奇亞籽皮多糖對乳狀液聚集穩定性的影響

劉婷婷，趙文婷，劉鴻鋮，張閃閃，陳玥彤，王大為,

（1.吉林農業大學食品科學與工程學院，吉林 長春 130118；2.農業農村部食用菌加工技術集成科研基地，吉林 長春 130118；3.吉林省糧食精深加工與高效利用工程研究中心，吉林 長春 130118；4.吉林省糧食精深加工與副產物高效利用技術創新重點實驗室，吉林 長春 130118）

奇亞籽是唇形科芡歐鼠尾草的種子，原產于墨西哥南部和危地馬拉北部[1]。奇亞籽由種皮、胚乳和胚組成，種皮遇水膨脹，表面附著一層透明黏液質，這層黏液質稱為奇亞籽皮多糖[2]。奇亞籽皮多糖是一種高分子質量的陰離子雜多糖[3]，具有高持水性[4]、高黏度[5]以及增稠作用[6]。相關研究表明，奇亞籽皮多糖可以用作脂肪替代品以減少面包和蛋糕中的脂肪含量[7]。此外，Timilsena等[8]報道奇亞籽皮多糖還可以使油-水界面的表面張力顯著降低，其乳化特性和表面活性與阿拉伯膠、瓜爾膠等常見多糖相當。

乳化劑廣泛應用于食品加工中，具有提高產品均一穩定性、流動性等重要作用。隨著人們生活水平的提高以及對健康的日益重視，安全無風險天然植物多糖乳化劑的開發極具前景。Porfiri等[9]從脫脂大豆粉中獲得大豆多糖樣品，發現其作為O/W型乳化劑應用潛力很大。Li Junjun等[10]提取了沙蒿多糖，證明其具有乳化性，利用木聚糖酶處理后，水解產物表現出更好的乳化穩定性。Garti等[11]實驗表明低分子質量的馬齒莧多糖，可形成直徑小于2 μm的水包油型乳化劑，有著較好的乳化穩定性。目前，天然植物多糖乳化劑已成功應用于飲料、冰淇淋和調味品等產品中。例如，阿拉伯膠是公認的香精包埋材料，形成的香精乳液黏度低、氣味清淡，在制備工藝和貯藏過程中能夠阻止香精氧化[12]；添加可溶性大豆多糖作為清爽型酸乳飲料中的穩定劑，可以乳化香精、協調口感[13]。奇亞籽皮多糖具備乳化劑的潛質，是一種潛在的天然植物多糖乳化劑[14]。國內外研究主要集中于奇亞籽皮多糖的分子構型、構象以及生物活性，關于其乳化性及乳化穩定性的研究目前鮮見報道。

在本研究中，通過熱水浸提法提取奇亞籽皮多糖，研究不同質量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）的奇亞籽皮多糖表觀黏度、持水力、持油力以及在O/W乳狀液中的乳化性和乳化穩定性，通過激光粒度分析儀、多重光散射穩定性分析儀、光學法微流變儀和流變儀考察不同質量濃度的奇亞籽皮多糖對乳狀液的粒度分布、乳化穩定性、表觀黏度及微流變特性的影響，基于Tubiscan軟件對數據進行處理分析，得到乳化穩定性較強的奇亞籽皮多糖乳狀液，為尋找天然植物多糖乳化劑并將其應用于食品行業中提供參考和理論依據。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

奇亞籽購自杭州綠之寶食品有限公司，經碾壓粉碎后過60 目篩網得到奇亞籽皮；玉米油 市售；葡聚糖標準品 瑞典Pharmacia公司；溴化鉀、無水乙醇、三氯甲烷、正丁醇（均為分析純） 北京化工廠。

1.2 儀器與設備

Alpha1-4LDplus真空冷凍干燥機 德國Marin Christ公司；IR Prestige-2傅里葉紅外光譜儀 日本島津公司；UV210紫外-可見分光光度計 美國Unico公司；1515型高效液相色譜儀 美國Waters公司；Malvern Mastersizer 3000E激光粒度分析儀 英國馬爾文儀器有限公司；Turbiscan AGS多重光散射穩定性分析儀、Rheolaser Master微流變儀 法國Formulaction儀器公司；DiscoveryHR-1流變儀 美國TA公司。

