山銀花不同萃取部位抗炎、抗氧化體外活性評價及化學成分分析

周 峰，顏揚禮，黃 凱，趙康宏，謝紅旗,*

（1.湖南農業大學園藝學院，湖南長沙 410128；2.中獸藥湖南省重點實驗室，湖南長沙 410128；3.湖南省邵陽市隆回縣農業農村局,湖南邵陽 422000）

《中國藥典》（2005 版）將灰氈毛忍冬（Lonicera macranthoidesHand.-Mazz.）、紅腺忍冬（L.hypoglaucaMiq.）、華南忍冬（Lonicera confusaDC.）或黃褐毛忍冬（Lonicera fulvotomentosaHsu et S.C.Cheng）的干燥花蕾或帶初開的花歸屬于山銀花，山銀花在中醫臨床中常被用于治療如癰、潰瘍、關節痛等病征[1]。目前，山銀花在我國廣泛應用于食品、茶飲、藥品、保健品、化妝品等各方面[2]，其具有抗菌、抗炎、抗腫瘤、抗病毒、降血脂、保肝利膽等作用[3-5]。

山銀花是一味擁有悠久歷史的傳統大宗藥材，具有清熱解毒、疏散風熱的功效[6]，自2015 年被列入藥食同源中藥材目錄[7]，其可作為功能食品的屬性逐漸受到重視，人們對山銀花藥理藥性以及活性成分的進一步研究具有重要意義。近年研究發現，山銀花中含有大量綠原酸和皂苷類成分[8]，且綠原酸具有抗炎、抗氧化等藥理活性[9-10]。肖作為等[11]對不同產地的山銀花進行抗氧化研究，發現山銀花醇提物具有良好的抗氧化活性，其中灰氈毛忍冬的抗氧化活性最強。其多糖提取物對DPPH、-OH 和O2-自由基也有較強清除率[12]。李泮霖等[13]通過山銀花對細胞內促炎因子的調控作用研究，表明山銀花對各炎癥因子的調控作用均具有顯著差異。目前對山銀花藥理活性的研究表明，山銀花具有顯著的抗炎和抗氧化活性，但未建立完善的細胞模型對其抗氧化活性進行研究，且未對其具有抗炎、抗氧化活性的物質基礎進行研究。基于山銀花具有抗炎與抗氧化活性的物質基礎并不明確的基礎上，隨山銀花應用越來越廣泛，對花活性物質基礎的研究是必不可少的。

因此，本文通過脂多糖（LPS）誘導的細胞炎癥模型和H2O2誘導的細胞氧化應激模型對山銀花各萃取部位進行抗炎和抗氧化性評價，并基于UPLC-QTOF-MS 對具有顯著活性的部位進行化學成分分析，旨在為闡明山銀花具抗氧化、抗炎活性的物質基礎提供理論依據，并為山銀花的進一步開發利用提供理論參考。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

山銀花鮮品 由湖南省鴻利藥業有限公司提供，并經湖南農業大學園藝學院曾建國教授鑒定為灰氈毛忍冬（Lonicera macranthoidesHand.-Mazz.）；乙腈（色譜純）、甲醇、石油醚、三氯甲烷、正丁醇、乙酸乙酯、二甲基亞砜（DMSO,分析純) 國藥集團（上海）化學試劑有限公司；DMEM 培養基、1640 培養基、胎牛血清（FBS）、2,7-二氫二氯熒光黃（DCFHDA）賽默飛世爾科技公司；超氧化物歧化酶（SOD）、過氧化氫酶（CAT）、谷胱甘肽酶（GSH）和生化檢驗試劑盒 南京建成生物工程有限公司；白細胞介素-6（IL-6）、腫瘤壞死因子-α（TNF-α）美國Proteintech 公司；脂多糖（LPS）美國Sigma 公司；RAW264.7 和RIN 細胞 由湖南農業大學國家中醫藥管理局亞健康干預技術實驗室提供。

1290 超高壓液相色譜串聯6545 四級桿飛行時間質譜 安捷倫科技有限公司；XS205 分析天平METTLER TOLEDO 國際貿易有限公司；MB-530 多功能酶標分析儀 深圳市匯松科技發展有限公司；SCIENTZ-18N 冷凍干燥機 寧波新芝生物科技股份有限公司；DHP-500 電熱恒溫培養箱 北京市永光明醫療儀器有限公司；HUP-UV 超純水機上海禾工科學儀器有限公司。

