益生菌契達干酪抗氧化肽的結構及其體內代謝穩定性

李曉東，張更旭，王宇鑫，郝欣悅，劉 璐，趙銘琪，倪晨宇，姜 欣

（東北農業大學食品學院，乳品科學教育部重點實驗室，黑龍江 哈爾濱 150030）

干酪不僅營養豐富，成熟期間還會生成抗氧化肽等生物活性肽[1-4]。Giacomo等從干酪中提取了EAMAPK和AVPYPQ兩種抗氧化肽[5]。Gupta等從契達干酪中提取了5 種分子質量小于3 kDa的短肽，其中序列為VKEAMAPK的短肽與天然抗氧化劑丁基羥基茴香醚、特丁基對苯二酚的抗氧化性接近，1,1-二苯基-2-三硝基苯肼（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl，DPPH）自由基清除率達到74.76%[6]。酪蛋白，尤其β-酪蛋白是生物活性肽的重要來源，目前很多關于酪蛋白源活性肽的研究是利用胃蛋白酶、胰蛋白酶、木瓜蛋白酶等對酪蛋白進行酶解，已知的這些酶有固定的酶切位點，得到的活性肽種類比較單一。而干酪由于其特殊加工工藝，幾乎含有乳中全部酪蛋白，并含有大量乳酸菌，在干酪特有的成熟期間對酪蛋白進行多樣化水解，能夠產生豐富多樣的活性肽，是制備生物活性肽的良好基質[7-10]。為了進一步促進干酪生物活性肽的生成，也需要向其中添加高水解活性的益生菌等附屬發酵劑。一些益生菌如瑞士乳桿菌、鼠李糖乳桿菌等，除具有一定的生理功能外，還具有不同的底物特異性和高蛋白水解和分解肽的活性，在較長的成熟過程中，它們的蛋白水解系統會分泌胞外蛋白酶和肽酶，對干酪中的酪蛋白進行不同程度的水解，生成豐富的生物活性肽[11-14]。

干酪成熟期間產生的活性肽在攝入體內后是否仍具有活性還受消化道、吸收和血液轉運環境的影響[15-16]，如Basiricò等針對帕馬森干酪血管緊張素轉換酶（angiotensin-converting enzyme，ACE）抑制肽LHLPLP的小腸轉運機制進行研究，發現該肽段被腸肽酶水解成HLPLP，再以細胞旁路途徑轉運出細胞[17]。但也有一些肽段可抵抗胃腸道消化酶以及小腸上皮刷狀緣膜酶的降解，被小腸上皮細胞完整吸收[18-19]。因此，本研究以契達干酪為研究對象，向其中添加益生菌，分析益生菌干酪的體內抗氧化活性，并對高抗氧化活性契達干酪的抗氧化肽進行分離純化和結構鑒定，對鑒定出的高活性肽段進行合成和FITC熒光標記，喂養小鼠，通過檢測熒光標記跟蹤該肽段進入體內后各臟器及血液中的變化趨勢，分析活性肽在小鼠腸道內的代謝穩定性，以期為功能性干酪的開發提供理論基礎。

1 材料與方法

1.1 小鼠、菌株與試劑

雄性KM小鼠購買于吉林大學動物科學實驗中心，生產許可證號：SCXK（吉）2018-0007，使用許可證號：SYXK（吉）2018-0001，體質量為20～25 g。

商業發酵劑乳酸乳球菌乳酸亞種（Lactococcus lactissubsp.lactis）和乳酸乳球菌乳脂亞種（Lactococcus lactissubsp.cremoris）混合菌種、凝乳酶Stamix 1150北京科漢森公司；鼠李糖乳桿菌Lactobacillus rhamnosus1.0911、瑞士乳桿菌Lactobacillus helveticus1.0612東北農業大學乳品科學重點實驗室菌種庫。