1.3 方法

1.3.1 奇亞籽皮多糖的提取

稱取適量的奇亞籽皮，按料液比1∶90（g/mL）加入蒸餾水浸泡過夜，然后置于水浴鍋中加熱至80 ℃浸提2 h，離心（3 800 r/min，20 min），收集上清液并在旋轉蒸發器上減壓濃縮，濃縮液除蛋白（Sevag試劑：三氯甲烷-正丁醇（4∶1，V/V），振蕩30 min），加入3 倍體積的95%乙醇沉淀，4 ℃冷藏過夜，而后3 800 r/min離心15 min，收集沉淀物，真空冷凍干燥一定時間，粉碎研磨即得奇亞籽皮多糖。

1.3.2 奇亞籽皮多糖的純度測定

通過紫外分光光度計在190～400 nm波長范圍內掃描奇亞籽皮多糖，以蒸餾水代替多糖溶液作為對照。檢測奇亞籽皮多糖中是否存在核酸及蛋白質。

1.3.3 奇亞籽皮多糖的紅外光譜掃描

稱取2 mg奇亞籽皮多糖與200 mg烘干至質量恒定的KBr研磨均勻，壓片，利用紅外光譜儀在4 000～400 cm-1波數范圍內進行掃描。

1.3.4 奇亞籽皮多糖的平均分子質量

將2.0 mg/mL的奇亞籽皮多糖溶液經0.45 μm濾膜過濾，然后注入高效凝膠滲透色譜（high performance gel permeation chromatography，HPGPC）儀。測試條件：1515型高效液相色譜儀；Ultrahydrogel 500、2000色譜柱；2414示差折光檢測器；流動相為0.1 mol/L NaNO3溶液；流速為0.5 mL/min；柱溫和檢測器溫度均為35 ℃，進樣量25 μL。

1.3.5 奇亞籽皮多糖的表觀黏度

按照楊嘉丹等[15]方法，配制不同質量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）的多糖溶液，室溫下攪拌均勻，靜置12 h使其充分溶解。采用直徑為40 mm的不銹鋼錐板夾具，設置間隙1.0 mm，于25 ℃測量，吸取量固定為1.5 mL。在剪切速率范圍0.01～500 s-1內，考察質量濃度對奇亞籽皮多糖溶液表觀黏度的影響。

1.3.6 奇亞籽皮多糖的持水力

參照劉麗莎等[16]的方法。將奇亞籽皮多糖準確稱取0.02、0.1、0.2、0.3、0.4 g置于離心管中，加入20 mL蒸餾水，4 000 r/min離心20 min，棄去上清液，稱質量。奇亞籽皮多糖的持水力按式（1）計算：

式中：WHC為持水力/%；m0為樣品質量/g；m1為離心管質量/g；m2為吸水后樣品和離心管總質量/g。

1.3.7 奇亞籽皮多糖的持油力

準確稱取0.02、0.1、0.2、0.3、0.4 g奇亞籽皮多糖置于離心管中，加入玉米油20 mL，4 000 r/min離心20 min，棄去上層油液并用濾紙吸除殘渣中游離的油，稱質量。奇亞籽皮多糖的持油力按式（2）計算：

式中：OHC為持油力/%；m0為樣品質量/g；m1為殘渣質量/g。

1.3.8 奇亞籽皮多糖乳狀液的制備

將奇亞籽皮多糖溶于蒸餾水中，配制不同質量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）的多糖溶液，磁力攪拌器攪拌（300 r/min，20 min），然后緩慢加入體積分數5%的玉米油，乳狀液總體積50 mL。在室溫條件下，于高速剪切乳化機26 000 r/min乳化2 min，乳狀液制備好后立即添加0.2 mg/mL的疊氮鈉溶液，在4 ℃條件下保存備用。