1.2 山銀花各萃取物的制備

山銀花干燥打粉后，過 40 目篩，根據文獻 [14]方法稍加改動，稱取 100 g 干粉，加入 2 L 甲醇，并于40 ℃下超聲提取 30 min，重復兩次，合并濾液，將所得提取液減壓濃縮至浸膏狀，保留部分樣品制成凍干粉備用，取剩余浸膏加入超純水 250 mL，使其充分溶解，依次采用石油醚、三氯甲烷、乙酸乙酯、水飽和正丁醇逐級萃取 3～5 次，直至有機層無色，合并有機層，加入少量超純水，將每萃取部位減壓濃縮至無刺激性氣味，制成凍干粉備用。各層所得凍干粉分別標注為：甲醇總提取液-T1，水飽和正丁醇萃取部分-T2，乙酸乙酯萃取部分-T3，三氯甲烷萃取部分-T4，石油醚萃取部分-T5。

1.3 各萃取部位對炎癥因子的影響

1.3.1 供試品溶液的配制 將1.2 中所得樣品用DMSO 分別配制成 100 mg/mL 的儲存液，加藥時用DMEM 培養基稀釋成終濃度為50 μg/mL。

1.3.2 細胞培養 RAW264.7 細胞用含10%胎牛血清的DMEM 培養基培養，置37 ℃、5% CO2并飽和濕度的細胞培養箱中培養。待細胞生長至對數生長期進行傳代，2～3 d 傳代 1 次，取第3 代細胞用于實驗。

1.3.3 各萃取部位對 RAW264.7 細胞生長的影響 細胞消化后，使細胞密度為1×105/mL，按每孔100 μL接種至96 孔培養板，至培養箱培養24 h，待細胞良好貼壁生長，隨機分為對照組、加入凍干粉（50 μg/mL）的試驗組、LPS 模型組，分別換入新的培養基及含藥物培養基，每組設3 個復孔，處理24 h，按每孔10 μL加入CCK-8 試劑溶液后繼續置于培養箱中培養2 h，取出孔板，避光，于搖床上輕輕搖晃 3～5 min 后，于450 nm 處進行檢測。

1.3.4 各炎癥因子的檢測 供試品溶液的配制同1.3.1。取對數生長期的 RAW264.7 細胞進行消化，調整細胞懸液的密度為1×105/mL，按每孔100 μL接種至96 孔培養板，于含 5% CO2、37 ℃、飽和濕度條件的培養箱中培養 24 h，待細胞貼壁生長后，隨機分為對照組、LPS（1 μg/mL）組、LPS（1 μg/mL）+凍干粉（50 μg/mL）組，每組設3 個復孔，繼續培養 24 h，取上清液用于腫瘤壞死因子-α（TNF-α）、白細胞介素-6（IL-6）等炎癥因子的檢測，并使用胰酶消化細胞，收集細胞沉淀用于NO 的檢測。

1.4 各萃取部位對細胞氧化應激的影響

1.4.1 細胞培養 RIN-m5F 細胞培養于含10% FBS的1640 培養基中，2～3 d 換一次培養液，細胞匯合率達90%左右，待細胞匯合至90%，去除舊的培養基，使用PBS 清洗一遍后，加入1 mL 胰酶，消化30 s至細胞輕微脫落，移除胰酶，換入2 mL 新的培養基，將細胞打散混勻，并轉移1 mL 至新的培養瓶，完成細胞傳代。

1.4.2 H2O2誘導的RIN 細胞氧化損傷的抗氧化作用 以H2O2處理的細胞組為對照組，取對數生長期的RIN-m5F 細胞，胰酶消化后用完全培養基輕輕吹打成單細胞懸液，調整細胞懸液密度為1×105/mL，按每孔100 μL 接種至96 孔培養板，培養24 h，取對數生長的細胞進行分組處理，見表1：

使用DCFH-DA 熒光探針測定山銀花各萃取部位的細胞內ROS 水平。細胞培養、分組及處理如上，按照1:1000 用無血清培養液稀釋DCFH-DA，在37 ℃孵育20 min。然后用無血清細胞培養液洗滌收集細胞，使用流式細胞儀檢測。用無血清細胞培養基洗滌細胞并收集，通過流式細胞儀檢測收集的細胞。購買測定試劑盒，取上清液根據試劑盒使用說明，使用酶標儀對超氧化物歧化酶（SOD）、過氧化氫酶（CAT）、谷胱甘肽酶（GSH）等因子的檢測。

