色熒光蛋白的運動缺陷型煙草花葉病毒（Tobacco mosaic virus，TMV）共注射本氏煙葉片研究發現pC6可以協助TMV進行細胞間移動，表明pC6具有病毒運動蛋白的功能。

5 RGSV癥狀形成機制的探討

RGSV侵染水稻后的典型癥狀是：病株嚴重矮化，分蘗增多，呈現雜草狀叢生，葉短而窄，灰綠色至灰黃色，并有許多不規則暗綠色小斑點，谷粒不實或有癟粒，后期感染的水稻葉片呈黃褐色。國內外研究人員對RGSV病害癥狀形成機制進行了探索，本文主要從以下幾個方面展開討論。

5.1 分蘗增多

分蘗增多是感染RGSV的水稻呈現出的主要癥狀之一，也是水稻矮縮病毒（Rice dwarf virus，RDV）和水稻鋸齒葉矮縮病毒（Rice ragged stunt virus，RRSV）等矮縮類病毒侵染水稻后誘導產生的典型癥狀之一。在擬南芥中，MAX基因家族被證明具有調控莖分支的作用，同時也是調控獨腳金內酯（Strigolactones，SL）生物合成的重要因子［36-37］。如 Gomez-Roldan 和 Umehara 等［36-37］研究發現擬南芥突變體max1、max3和max4具有莖分支增多的表型，而噴施GR24（SL類似物）會抑制莖分支增多過程，恢復為野生型，由此表明SL具有抑制植物分蘗增多的生物學功能。Ishikawa等［38］在2006年就發現水稻SL相關基因的突變體d10、d17/htd1、d27、d3和d14/htd2等都表現出分蘗增多和矮化的表型，但分子機制還不是很清楚。而后SL相關基因調控水稻分蘗增多的分子機制相繼被闡釋，其中D27、D17和D10是SL生物合成所必需的［39-41］，D3和D14介導SL信號感知和信號轉導［42-44］，D53是 SL 信號轉導的抑制因子［45］。這些研究發現說明了SL在控制植物分蘗過程中發揮著重要作用。在感染RGSV的水稻植株中，與SL信號傳導相關的D3和D14/HTD2基因的表達水平受到抑制，而且SL的含量是減少的，意味著RGSV可能通過影響SL的合成及信號傳導途徑介導水稻分蘗增多的表型［46］。Xu等［47］研究發現，OsPIN1基因會編碼一個生長素（Indoleacetic acid，IAA）轉運蛋白PIN1，利用RNAi方法降低水稻OsPIN1基因的表達水平會抑制IAA向莖部輸送，從而影響莖部IAA的積累量，最終導致OsPIN1-RNAi轉基因水稻表現出分蘗增多的癥狀，這一結果顯示生長素在調控植物分蘗過程中也具有重要作用。然而從Satoh等［46，48］的轉錄組測序結果中可以看出，RGSV侵染后激活了OsPIN1，這與PIN1負調控水稻分蘗的結論不一致；與健康水稻相比，RGSV侵染水稻及RSV侵染水稻中IAA合成相關基因的表達被抑制，IAA降解相關基因的表達被誘導，推測RGSV和RSV侵染水稻中IAA含量可能降低了。因此，IAA是否參與RGSV誘導分蘗增多的致病過程仍值得深入研究。SPL14（Squamosa promoter binding proteinlike 14）、RCN1（Reduced culm number 1） 和Ostill1（Oryza sativa tillering 1）基因被報道能促進水稻分蘗增多［49-51］。RGSV會誘導RCN1和Ostill1的表達，但SPL14的表達卻是受到抑制，意味著RCN1和Ostill1單獨被激活可能有助于RGSV侵染水稻植株后過度分蘗的表型產生［46］。由此可見，SL、IAA等激素水平和信號傳導途徑的改變及性狀基因的表達等都可能是RGSV誘導水稻分蘗增多的誘因。