1.3.9 乳狀液粒度的測定

參照Liu Hongcheng等[17]方法，采用Malvern Mastersizer 3000E激光粒度分析儀測定不同質量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）奇亞籽皮多糖溶液的乳狀液液滴平均粒徑及其分布。測試條件：在室溫條件下，將少量乳狀液分散于流動的蒸餾水中（2 400 r/min），使遮光率達到9%左右。貯存14 d內定期對乳狀液進行檢測。分散相（玉米油）和連續相（水）的折射率分別為1.473和1.330。乳狀液的平均粒徑用體積分數平均直徑（D[4,3]）表示，按照式（3）計算：

式中：ni為粒徑大小為di的顆粒數量。

1.3.10 乳狀液穩定性分析

參考Xu Duoxia等[18]方法，利用Turbiscan AGS多重光散射穩定性分析儀，分析不同質量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）奇亞籽皮多糖乳狀液的穩定性。將乳狀液置于樣品池中，以掃描模式運行，測試溫度25 ℃，每隔40 μm采集透射光和背散射光數據，得到透射光強度變化（ΔT）和背散射光強度變化（ΔBS）相對于樣品高度（mm）的變化曲線，用穩定性動力學指數（the stability index，TSI）表征乳狀液的乳化穩定性。貯存14 d內定期對乳狀液進行檢測，將ΔBS曲線與參比曲線（t=0 h）進行比較。

此外，對奇亞籽皮多糖乳狀液進行離心加速實驗。將乳狀液在80 ℃熱水浴中保持1 h后，以3 000 r/min離心10 min，按式（4）計算乳化指數（creaming index，CI）：

式中：V1為離心后乳清層的高度/mL；V0為乳狀液的總高度/mL。

1.3.11 乳狀液表觀黏度的測定

利用DHR-1流變儀測定，取1.5 mL乳狀液加在測試臺上，室溫下采用直徑為40 mm的不銹鋼錐板夾具，設置間隙1.0 mm，檢測不同質量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）奇亞籽皮多糖乳狀液的表觀黏度并將其繪制為剪切速率（0.01～500 s-1）的函數。

1.3.12 乳狀液微流變特性的測定

使用Rheolaser Master光學法微流變儀分析不同質量濃度（1、5、10、15、20 mg/mL）奇亞籽皮多糖乳狀液液滴的布朗運動，微流變是基于一種被稱為擴散光譜學的動態激光光散射技術[19]，可以通過專利運算法得出粒子均方根位移（mean square displacement，MSD）與去相關時間的關系。測試溫度25 ℃，測試時間1 h。

1.4 數據統計分析

實驗結果以 ±s表示，采用SPSS 20軟件對數據進行統計分析，利用Origin 8.0軟件繪圖。

2 結果與分析

2.1 奇亞籽皮多糖的純度

由圖1可以看出，紫外光譜顯示在260 nm和280 nm波長處均無明顯的吸收峰，因此可以判斷奇亞籽皮多糖均沒有核酸和蛋白質殘留。

圖1 奇亞籽皮多糖的紫外光譜掃描Fig. 1 Ultraviolet absorption spectrum of chia seed peel polysaccharide

2.2 奇亞籽皮多糖的紅外光譜

圖2 奇亞籽皮多糖的傅里葉紅外光譜掃描Fig. 2 FTIR spectrum of chia seed peel polysaccharide

由圖2可知，奇亞籽皮多糖在3 290.6 cm-1附近具有寬而強的吸收峰，這是由多糖分子中O—H伸縮振動引起的，表明多糖分子中存在大量的羥基；2 926.0 cm-1附近出現窄而弱的吸收峰是C—H伸縮振動峰；1 608.6 cm-1的寬帶與吸收的水相關，表明奇亞籽皮多糖對水分子有很強的親和力；1 419.6 cm-1處為C—H變角振動的特征峰[20]；1 246.0 cm-1吸收峰的出現可能與酯基存在有關，表明多糖結構中可能會出現CH3COOR；在1 200～950 cm-1之間的峰可能是由2 種C—O鍵的伸縮振動引起的，這兩種鍵其中一種是吡喃糖環上的醚鍵C—O—C鍵，另一種是與O—H相連的C—O鍵[21]；在887.3 cm-1附近存在吸收峰，表明奇亞籽皮多糖的結構具有β-糖苷鍵。