過氧化物酶（glutathione peroxidase，GSH-Px）試劑盒、丙二醛（malondialdehyde，MDA）試劑盒、總超氧化物歧化酶（total superoxide dismutase，T-SOD）試劑盒、過氧化氫酶（catalase，CAT）試劑盒 南京建成生物科技有限公司。

1.2 儀器與設備

LGJ-1冷凍干燥機 北京醫用分析儀器廠；AKTA Explore蛋白質純化系統 德國GE公司；Q Exactive Plus液相色譜四極桿高分辨質譜聯用儀 美國賽默飛世爾科技有限公司。

1.3 方法

1.3.1 益生菌契達干酪的制備

將益生菌菌株以體積分數1%接種量接種到10 mL 12%（質量分數）復原脫脂乳中，37 ℃培養24 h，培養兩代。再以體積分數2%接種量接種到60 mL 12%（質量分數）復原脫脂乳中，培養24 h，活菌數約為10（lg（CFU/mL））。

契達干酪的制備在Liu Lu等[20]方法的基礎上略作調整。原料乳→過濾、巴氏殺菌（63 ℃，30 min）→冷卻（32 ℃）→添加發酵劑和益生菌→發酵（32 ℃，60 min）→調整酸度→加氯化鈣→添加凝乳酶→凝乳（32 ℃，90 min）→切割（1 cm3）→攪拌升溫至42 ℃（每3～5 min升高1 ℃）→保溫攪拌（30 min）→靜置→排乳清→凝乳堆砌（每15 min反轉堆積一次，反轉7 次）→加鹽→成型壓榨→包裝→成熟（6 個月）。

發酵劑和益生菌的添加量：B-0組：發酵劑添加量為0.01%（質量分數）；B-1組：發酵劑添加量為0.01%（質量分數）、鼠李糖乳桿菌的添加量為12%（體積分數）；B-2組：發酵劑添加量為0.01%（質量分數）、瑞士乳桿菌的添加量為12%（體積分數）。

1.3.2 益生菌契達干酪提取液的制備

干酪提取液的制備參考文獻[21]并略作調整。在干酪成熟過程中，每30 d進行一次蛋白質的提取，即分別取干酪樣品10 g溶于100 mL去離子水中，用勻漿機勻漿2 min。過濾、離心（4 000×g、20 min、4 ℃），取上清液即水溶性提取物，再對其進行冷凍干燥，凍干后的樣品在－20℃下保存備用。

1.3.3 益生菌契達干酪體內抗氧化活性的測定

選取雄性KM小鼠48 只，干預前將各組小鼠進行適應性喂養一周。將小鼠隨機分成6 組（正常對照組、衰老模型組、VC組以及3 個實驗組），每組8 只。喂養時給小鼠相同的飼料，自由飲水、進食，并控制相同的相對濕度及溫度。正常對照組每天按照0.1 mL/10 gmb的劑量注射生理鹽水，其他組每天注射相同體積且質量濃度為50 mg/mL的D-半乳糖溶液。實驗共進行28 d，每7 d記錄一次小鼠的體質量。具體的注射及灌胃方式如表1所示，其中灌胃的干酪提取液及VC溶液的質量濃度均為1.0 mg/mL。

表1 各組小鼠的處理方式Table1 Grouping of experimental animals

將各組小鼠干預28 d后，對小鼠進行眼球取血（0.5 mL），并以脫頸法處死。取出的血液樣本靜置30 min后，6 000 r/min離心10 min，收集上清液獲得血清，將血清置于液氮中速凍，在放入－80 ℃冰箱中待測。參照試劑盒說明書測定血清中SOD、CAT、GSH-Px和MDA的水平。