5.2 植株矮化

植株矮化是許多水稻病毒病主要表現的癥狀。Sakamoto等［52］研究發現赤霉素（Gibberellic acid，GA）合成相關酶類的水稻突變體cps1、ks1、ko2、kao、ga20ox2和ga3ox2等都有矮化的表型，而外源噴施GA會恢復這些突變體的表型。在感染RGSV的水稻植株中，與GA合成相關的CPS1和GA3ox2基因的表達水平受到抑制，意味著RGSV可能通過負調控GA的合成途徑來介導水稻矮化的表型［46］；Lo等［53］證明GA2ox是一個GA鈍化基因，它會減少生物體內活性GA的含量，增加無活性GA的含量，而其過表達會使轉基因水稻表現出矮化的癥狀。在感染RDV的水稻中，GA2ox被誘導表達［54］，在感染RGSV的水稻中同樣能誘導GA2ox的表達，進一步說明水稻病毒通過調控GA生物合成介導矮化癥狀的形成可能具有普遍性［46］；油菜素內酯（Brassinosteroids，BR）是另外一類具有調控株高的植物內源激素。Yamamuro等［55］研究發現，水稻BRI1缺失突變體d61，對BR不敏感且會表現出矮化的表型，觀察發現d61沒有生長的節間細胞內的微管排布異常紊亂。然而，在感染RGSV的水稻植株中，OsBRI1基因表達水平沒有明顯的改變［46］，表明OsBRI1可能與RGSV誘導水稻分蘗增多的表型不存在直接的關系。另外，細胞壁缺失也會引起植株矮化。如黃瓜花葉病毒Y（Cucumber mosaic virus strain Y，CMV-Y）和 RDV會抑制細胞壁形成相關基因的表達，進而產生矮化的癥狀［56-57］。Choi等［58］研究發現OsEXP4基因編碼一個擴張蛋白，OsEXP4-RNAi轉基因水稻具有植株矮化的表型，它會影響細胞壁的結構。在感染RGSV或RSV的水稻植株中細胞壁合成相關基因和許多擴張蛋白基因的表達都受到明顯抑制，表明RGSV侵染抑制水稻細胞壁的形成和細胞的伸長［46，48］，暗示細胞壁合成相關基因和擴張蛋白基因可能與RGSV介導水稻矮化癥狀的形成存在相關性。以上討論說明GA等激素水平及其信號傳導途徑的改變、細胞壁合成和擴增蛋白基因的表達等可能是RGSV誘導水稻矮化的誘因。許多研究報道表明植株矮化和分蘗增多的表型往往偶聯發生。例如，SL生物合成和信號轉導相關基因的突變體均具有矮化及分蘗增多兩種表型［39-44］。因此，RGSV誘導水稻矮化與分蘗增多的病害產生機制需結合兩方面研究結果綜合分析。

5.3 葉片黃化

葉片黃化也是許多病毒病共有的病害癥狀，研究發現葉綠體受損會使植物葉片黃化，如RSV會引起寄主細胞缺失葉綠體，產生黃化萎蔫的癥狀［48］。番茄花葉病毒（Tomato mosaic virus，ToMV）、甘蔗花葉病毒（Sugar cane mosaic virus，SCMV）和TMV的編碼蛋白通過與寄主葉綠體相關蛋白互作，破壞或擾亂寄主葉綠體的結構與功能，使其產生花葉的癥狀［59-61］。而不同的葉片黃化模式可能還會與植物體內葉綠素的合成與降解過程相關。例如，水稻突變體sgr、nyc1和nol會表現出葉片長久的保持綠色［62-64］。Park等［62］研究發現發現Sgr基因的過表達會使轉基因水稻表現出葉片黃化，體外實驗證明Sgr蛋白會與光捕獲葉綠素綁定蛋白（Light-harvesting chlorophyll binding protein II，LHCPII） 發 生 互作，在類囊體膜（Thylakoid membrane）形成Sgr-LHCPll復合體，Sgr與LHCPll互作會促進LHCPll的降解，進而正調控葉綠素的降解，使水稻植株產生黃化癥狀；Sato等［63］發現NYC1和NOL互作且共定位在類囊體膜，在水稻中形成一個葉綠素b還原酶（Chlorophyll b reductase）的復合物，通過降解葉綠素b的含量使水稻植株產生黃化的表型；RGSV和RSV都會抑制葉綠素合成相關基因的表達，這意味著RGSV侵染導致水稻葉綠素的合成過程受到抑制［46，48］。同時，在感染RGSV水稻中，Sgr和葉綠素還原酶兩個與葉綠素降解相關的基因受到RGSV侵染的顯著誘導。因此，RGSV誘導水稻產生黃化的表型可能也與Sgr等促進葉綠素降解過程相關［46］。值得一提的是，在感染RSV的水稻中，Sgr基因的表達水平卻沒有太大的變化，暗示著RGSV和RSV介導水稻出現葉片褪綠癥狀存在差異［46，48］。以上研究報道說明葉綠體的結構和功能以及葉綠素水平的改變等因素是導致水稻葉片黃化的直接原因。然而，RGSV誘導水稻葉片黃化的致病過程受哪種因素調控尚無定論。