2.3 奇亞籽皮多糖的平均分子質量

圖3 奇亞籽皮多糖的凝膠色譜圖Fig. 3 HPGPC chromatogram of chia seed peel polysaccharide

由圖3可知，奇亞籽皮多糖HPGPC色譜峰分布較窄，對稱性強，呈現單一峰形，說明奇亞籽皮多糖是由均一組分構成的。由表1可得，奇亞籽皮多糖的峰位分子質量（mp）為485 378 u，通過軟件計算得其重均分子質量（mw）為452 354 u，數均分子質量（mn）為440 598 u，多分散指數（mw/mn）為1.027，指數接近于1，表明奇亞籽皮多糖的平均分子質量分布集中，純度高。

表1 奇亞籽皮多糖的HPGPC測定結果Table 1 Results of HPGPC analysis of chia seed peel polysaccharide

2.4 奇亞籽皮多糖的表觀黏度

圖4 質量濃度對奇亞籽皮多糖表觀黏度的影響Fig. 4 Apparent viscosity of chia seed peel polysaccharide at different concentrations

由圖4可知，在相同的剪切速率下，奇亞籽皮多糖溶液的表觀黏度隨多糖質量濃度的增加而增大，這是由于多糖質量濃度的增加，加強了多糖鏈之間的相互作用，部分多糖分子相互聯結，進而聚合程度增加，導致表觀黏度的升高[22]。此外，不同質量濃度的表觀黏度變化率不同，質量濃度10 mg/mL以下的溶液表觀黏度增加幅度較小，質量濃度為10 mg/mL以上的溶液表觀黏度增加幅度較大。在相同的質量濃度下，隨著剪切速率的增加，奇亞籽皮多糖溶液的表觀黏度逐漸減小，表現為非牛頓流體特性，即表觀黏度隨著剪切速率的增加而減小的剪切稀釋流動特征[23]。

2.5 奇亞籽皮多糖的持水力、持油力

圖5 質量濃度對奇亞籽皮多糖持水力、持油力的影響Fig. 5 WHC and OHC of chia seed peel polysaccharide at different concentrations

從圖5可見，隨著奇亞籽皮多糖質量濃度的升高，其持水力和持油力持續增大，分別從16.79%和4.89%增加到了25.39%和9.75%。奇亞籽皮多糖質量濃度由1 mg/mL上升至10 mg/mL時，多糖的持水力從16.79%顯著提升至22.17%，持油力從4.89%顯著上升至8.17%；當奇亞籽皮多糖質量濃度繼續增加到15 mg/mL時，多糖的持水力和持油力并未顯著提高，這與Timilsena等[8]報道結果相似。

2.6 乳狀液粒度大小及分布結果

圖6 質量濃度對奇亞籽皮多糖乳狀液的體積粒度分布的影響Fig. 6 Volume size distribution of emulsions containing chia seed peel polysaccharide at different concentrations

從圖6a看出，乳狀液在制備后第1天進行測量，乳狀液液滴平均粒度分布曲線均呈單峰分布。隨著奇亞籽皮多糖質量濃度的增加，乳狀液液滴平均粒度分布曲線的峰值明顯向較小粒度方向移動，且粒度分布范圍更窄，峰值更高。這與不同淀粉添加量的乳狀液液滴平均粒度分布的結果一致[24]，在較高多糖質量濃度下獲得較小的液滴尺寸，這是因為更多的多糖分子可用于穩定更大的整體界面面積。由圖6b看出，乳狀液貯存第7天，乳狀液液滴平均粒度分布曲線呈正態分布，粒度分布范圍仍集中，但是偏向較大粒度方向移動。從圖6c觀察到，貯存第14天，奇亞籽皮多糖質量濃度為1、5、10 mg/mL時，乳狀液液滴平均粒度分布曲線從單峰分布轉變為雙峰分布，乳狀液可能出現油水分離，液滴粒度逐漸增大。奇亞籽皮多糖質量濃度為15、20 mg/mL時，乳狀液液滴粒度無顯著差異。