1.3.4 益生菌干酪抗氧化肽的結構特征鑒定

1.3.4.1 超濾分離

根據1.3.3節結果確定抗氧化活性最高的益生菌干酪提取液，將其凍干樣品溶于蒸餾水中，使質量濃度達到5 mg/mL，選用截留分子質量為3、5、8、10 kDa的超濾膜對益生菌干酪提取液進行分離，得到4 個不同的多肽組分：ULTR-1：分子質量＜3 kDa；ULTR-2：分子質量3～5 kDa；ULTR-3：分子質量5～8 kDa；ULTR-4：8～10 kDa；ULTR-5：分子質量＞10 kDa。收集各組分后，冷凍干燥備用，以DPPH自由基清除率、羥自由基清除能力以及還原能力為考察指標，參考文獻[22]測定各組分的抗氧化活性，選擇抗氧化活性最高的組分進行后續的多肽純化。

1.3.4.2 多肽純化

利用AKTA Explore蛋白質純化系統及凝膠色譜柱（分子質量1～20 kDa）對1.3.4.1節超濾分離后抗氧化活性最高的多肽組分進行進一步純化。具體參照馬穗[23]的方法進一步修改。平衡系統：清洗進樣口和上樣環，設定流速為0.5 mL/min，壓力上限為1.8 MPa，所用溶劑為超純水。當流量達到48 mL時（約2 倍柱體積）準備進樣；進樣：將排凈氣泡的1 mL 20 mg/mL樣品吸入1 mL注射器中，緩慢勻速推動注射器，將樣品注入上樣環中；切換系統管路：運行系統，將樣品倒入凝膠色譜柱中，觀察系統壓強；樣品收集：通過觀察的峰型圖，對分離后不同峰對應的組分進行收集，而后將樣品置于4 ℃保存。

參考文獻[22]測定各個色譜峰組分的DPPH自由基清除率、羥自由基清除能力以及還原能力，確定抗氧化活性最強的色譜峰組分以進行后續結構鑒定。

1.3.4.3 利用液相色譜-質譜進行抗氧化肽的結構鑒定

選取1.3.4.2節純化出的活性最高的組分，利用Q Exactive Plus-Orbitrap液相色譜（配備Acclaim PepMap 100A C18色譜柱）四極桿高分辨質譜聯用儀分析其多肽的序列。流動相A為體積分數0.1%甲酸水溶液，流動相B為體積分數0.1%乙腈水溶液。進樣量為2 μL，柱溫為35 ℃，梯度洗脫程序見表2。質譜條件中離子掃描模式為正離子模式，掃描方式為全掃描，質量掃描范圍：35～1 800m/z，離子源溫度：280 ℃，數據利用Proteome Discoverer 2.1軟件進行分析。

表2 梯度洗脫程序Table2 Gradient elution procedure

確定肽段序列后委托南京源肽生物科技有限公司進行多肽的合成，參考文獻[22]測定不同合成肽的抗氧化活性。選取抗氧化活性最高的肽段進行后續實驗。

1.3.5 抗氧化肽在小鼠體內代謝途徑的測定

1.3.5.1 熒光標記肽的合成

選取1.3.4.3節中抗氧化活性最高的肽段進行熒光標記肽的合成（委托南京源肽生物科技有限公司完成）。主要流程為：樹脂溶脹→接第一個氨基酸→脫保護→檢測（變深藍色為陽性反應）→洗（分別用二甲基甲酰胺（dimethylformamide，DMF）、甲醇和DMF洗滌兩次）→縮合→洗（DMF一次、甲醇兩次、DMF兩次）→脫保護→檢測（變深藍色為陽性反應）→洗（分別用DMF、甲醇和DMF洗滌兩次）→縮合→洗（DMF一次、甲醇兩次、DMF兩次）→檢測（茚三酮檢測陰性）→洗（用甲醇洗滌3 次）→從樹脂上切割多肽→吹干洗滌→用高效液相色譜（high performance liquid chromatography，HPLC）純化多肽。最后將純化后的溶液凍干，既得到成品。將粉末狀的多肽，密封包裝，－20 ℃保存。經過HPLC鑒定，根據峰面積計算純度為95.8%，色譜圖如圖1所示。