6 水稻草狀矮縮病的防治措施

水稻草矮病的爆發往往是隨著介體昆蟲褐飛虱的爆發而引起的。褐飛虱是水稻上主要害蟲之一，廣泛分布于南亞、東南亞和東亞各國，具有遠距離遷飛能力［65］。研究發現，在春夏季，褐飛虱隨著西南氣流從中南半島和廣東、廣西南部或菲律賓向我國北部遷飛，而在秋季順東南風冷空氣向南回遷［66］，褐飛虱的遷飛可能是水稻草矮病交替流行發生于中國南部、越南、印度尼西亞和菲律賓等國家和地區的主要原因。由于缺少對水稻病毒致病機制的了解，至今尚無特效靶向藥物的應用，是有效防控水稻病毒病的瓶頸。但根據水稻病毒病的流行特點，謝聯輝教授提出了以“抗”、“避”、“除”、“治”四字原則為導向的的水稻病毒病害防控策略。首先，抗病品種的篩選和推廣是最經濟有效的病害防控策略。對此，國內外都做了大量的工作培育抗RGSV的水稻品種的工作，由于對RGSV的抗性機制研究缺乏，合適的抗RGSV的抗性基因還沒有在自然水稻中被發現，因此還未能找到理想的抗病品種。隨著分子生物學和遺傳學的發展，基于RNA沉默的水稻抗病毒機制研究成果顯著［67-70］。例如，Shimizu等［71］發現基于RNA干擾技術構建的RGSV的核衣殼蛋白pC5和運動蛋白pC6的RNAi轉基因水稻對RGSV有很強的抗病性。Wu等［72-73］研究發現水稻病毒通過誘導基因沉默的核心元件AGO18的表達，使之作為分子鎖扣結合miR168和miR528，正調控AGO1和活性氧水平介導水稻產生廣譜的抗病性。以上抗病機制的揭示都將為未來抗病品種培育提供方向。病毒防控的另一策略即結合病蟲測報，調節播種、插秧時間，適當早播或晚播，使感病率高、抗病性弱的秧苗期避開介體昆蟲蟲量高峰期，達到了較為理想的避病效果。另外，使用化學藥劑殺蟲防病也是有效防控病毒病的主要措施。通過藥劑使用可有效控制蟲口密度，降低傳播介體數量和初侵染源。

綜上所述，水稻草矮病的防治工作需要圍繞RGSV的準確診斷，毒蟲的預警與檢測以及篩選理想的抗病品種等方面展開。根據水稻草矮病毒的致病特性及流行特點，再結合謝聯輝院士提出的 “四字”原則，綜合防治水稻草矮病［74］。

7 展望

盡管對RGSV的研究已經有半個多世紀了，但對該病毒的研究仍處于初級階段，還存在許多未解答的問題。首先，RGSV基因組有12個ORF，編碼12個蛋白，截至目前僅對pC1、p5、pC5和pC6的功能進行了驗證，其它蛋白的功能及其與寄主水稻的互作機制尚不清楚；RGSV基因組與纖細病毒屬其它成員存在差異，其RNA3和RNA4片段是RGSV所獨有，那么RGSV與纖細病毒屬的其它成員存在怎樣的進化關系也是值得研究的問題；另外，雖然RGSV在介體昆蟲體內的侵染路線已經確定［14］，但是RGSV如何在介體昆蟲體內進行復制、裝配和增殖也缺乏系統的研究；Satoh等［46］通過轉錄組分析對RGSV介導病癥形成機制做了一個初探，如何從遺傳學角度進行深入驗證是未來一個重要研究內容；如何挖掘抗病基因和抗病品種的培育及推廣更是未來水稻病毒病害研究中的終極目標。以上所述均是未來RGSV研究的重要方向，對以上問題的解答將有助于我們深化對RGSV流行發病的認識，為防控RGSV策略的制定提供方向和理論依據。