表2顯示出隨著奇亞籽皮多糖質量濃度的增加，多糖乳狀液的D[4,3]顯著降低，質量濃度為1 mg/mL的奇亞籽皮多糖乳狀液顯示出最大的液滴尺寸。主要是因為奇亞籽皮多糖在較低質量濃度時，多糖分子在乳化過程中的油-水界面分布不均勻而可能發生聚結現象，導致出現大液滴[25]。當奇亞籽皮多糖質量濃度增加到20 mg/mL時，乳狀液變稠，液滴的碰撞減少，阻礙發生聚結現象，乳狀液發生空間穩定化，從而產生更小的液滴尺寸[26]。相關研究表明，當乳狀液液滴平均粒度尺寸較小時，液滴間不易發生聚結，乳化穩定性較好[27-28]。

表2 不同質量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液的D[4,3]Table 2 D[4,3] of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

2.7 乳狀液穩定性分析

圖7顯示出了不同質量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液在制備后的第0、1、7、14天內ΔBS相對于樣品高度的變化曲線。由圖7a可以看出，質量濃度1 mg/mL的奇亞籽皮多糖乳狀液，在樣品池底部（0～15 mm）的ΔBS隨著時間的延長而逐漸減小，而頂部（30～45 mm）的ΔBS隨著時間的延長而增大；當貯存時間延長至第7天時，乳狀液底部和中部（15～30 mm）的ΔBS顯著降低，頂部的ΔBS隨著時間的延長而增大，這說明乳狀液底部出現澄清現象，頂部出現上浮現象[29]。由圖7b可以看出，奇亞籽皮多糖質量濃度為5 mg/mL時，乳狀液的穩定性有所改善，樣品池中部的ΔBS曲線未出現明顯下降。由圖7c～e可以看出，隨著奇亞籽皮多糖質量濃度的不斷增大，樣品池底部和頂部的ΔBS變化幅度減小，逐漸趨于穩定。對于質量濃度為20 mg/mL的奇亞籽皮多糖乳狀液，ΔBS曲線發生重疊現象，無明顯的ΔBS增強區域，說明隨著貯存時間的延長乳狀液液滴大小沒有顯著變化。

圖8 不同質量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液的TSI值隨時間的變化Fig. 8 Changes in TSI value of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

圖7 奇亞籽皮多糖乳狀液在貯存期間ΔBS曲線的變化Fig. 7 Changes in ΔBS curve during storage of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

由圖8可知，乳狀液的穩定性與奇亞籽皮多糖質量濃度有決定性關系。當奇亞籽皮多糖質量濃度為1 mg/mL時，乳狀液狀態極其不穩定，并且由于乳化和絮凝的作用，乳狀液液滴不能被完全覆蓋，TSI值表現出顯著增加，穩定性降低；當奇亞籽皮多糖質量濃度為5 mg/mL時，TSI值升高的趨勢較緩慢，穩定性增強；當奇亞籽皮多糖質量濃度高于10 mg/mL時，乳狀液液滴間相互作用較弱，不會發生聚集沉淀的現象，TSI值幾乎不變，處于低水平，表明乳狀液的穩定性隨奇亞籽皮多糖質量濃度的增加而增大，在相同的測量時間下，奇亞籽皮多糖質量濃度越高，乳狀液的TSI值越低，乳狀液體系越穩定。乳狀液的不穩定性表現為乳狀液分層，上層為乳析層，下層為乳清層。由表3可知，1 mg/mL的奇亞籽皮多糖顯示出最高的CI值（92.42±0.25）%，CI值越高，乳狀液液滴移動得越快，形成的絮狀物越大，因此液滴發生更多的聚合現象；當多糖質量濃度大于10 mg/mL，CI值大幅降低，說明隨著多糖質量濃度的升高，乳狀液穩定性增強。乳狀液在較高的多糖質量濃度下比較穩定的原因可能是奇亞籽皮多糖溶液中動態纏結網絡結構的增加使其不會發生聚集[30]。

表3 不同質量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液的CI值Table 3 CI value of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

2.8 乳狀液的表觀黏度分析

圖9 質量濃度對奇亞籽皮多糖乳狀液表觀黏度的影響Fig. 9 Apparent viscosity of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