圖1 熒光標記肽的HPLC圖Fig. 1 HPLC chromatogram of fluorescently labeled peptide

1.3.5.2 血清中熒光標記肽質量濃度的測定

具體操作參考文獻[24]的方法略作修改。

血液樣本的制備：雄性KM鼠給藥前禁食12 h，自由飲水，單次灌胃給藥0.1 mL（質量濃度為0.5 mg/mL），劑量為2 mg/kgmb，分別在給藥后每隔1 h，選擇一組小鼠（3 只）取眼球血0.5 mL，并以脫頸法處死。取出的樣本靜置30 min后，于6 000 r/min離心10 min，取出血清后，置于液氮中速凍，在放入－80 ℃冰箱中待測。

血清樣品的標準曲線：取小鼠的血液樣本，用熒光標記肽標準液分別配制成質量濃度為0、0.5、1.0、2.0、3.0 μg/L的血清樣品，并且用相同體積的生理鹽水代替熒光標記肽標準液的血清樣品作為對照。并分別加入生理鹽水至1.4 mL，磁力攪拌1 min，靜置10 min，并于12 000 r/min的條件下離心10 min后，取出上清液于熒光激發波長480 nm、發射波長515 nm處檢測出熒光強度。繪制出血清中熒光標記肽的質量濃度與熒光強度間的標準曲線：y＝18.379 6x＋12.164 8，R2＝0.998 9。

樣品中熒光標記肽質量濃度的測定：取血清樣品0.1 mL，置于2 mL生理鹽水中，混勻后靜置10 min，于12 000 r/min條件下離心10 min，取上清液在相同熒光條件下，測定血清樣品的熒光強度。并根據繪制的標準曲線，計算出樣品中熒光標記肽的質量濃度。

1.3.5.3 熒光標記肽在小鼠組織中分布情況測定

組織樣品的制備：與血液樣本的制備略有不同，給藥后每隔1 h以脫頸法將其處死一組小鼠，迅速取出小鼠的內臟及腦組織，用生理鹽水反復沖洗后，并用濾紙吸干稱質量。用錫箔紙將樣品包裹后，置于液氮中迅速冷凍并轉置于－80 ℃冰箱中待測。

組織樣品標準曲線測定：取正常對照組小鼠的組織樣本勻漿，離心后取上清液，用熒光標記肽的標準液配制成不同質量濃度的組織樣品中，并其用相同體積的生理鹽水代替熒光標記肽標準液的樣品作為對照。分別取不同質量濃度的組織樣品和對照樣品0.2 mL，按照1.3.5.2節方法繪制出組織樣本中熒光標記肽的質量濃度與熒光強度間的標準曲線。

各組織中熒光標記肽質量濃度的測定：將組織樣品中加入生理鹽水后，于高速勻漿機下勻漿，并將勻漿液離心后取上清液，加入生理鹽水，并于12 000 r/min的條件下離心10 min后，取出上清液于上述的相同熒光條件下，記錄其熒光強度。并根據繪制的標準曲線，計算出樣品中熒光標記肽的質量濃度。熒光標記肽在各組織中的標準曲線方程及決定系數如表3所示。

表3 熒光標記肽在各組織中的標準曲線方程Table3 Calibration curve equations for determination of fluorescently labeled peptide in various tissues

1.3.5.4 干酪抗氧化肽的體內抗氧化活性

體內實驗方法同1.3.3節，處理方式為注射D-半乳糖＋灌胃熒光標記肽，灌胃劑量為0.1 mL/10 gmb。參照試劑盒提供的方法測定血清中SOD、CAT、GSH-Px和MDA的水平。

1.4 數據處理與統計分析

本研究中各組實驗獨立重復3 次，數據結果用平均值±標準差表示；通過Origin 2018軟件進行作圖；數據統計分析采用Statistix 8.1中Linear Models程序進行，使用Tukey HSD進行差異顯著性分析，其中P＜0.05表示差異顯著。