圖2 RGSV與RSV癥狀形成機制的可能工作模式

［1］Normile D. Agricultural research. Reinventing rice to feed the world［J］. Science, 2008, 321（5887）：330-3.

［2］ Zeigler RS, Barclay A. The relevance of rice［J］. Rice, 2008, 1（1）：3-10.

［3］ Sasaya T, Nakazono-Nagaoka E, Saika H, et al. Transgenic strategies to confer resistance against viruses in rice plants［J］. Frontiers in Microbiology, 2014, 4（2）：409.

［4］Rivera CT, Ou SH, Iida TT. Grassy stunt disease of rice and its transmission by the planthopper Nilaparvata lugens Stal［J］. Plant Disease Reporter, 1966, 50（7）：453-456.

［5］Hibino H. Biology and epidemiology of rice viruses［J］. Annu Rev Phytopathol, 1996, 34（1）：249-274.

［6］Shirako Y, Falk BW, Haenni AL. Genus tenuivirus, in virus taxonomy：classification and nomenclature：Ninth Report of the International Commitee on Taxonomy of Viruses［M］//King AMQ,Lefkowitz EJ, Adams MJ, et al. San Diego：Elsevier Academic Press, 2011：771-776.

［7］謝聯輝, 林奇英. 水稻品種對病毒病的抗性研究［J］. 福建農林大學學報：自然科學版, 1982, 2：003.

［8］Hibino H. Rice grassy stunt virus［J］. Tropical Agriculture Research, 1986：165-171.

［9］Cabauatan PQ, Cabunagan RC, Choi IR. Rice viruses transmitted by the brown planthopper Nilaparvata lugens St?l［M］//Heong KL, Hardy B. Planthoppers：New threats to the sustainability of intensive rice production systems in Asia, Internatrondl Rice Research Institute, 2009：357-368.

［10］吳祖建, 謝莉妍. 中菲水稻病毒病的比較研究：Ⅴ. 水稻種質對病毒及其介體的抗性［J］. 福建農學院學報, 1994, 23（1）：58-62.

［11］Mayo M, De Miranda J, Falk B, et al. Genus Tenuivirus［M］//New York：Virus taxonomy. Academic Press, 2000：904-908.

［12］Pellegrini S, Bassi M. Ultrastructure alterations in rice plants affected by “grassy stunt” disease［J］. Journal of Phytopathology,1978, 92（3）：247-250.

［13］Shikata E, Senboku T, Ishimizu T. The causal agent of rice grassy stunt disease［J］. Proceedings of the Japan Academy. Ser. B ：Physical and Biological Sciences, 1980, 56（2）：89-94.

［14］Zheng L, Mao Q, Xie L, Wei T. Infection route of rice grassy stunt virus, a tenuivirus, in the body of its brown planthopper vector,Nilaparvata lugens（Hemiptera：Delphacidae）after ingestion of virus［J］. Virus Research, 2014, 188：170-173.

［15］張春嵋, 林奇英. 水稻草矮病毒血清學和分子檢測方法的比較［J］. 中國病毒學 , 2000, 15（4）：361-366.

［16］楊靚, 鄧萍, 王開放, 等. 水稻草狀矮縮病毒 P2 基因多克隆抗體的制備及應用［J］. 中國農學通報, 2012, 28（30）：1-5.

［17］Toriyama S. Purification and biochemical properties of rice grassy stunt virus［J］. Annals of the Phytopathological Society of Japan,1985, 51：59.

［18］Toriyama S, Kimishima T, Takahashi M. The proteins encoded by rice grassy stunt virus RNA5 and RNA6 are only distantly related to the corresponding proteins of other members of the genus Tenuivirus［J］. J Gen Virol, 1997, 78（9）：2355-2363.