1.5 UPLC-Q-TOF-MS 法鑒定化學成分

1.5.1 樣品前處理 取1.2 中水飽和正丁醇和乙酸乙酯萃取部位凍干粉各10 mg，加入甲醇配制成溶液濃度為1.0 mg/mL。

1.5.2 色譜條件 色譜柱為：Agilent-ZORBAX SBC18色譜柱（250 mm×4.6 mm，5.0 μm），DAD 檢測器，流動相為0.1%甲酸水（A）～乙腈（B），梯度洗脫，洗脫程序：0～15 min，5%～30% B；15～20 min，30%～45% B；20～30 min，45%～90% B。柱溫35 ℃，進樣量5.0 μL，流速0.3 mL/min。

1.5.3 質譜條件 通過優化質譜條件，采用負離子模式電噴霧電離離子源（ESI-），TOF 質量掃描范圍m/z 100～3000；載氣溫度300 ℃，流速8 L/min；霧化壓力35 psi；鞘氣溫度350 ℃，流速11 L/min；毛細管電壓3500 V；碰撞誘導解離電壓175 V，設置能量梯度為15、20、25、30 eV。

1.6 數據處理

采用Origin 2018 進行數據處理及繪圖；本文所用數據平行及3 組重復次數、所有的統計學方差分析（ANOVA）、差異性分析（Paired-Sample T Test）均采用SPSS 23.0 軟件，結果均表示為：平均值±標準偏差（SD）。

2 結果與分析

2.1 抗炎活性評價

2.1.1 不同萃取部位對細胞活性的影響 用山銀花各萃取部位處理RAW264.7 細胞24 h，結果如圖1所示，與空白組相比，山銀花各萃取部位在處理濃度為50 μg/mL 時，對RAW264.7 細胞株的生長無明顯影響，說明該濃度可用于后續細胞實驗。

圖1 各萃取部位處理對細胞存活率的影響Fig.1 Effect of each extraction part treatment on cell survival rate

2.1.2 抗炎活性檢測結果 炎癥反應是由多種化學因子共同參與調節的，與其具有最密切聯系的炎癥介質與炎癥因子是NO、TNF-α 和IL-6。NO 可由多種細胞產生，是炎癥和細胞毒性反應中一個重要的介質，參與多種炎癥信號傳導，能與多種炎癥因子相互作用，其過量分泌能增強其他炎癥因子的生物活性，加重炎癥反應[15]。TNF-α 是炎癥初期最早出現的炎癥因子，主要由巨噬細胞分泌，能促進炎癥的發生與發展[16]。IL-6 由淋巴細胞和某些非淋巴細胞（如成纖維細胞、內皮細胞等）產生，是一種參與機體應激反應和免疫調節的重要細胞因子，它又被稱為B 細胞刺激因子，具有增強免疫、促進造血、誘導B 細胞和T 細胞增殖分化等作用[15]。

因此，本試驗評價山銀花甲醇溶液提取物及其各萃取部位（50 μg/mL）對LPS 刺激的RAW264.7細胞中各抗炎因子（NO、TNF-α 和IL-6）的影響，在LPS 刺激RAW264.7 細胞的炎癥反應中，山銀花甲醇提取液中各萃取部位對LPS 刺激RAW264.7 細胞釋放NO、TNF-α 和IL-6 均具有不同程度的抑制作用，顯示了較好的體外抗炎活性，其中乙酸乙酯和水飽和正丁醇萃取部位對各炎癥因子的影響較顯著。水飽和正丁醇萃取部位對LPS 刺激RAW264.7細胞釋放NO、TNF-α 和IL-6 的抑制作用分別是66.40%、13.14%、79.66%，乙酸乙酯萃取部位對LPS 刺激RAW264.7 細胞釋放NO、TNF-α 和IL-6的抑制作用分別是50.97%、16.39%、74.19%。因此，水飽和正丁醇萃取部位處理濃度為50 μg/mL 時對RAW264.7 細胞炎癥因子的抑制能力相對更強，具體結果見表2。