2 結果與分析

2.1 益生菌契達干酪體內抗氧化活性研究

2.1.1 干預期間小鼠體質量變化小鼠的體質量變化如表4所示，各組中小鼠體質量均隨著時間的延長而逐漸增加，只有衰老模型組小鼠在21 d后開始略顯消瘦，毛色光澤度較差并出現退毛現象。但5 組小鼠之間體質量變化差異不顯著（P＞0.05），對后續干酪抗氧化肽的體內穩定性研究結果無影響。

表4 干預期間小鼠的體質量變化Table4 Changes in mouse body mass during the intervention period

2.1.2 益生菌契達干酪的體內抗氧化活性

由表5可知，與正常對照組小鼠相比，衰老模型組小鼠血清中的SD、CAT、GSH-Px活力均顯著下降，而MDA濃度顯著上升（P＜0.05），說明小鼠衰老模型的建立成功。與衰老模型組相比，B-0、B-1和B-2組中小鼠血清中的SOD、CAT、GSH-Px活力呈現不同程度的顯著上升，MDA濃度均顯著下降（P＜0.05），說明灌胃空白干酪以及益生菌干酪均可提高小鼠體內的抗氧化水平。與衰老模型組相比，B-0和B-1組小鼠抗氧化能力雖有所改善，但變化幅度較小，B-2組小鼠血清中的SOD、CAT、GSH-Px活力分別為（281.82±7.89）、（21.22±2.25）U/mL和（99.74±5.03）U/mL，與衰老模型組相比分別提升了45.98%、35.33%和37.93%，且與正常對照及VC組間的差異不顯著（P＞0.05）；其MDA的濃度下降最多，與衰老模型組相比下降了19.79%。以上結果說明利用L.helveticus作為非發酵劑乳桿菌制備的干酪，對衰老模型組小鼠抗氧化水平的改善效果最好。這可能由于該菌株蛋白水解能力強，可將酪蛋白中高抗氧化活性的肽段釋放，進而更有效地抑制衰老小鼠氧化應激反應的發生。

表5 益生菌契達干酪的體內抗氧化能力Table5 Effect of probiotic Cheddar cheeses on antioxidant capacity in mice

2.2 超濾分離益生菌契達干酪提取液結果

鑒于B-2組體內抗氧化活性最高，因此對B-2組干酪提取液進行超濾分離，并測定抗氧化活性。結果如表6所示。

表6 超濾分離契達干酪提取液所得組分及其抗氧化活性Table6 Ultrafiltration fractions of water-soluble extracts from Cheddar cheeses and their antioxidant activity

由表6可知，共得到分子質量小于3、3～5、5～8、8～10 kD和大于10 kDa共5 個組分，其中分子質量小于3kDa的ULTR-1組分抗氧化活性最高，其DPPH自由基清除率、還原能力、羥自由基清除率可分別達到（82.63±0.27）%、0.91±0.06和（87.28±0.33）%，且所占的比例最高，達到（42.63±0.32）%。這與Zhang Chi等[25]的研究結果相似。分子質量越小的肽段，其抗氧化活性最高，這可能是由于分子質量大的肽段，空間位阻大，使得一些具有抗氧化活性的氨基酸無法暴露出來，進而無法發揮其抗氧化的作用[4]。

2.3 蛋白質純化系統純化ULTR-1組分的結果

由圖2可知，利用蛋白質純化系統純化ULTR-1組分時，共得到了5 個色譜峰，并且5 個色譜峰均完全分離，并分別收集5 個色譜峰所對應的組分，對收集后的組分進行抗氧化活性測定，結果如表7所示。