［19］Ramirez BC, Macaya G, Calvert L A, et al. Rice hoja blanca virus genome characterization and expression in vitro［J］. J Gen Virol,1992, 73（6）：1457-1464.

［20］Toriyama S, Watanabe Y. Characterization of single-and doublestranded RNAs in particles of rice stripe virus［J］. J Gen Virol,1989, 70（3）：505-511.

［21］Falk B, Tsai J. Identification of single-and double-stranded RNAs associated with maize stripe virus［J］. Phytopathology, 1984, 74（8）：909-915.

［22］Toriyama S, Kimishima T, Takahashi M, et al. The complete nucleotide sequence of the rice grassy stunt virus genome and genomic comparisons with viruses of the genus Tenuivirus［J］. J Gen Virol, 1998, 79（8）：2051-2058.

［23］Kormelink R, Garcia ML, Goodin M, et al. Negative-strand RNA viruses：the plant-infecting counterparts［J］. Virus Research,2011, 162（1）：184-202.

［24］Liu X, Jin J, Qiu P, et al. Rice stripe tenuivirus has a greater tendency to use the prime-and-realign mechanism in transcription of genomic than in transcription of antigenomic template RNAs［J］. Journal of Virology, 2017, 92（1）：e01414-e01417.

［25］Liu X, Xiong G, Qiu P, et al. Inherent properties not conserved in other tenuiviruses increase priming and realignment cycles during transcription of Rice stripe virus［J］. Virology, 2016, 496 ：287.

［26］Poch O, Sauvaget I, Delarue M, et al. Identification of four conserved motifs among the RNA-dependent polymerase encoding elements［J］. The EMBO Journal, 1989, 8（12）：3867.

［27］Chomchan P, Miranda G, Shiako Y. Detection of rice grassy stunt tenuivirus nonstructural proteins p2, p5 and p6 from infected rice plants and from viruliferous brown planthoppers［J］. Archives of Virology, 2002, 147（12）：2291-2300.

［28］Nguyen TD, Lacombe S, Bangratz M, et al. p2 of Rice grassy stunt virus（RGSV）and p6 and p9 of Rice ragged stunt virus（RRSV）isolates from Vietnam exert suppressor activity on the RNA silencing pathway［J］. Virus Genes, 2015, 51（2）：267-275.

［29］Takahashi M, Toriyama S, Hamamatsu C, et al. Nucleotide sequence and possible ambisense coding strategy of rice stripe virus RNA segment 2［J］. J Gen Virol, 1993, 74（4）：769-773.

［30］De Miranda JR, Munozm, Wu R, et al. Sequence of rice hoja blanca tenuivirus RNA-2［J］. Virus Genes, 1996, 12（3）：231-237.

［31］Estabrook EM, Suyenaga K, Tsai JH, et al. Maize stripe tenuivirus RNA2 transcripts in plant and insect hosts and analysis of pvc2, a protein similar to the Phlebovirus virion membrane glycoproteins［J］. Virus Genes, 1996, 12（3）：239-247.

［32］Zhang C, Liu XJ, Wu KC, et al. Rice grassy stunt virus nonstructural protein p5 serves as a viral suppressor of RNA silencing and interacts with nonstructural protein p3［J］. Archives of Virology,2015, 160（11）：2769-2779.

［33］ Chomchan P, Li SF, Shirako Y. Rice grassy stunt tenuivirus nonstructural protein p5 interacts with itself to form oligomeric complexes in vitro and in vivo［J］. Journal of Virology, 2003, 77（1）：769-775.

［34］ 林麗明, 吳祖建. 水稻草矮病特異蛋白抗血清的制備及應用［J］. 植物病理學報, 1999, 29（2）：126-131.

［35］Hiraguri A, Netso O, Shimizu T, et al. The nonstructural protein pC6 of rice grassy stunt virus trans-complements the cell-tocell spread of a movement-defective tomato mosaic virus［J］.Archives of Virology, 2011, 156（5）：911-916.

［36］Gomez-Roldan V, Fermas S, Brewer PB, et al. Strigolactone inhibition of shoot branching［J］. Nature, 2008, 455（7210）：189-194.