由圖9可知，不同質量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液的表觀均黏度隨著剪切速率的增加而降低，表現出典型的剪切稀化流動行為。在食品乳液中，剪切誘導的結構破壞會導致剪切稀化行為[31]。提高剪切速率會破壞沿流動方向的分子聚集和排列，導致乳狀液液滴重排，表觀黏度下降。乳狀液在較高的奇亞籽皮多糖質量濃度下具有較大的表觀黏度。大量研究表明，乳狀液穩定性與流變特性密切相關[32]。乳狀液表觀黏度的增加可以減少乳狀液液滴間的碰撞次數，表明奇亞籽皮多糖有助于增加連續相的黏度。

2.9 乳狀液的微流變特性分析

據報道，光學法微流變學技術監測乳狀液液滴布朗運動，與剪切流變學技術相比，不會引起乳狀液結構的破壞，進而不會導致乳狀液液滴以絮凝[33]。用MSD與去相關時間的關系曲線表征乳狀液的布朗運動。如圖10所示，隨著奇亞籽皮多糖質量濃度的增加，乳狀液MSD值明顯下降，表明乳狀液液滴的布朗運動受到限制。當多糖質量濃度大于15 mg/mL時，乳狀液的MSD曲線接近，說明超過一定多糖質量濃度后，乳狀液結構相對穩定[34]。20 mg/mL的奇亞籽皮多糖乳狀液的MSD值最小，表明此質量濃度下乳狀液液滴間的作用力最強，平臺區與去相關時間軸所形成的面積最小，該乳狀液的黏彈性最高[35]。

圖10 不同質量濃度奇亞籽皮多糖乳狀液的MSD值Fig. 10 MSD values of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

固液平衡（solid-liquid balance，SLB）值代表樣品固體性質和液體性質的比率。0＜SLB＜0.5，表明該體系中固體行為（凝膠行為）占主導作用；SLB=0.5，表明體系中液體行為和固體行為是同等的；SLB＞0.5，表明體系中液體行為占據著主導地位[36]。由圖11a可知，在25 ℃下，隨著奇亞籽皮多糖質量濃度的增加，SLB值降低，但SLB值在0.5～1.1之間，因此該乳狀液體系中的液體行為占據主導地位。乳化體系彈性因子（elasticity index，EI）是用來描述樣品彈性特征的參數，可以給出樣品彈性隨時間的變化過程[37]。圖11b表示不同質量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液EI值隨時間的變化曲線。隨著奇亞籽皮多糖質量濃度的增加，乳狀液的EI值越來越大，表明體系的彈性隨多糖質量濃度的增加逐漸升高。宏觀黏度因子（macroscopic viscosity index，MVI）與產品真實宏觀黏度相對應，MVI值越低，在同樣的去相關時間時，分散粒子移動的距離越小。MVI實際為乳液在零剪切速率下的黏度，是表征體系結構承受低剪切效應的能力，數值越大，說明體系的結構越強[38]。由圖11c可知，隨著奇亞籽皮多糖質量濃度的增加，乳狀液的MVI值越來越大。

圖11 不同質量濃度奇亞籽皮多糖乳狀液的微流變曲線Fig. 11 Microrheological curves of emulsions containing different concentrations of chia seed peel polysaccharide

3 結 論

本研究采用熱水浸提奇亞籽皮多糖，探究奇亞籽皮多糖的表觀黏度、持水力及持油力，并對不同質量濃度的奇亞籽皮多糖乳狀液的粒度分布、穩定性、表觀黏度及微流變特性進行分析。結果表明，奇亞籽皮多糖溶液的表觀黏度隨著剪切速率的增加而增大，呈現剪切稀化的非牛頓流體行為；奇亞籽皮多糖的持水力和持油力分別為16.79%～25.39%、4.89%～9.75%。乳狀液在貯存期間，較高質量濃度的奇亞籽皮多糖對乳狀液的穩定性顯著增強，ΔBS和CI值趨近于0，TSI曲線趨于平穩，MSD曲線表明，多糖質量濃度的升高使乳狀液液滴間具有強作用力，形成穩定結構。奇亞籽皮多糖的存在減緩了乳狀液液滴的擴散運動，進而改善了乳狀液的乳化穩定性。本實驗結果為奇亞籽皮多糖作為天然植物多糖乳化劑的開發和利用提供理論支持。