表2 不同萃取部位對LPS 誘導的細胞NO、TNF、IL6 含量的影響Table 2 Effects of each extract site on production of NO,TNFα,and IL-6 in LPS-stimulated RAW264.7 cells (x ± s,n =3)

2.2 抗氧化活性評價

2.2.1 RIN-m5F 細胞ROS 檢測結果 ROS 是指化學性質活潑的具有含氧基團的化合物。ROS 過度增加或持續存在可對細胞形成氧化應激，造成多種損傷。H2O2是研究ROS 的重要工具，H2O2可以迅速穿過細胞膜，通過反應產生更多的ROS，常用于模擬ROS 對 RAW264.7 巨噬細胞的氧化損傷[17]。經山銀花各萃取部位（50 μg/mL）處理后（如圖2 所示），均能顯著性降低細胞內H2O2誘導的ROS 的含量，山銀花甲醇溶液提取物及水飽和正丁醇、乙酸乙酯、三氯甲烷、石油醚等四個萃取部位處理可分別降低RIN 細胞內62.17%、69.34%、86.19%、78.67%、77.72% ROS 的含量，其中乙酸乙酯萃取部位作用效果最強。

圖2 ROS 熒光統計圖Fig.2 Fluorescence statistical chart of ROS

2.2.2 RIN-m5F 細胞中抗氧化因子的檢測結果 細胞內存在完善的抗氧化防御體系，如超氧化物歧化酶SOD、谷胱甘肽過氧化物酶GSH-PX、過氧化氫酶CAT 等，能夠直接清除自由基，使自由基處于動態平衡。經山銀花各萃取部位（50 μg/mL）處理后（如圖3、4、5 所示），對各抗氧化因子均有一定的提升作用，甲醇溶液總提取物及水飽和正丁醇、乙酸乙酯、三氯甲烷、石油醚等四個萃取部位可使H2O2誘導的RIN 細胞中SOD 濃度分別提高1.58、1.08、2.51、2.20、1.01 倍；使GSH 濃度提高2.43、1.59、4.40、3.69、2.46 倍；使CAT 濃度提高4.93、2.79、8.89、6.43、4.26 倍，其中乙酸乙酯提取部位對抗氧化因子的提升作用最強。

圖3 各萃取部位處理對細胞SOD 值的影響Fig.3 Effect of each extract site treatment on SOD of cells

圖4 各萃取部位處理對細胞GSH 值的影響Fig.4 Effect of each extract site treatment on GSH of cells

圖5 各萃取部位處理對細胞CAT 值的影響Fig.5 Effect of each extract site treatment on CAT of cells

本試驗通過脂多糖（LPS）誘導的細胞炎癥模型和H2O2誘導的細胞氧化應激模型，結果表明山銀花甲醇提取物及各萃取部位均有不同程度的抗炎、抗氧化活性，因此，山銀花是一種具有抗炎、抗氧化活性的藥食同源中藥材。通過山銀花甲醇提取部位以及各萃取部位對各炎癥因子的影響表明，水飽和正丁醇的抗炎活性最強；對各抗氧化因子的影響表明山銀花甲醇提取液中乙酸乙酯萃取部位的抗氧化活性最強。由此推測山銀花活性成分極性較大，采用水飽和正丁醇和乙酸乙酯能有效富集，可為提高后續山銀花分離純化效率提供參考依據。但未知具有抗炎、抗氧化活性的物質基礎，因此，本試驗又通過UPLC-QTOF-MS 分析具有顯著活性的萃取部位的化學成分，以期探究其活性物質基礎。

2.3 LC-MS 結果與分析

本文通過UPLC-Q-TOF-MS 對水飽和正丁醇和乙酸乙酯萃取部位進行化學成分分析，通過對比兩萃取部位總離子流圖（TIC）（圖6），結果表明，兩萃取部位中化學成分存在一定差異，這可能是導致水飽和正丁醇與乙酸乙酯萃取部位抗炎、抗氧化活性存在差異的主要原因。

圖6 具顯著活性的萃取部位的總離子流圖（TIC）Fig.6 The total ions chromatogram (TIC) of extract parts with significant activity