［37］Umehara M, Hanada A, Yoshida S, et al. Inhibition of shoot branching by new terpenoid plant hormones［J］. Nature, 2008,455（7210）：195-200.

［38］Ishikawa S, Maekawa M, Arite T, et al. Suppression of tiller bud activity in tillering dwarf mutants of rice［J］. Plant and Cell Physiology, 2005, 46（1）：79-86.

［39］Lin H, Wang RX, Qian Q, et al. DWARF27, an iron-containing protein required for the biosynthesis of strigolactones, regulates rice tiller bud outgrowth［J］. Plant Cell, 2009, 21（5）：1512-1525.

［40］Zou J, Zhang SY, Zhang SY, et al. The rice HIGHTILLERINGDWARF1 encodingan ortholog of Arabidopsis MAX3 is required for negative regulation of the outgrowth of axillary buds［J］. The Plant Journal. 2006, 48（5）：687-698.

［41］Arite T, Iwata H, Ohshima K, et al. DWARF10, an RMS1/MAX4/DAD1 ortholog, controls lateral bud outgrowth in rice［J］. The Plant Journal, 2007, 51（6）：1019-1029.

［42］Arite T, Umehara M, Ishikawa S, et al. d14, a strigolactoneinsensitive mutant of rice, shows an accelerated outgrowth of tillers［J］. Plant Cell Physiolology, 2009, 50（8）：1416-1424.

［43］Gao ZY. Qian Q, Liu XH, et al. Dwarf 88, a novel putative esterase gene affecting architecture of rice plant［J］. Plant Mol Biol,2009, 71（3）：265-276.

［44］Liu WZ, Wu C, Fu YP, et al. Identification and characterization of HTD2：a novel gene negatively regulating tiller bud outgrowth in rice［J］. Planta, 2009, 230（4）：649-658.

［45］Jiang L, Liu X, Xiong GS, et al. DWARF 53 acts as a repressor of strigolactone signalling in rice［J］. Nature, 2013, 504（7480）：401-405.

［46］Satoh K, Yoneyama K, Kondoh H, et al. Relationship between gene responses and symptoms induced by Rice grassy stunt virus［J］.Viruses Threatening Stable Production of Cereal Crops, 2013, 108.

［47］Xu M, Zhu L, Shou H, et al. A PIN1 family gene, OsPIN1, involved in auxin-dependent adventitious root emergence and tillering in rice［J］. Plant and Cell Physiology, 2005, 46（10）：1674-1681.

［48］Satoh K, Kondoh H, Sasaya T, et al. Selective modification of rice（Oryza sativa）gene expression by rice stripe virus infection［J］.J Gen Virol, 2010, 91（1）：294-305.

［49］Miura K, Ikeda M, Matsubara A, et al. OsSPL14 promotes panicle branching and higher grain productivity in rice［J］. Nature Genetics, 2010, 42（6）：545-549.

［50］Mao C, Ding W, Wu Y, et al. Overexpression of a NAC-domain protein promotes shoot branching in rice［J］. New Phytologist,2007, 176（2）：288-298.

［51］Yasuno N, Takamure I, Kidou SI, et al. Rice shoot branching requires an ATP-binding cassette subfamily G protein［J］. New Phytologist, 2009, 182（1）：91-101.

［52］Sakamoto T, Miura K, Itoh H, et al. An overview of gibberellin metabolism enzyme genes and their related mutants in rice［J］.Plant Physiology, 2004, 134（4）：1642-1653.

［53］Lo SF, Yang SY, Chen KT, et al. A novel class of gibberellin 2-oxidases control semidwarfism, tillering, and root development in rice［J］. Plant Cell, 2008, 20（10）：2603-2618.

［54］Satoh K, Shimizu T, Kondoh H, et al. Relationship between symptoms and gene expression induced by the infection of three strains of Rice dwarf virus［J］. PLoS One, 2011, 6（3）：e18094.

［55］Yamamuro C, Ihara Y, Wu X, et al. Loss of function of a rice brassinosteroid insensitive1 homolog prevents internode elongation and bending of the lamina joint［J］. Plant Cell, 2000, 12（9）：1591-1605.