通過二級質譜掃描并結合文獻報道及檢索Chemspider 數據庫對水飽和正丁醇和乙酸乙酯萃取部位所含化合物進行分析，結果表明（如表3 所示），水飽和正丁醇部位主要包含17 種化合物，主要是有機酸類和皂苷類成分；乙酸乙酯部位鑒定了主要的12 種化合物，主要是有機酸類成分。兩萃取部位化合物存在含量、數量以及種類上的差異，其中綠原酸、斷氧化馬錢子苷、3,5-O-二咖啡酰奎寧酸、1,5-O-二咖啡酰奎寧酸、4,5-O-二咖啡酰奎寧酸、1,4-O-二咖啡酰奎寧酸六個有機酸類化合物為共有組分，其余不同組分可能是導致它們出現活性差異的主要原因。抗炎活性較強的水飽和正丁醇部位中主要含有的有機酸類和皂苷類化合物，其中綠原酸被證實是具有抗炎活性的化合物[9]，皂苷類成分是除綠原酸外具有抗炎活性的另一大化合物[29]，這可能是水飽和正丁醇部位抗炎活性較強的原因之一；而抗氧化活性較強的乙酸乙酯萃取部位主要是有機酸類化合物，這類化合物具有極強的抗氧化活性[30]，這可能是山銀花具有抗氧化活性的物質基礎之一，也可能導致乙酸乙酯萃取部位抗氧化活性較強的原因之一。因此，有機酸和皂苷類化合物可能是山銀花具有抗炎、抗氧化活性的物質基礎。此外，由于水飽和正丁醇和乙酸乙酯萃取部位對山銀花的有機酸和皂苷類化合物可以有效富集，因此本試驗也可為提高分離制備的效率提供參考依據。

表3 水飽和正丁醇和三氯甲烷萃取部位所含化合物的LC-MS 分析（負離子模式）Table 3 The LC-MS analysis of the compounds from the extraction parts of water saturated n-butanol and chloroform(negative ion mode)

3 討論與結論

目前研究表明山銀花水提取物和甲醇提取物均具有良好的體外DPPH 清除活性、超氧陰離子清除活性[31]。Zhou 等[32]灰氈毛忍冬各萃取部位抗氧化研究發現，乙酸乙酯部位的體外DPPH 自由基清除活性和還原能力最佳，本文研究結果與之相符，本研究構建體外抗氧化評價細胞模型，為研究者提供科學的體外抗氧化方法，相對真實地反應活性物質的抗氧化能力[33]。

李泮霖等[13]研究發現山銀花提取物對香煙煙霧提取物刺激KB 細胞誘導的急性口腔炎癥模型具有治療作用。曾安琪等[34]通過金銀花和山銀花提取物對二甲苯所致小鼠耳腫脹試驗及對脂多糖（LPS）誘導的RAW264.7 細胞炎癥模型的抗炎作用，發現兩者均有較好的抗炎作用。本文采用[30]脂多糖（LPS）誘導的細胞炎癥模型評價了山銀花甲醇與不同萃取部位的抗炎活性，表明山銀花甲醇提取物具有顯著的抗炎活性，不同萃取部位抗炎作用有一定差別，與前人的研究具有相似的結論。

本文通過脂多糖（LPS）誘導的細胞炎癥模型和H2O2誘導的細胞氧化應激模型對山銀花不同萃取部位進行體外抗炎和抗氧化活性評價，并基于UPLCQ-TOF-MS 對具顯著活性的萃取部位進行化學成分分析。結果表明，山銀花甲醇提取物及其各萃取部位（50 μg/mL）均有不同程度的抗炎、抗氧化活性。其中水飽和正丁醇萃取部位的抗炎活性最強，對RAW264.7 細胞內NO、TNF-α、IL-6 等炎癥因子的抑制率分別達66.40%、13.14%、79.66%，初步鑒定該部位中的17 個有機酸類和皂苷類成分；乙酸乙酯萃取部位的抗氧化能力最強，可對RIN 細胞中抗氧化酶SOD、GSH、CAT 三種抗氧化因子的活性分別提高2.51 倍、4.40 倍、8.89 倍，初步鑒定該部位中的12 個有機酸類成分。結果同時表明，山銀花中活性成分的極性偏大，在低極性部位含量較少，采用水飽和正丁醇和乙酸乙酯可以對其有效富集。本文可為進一步揭示山銀花具有抗炎、抗氧化等藥理活性的物質基礎提供理論依據，并為山銀花的進一步開發利用提供理論參考。

本文研究結果不能闡明化合物與活性之間具體的量效關系，關于化合物與活性之間的具體量效關系還有待進一步研究。