［56］Shimizu T, Satoh K, Kikuchi S, et al. The repression of cell walland plastid-related genes and the induction of defense-related genes in rice plants infected with Rice dwarf virus［J］. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2007, 20（3）：247-254.

［57］Marathe R, Guan Z, Anandalashmi R, et al. Study of Arabidopsis thalianaresistome in response to Cucumber mosaic virus infection using whole genome microarray［J］. Plant Mol Biol, 2004, 55（4）：501-520.

［58］Choi D, Lee Y, Cho HT, et al. Regulation of expansin gene expression affects growth and development in transgenic rice plants［J］. Plant Cell, 2003, 15（6）：1386-1398.

［59］Lehto K, Tikkanen M, HiriarT JB, et al. Depletion of the photosystem II core complex in mature tobacco leaves infected by the flavum strain of tobacco mosaic virus［J］. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2003, 16（12）：1135-1144.

［60］Zhang C, Liu Y, Sun X, et al. Characterization of a specific interaction between IP-L, a tobacco protein localized in the thylakoid membranes, and Tomato mosaic virus coat protein［J］.Biochem Biophys Res Commun, 2008, 374（2）：253-257.

［61］Cheng YQ, Liu ZM, Xu J, et al. HC-Pro protein of sugar cane mosaic virus interacts specifically with maize ferredoxin-5 in vitro and in planta［J］. J Gen Virol, 2008, 89（8）：2046-2054.

［62］Park SY, Yu JW, Park JS, et al. The senescence-induced staygreen protein regulates chlorophyll degradation［J］. Plant Cell, 2007,19（5）：1649-1664.

［63］Sato Y, Morita R, Katsuma S, et al. Two short-chain dehydrogenase/reductases, NON-YELLOW COLORING 1 and NYC1-LIKE,are required for chlorophyll b and light-harvesting complex II degradation during senescence in rice［J］. The Plant Journal,2009, 57（1）：120-131.

［64］Kusaba M, Ito H, Morita R, et al. Rice NON-YELLOW COLORING1 is involved in light-harvesting complex II and grana degradation during leaf senescence［J］. Plant Cell, 2007, 19（4）：1362-1375.

［65］Usugi HT, Oraura T, Tsuchizaki T, et al. Rice grassy stunt virus：a planthopper-borne circular filament［J］. Phytopathology, 1985,75：894-899.

［66］張春嵋, 吳祖建, 林麗明, 等. 水稻草狀矮化病毒沙縣分離株基因組第六片段的序列分析［J］. 植物病理學報, 2001, 31（4）：301-305.

［67］Sanford J, Johnston SA. The concept of parasite-derived resistancederiving resistance genes from the parasite’s own genome［J］.Journal of Theoretical Biology, 1985, 113（2）：395-405.

［68］Collinge DB, Jorgensen HJ, Lund OS, et al. Engineering pathogen resistance in crop plants：current trends and future prospects［J］. Annu Rev Phytopathol, 2010, 48：269-291.

［69］Mansoor S, Amin I, Hussain M, et al. Engineering novel traits in plants through RNA interference［J］. Trends in Plant Science,2006, 11（11）：559-565.

［70］Prins M, Laimer M, Noris E, et al. Strategies for antiviral resistance in transgenic plants［J］. Mol Plant Pathol, 2008, 9（1）：73-83.

［71］ Shimizu T, Ogamino T, Hiraguri A, et al. Strong resistance against Rice grassy stunt virus is induced in transgenic rice plants expressing double-stranded RNA of the viral genes for nucleocapsid or movement proteins as targets for RNA interference［J］.Phytopathology, 2013, 103（5）：513-519.

［72］Wu JG, Yang ZR, Wang Y, et al. Viral-inducible Argonaute18 confers broad-spectrum virus resistance in rice by sequestering a host microRNA［J］. Elife, 2015, 4：e05733.

［73］Wu JG, Yang RX, Yang ZR, et al. ROS accumulation and antiviral defence control by microRNA528 in rice［J］. Nature Plants,2017, 3：16203.

［74］ 謝聯輝, 林奇英. 中國水稻病毒病的診斷, 監測和防治對策［J］. 福建農業大學學報, 1994, 23（3）：280-285.