圖2 ULTR-1組分的蛋白質純化色譜圖Fig. 2 Separation chromatogram of ULTRA-1

表7 ULTR-1組分純化所得5 個組分的抗氧化活性Table7 Antioxidant activity of five subfractions purified from ULTR-1

由表7可知，色譜峰P2對應組分質量分數最高，為（62.77±0.36）%；色譜峰P3對應組分的抗氧化活性最高，DPPH自由基清除率為（91.03±0.31）%、還原能力為0.97±0.04、羥自由基清除率為（93.22±0.22）%。根據色譜柱分離原理，當混合物隨流動相經凝膠柱時，分子質量較大肽段的分子不能進入凝膠網孔而受到排阻，它們將與流動相一起首先流出，而根據所選擇的凝膠色譜柱的規格，ULTR-1組分理論上應全部進入凝膠網孔，這部分肽段中較大的先流出凝膠網孔，較小的分子后流出。因此，其后流出的P4、P5組分抗氧化活性較低的原因可能是由于肽段在酶的作用下水解成一些不具抗氧化活性的氨基酸。

2.4 干酪抗氧化肽結構鑒定結果

利用液相四極桿高分辨質譜聯用儀對蛋白質純化系統分離的到的P3組分進行肽段結構的鑒定。經過液相色譜儀時將樣品進行分離，通過質譜儀將分離的成分逐個打碎成離子碎片，并根據離子碎片鑒定出氨基酸序列，通過與已知的數據庫進行比對后，確定了酪蛋白源的抗氧化肽共6 種，具體結果如表8所示。由表8可知，P3組分中具有抗氧化活性的肽段為5～17肽不等。與前人研究的干酪中的生物活性肽結果[4,26]相比，添加了瑞士乳桿菌的干酪水溶性提取物所獲得的肽段更短。在所得的6 個肽段中，分子質量相對較大的，其抗氧化活性相對較低，這可能是因為肽鏈較長，空間位阻較大，影響生物活性[4]。從所獲得的肽段來看，大部分來自于β-酪蛋白，只有一條肽鏈來自于αs1-酪蛋白。本研究所獲得的6 種肽段中，有4 種都含有Pro（P），且均處于N末端的第二位。除此之外，所獲得的肽鏈中，疏水性氨基酸Leu（L）、Phe（F）和芳香族氨基酸Tyr（Y）含量較高，這是因為酪氨酸酚羥基上的氫是優良的氫供體，可清除原有的自由基[27-29]。其抗氧化活性最高的肽段QPHQP來自于β-酪蛋白（146～150），同時也是分子質量最小的一個，并且N末端倒數第二位為Pro（P），且肽鏈中含有一個組氨酸His（H），內部含有咪唑基，可通過鰲合金屬離子來增加肽鏈的抗氧化活性，Saito等[30]得到了同樣的結論。本研究中喂養肽段QPHQP小鼠血清中的SOD、CAT、GSH-Px活力分別為（301.12±6.12）、（23.42±1.56）、（112.93±3.29）U/mL，MDA濃度為（236.73±4.32）nmol/mL。

表8 P3組分的肽段序列及其抗氧化活性Table8 Peptide sequences and antioxidant activity of antioxidant peptides identified in P3

2.5 益生菌契達干酪抗氧化肽體內代謝穩定性研究結果

2.5.1 熒光標記肽在血清中的分布情況

由圖3可知，隨著時間的延長，小鼠血清中的熒光標記肽的質量濃度逐漸上升，在2 h后達到峰值（2.56±0.06）μg/mL。隨后開始下降，在8 h后開始逐漸趨于穩定，此時質量濃度僅為（0.89±0.05）μg/mL，與質量濃度峰值（2 h時）相比下降了65.23%，這是由于熒光標記肽在這段時間內，隨血液循環逐漸轉移至靶器官而發揮其抗氧化的作用。在8 h后逐漸趨于平穩，在12 h后仍有部分殘留，是因為部分抗氧化肽留在了血液中，可能與血清中的某一成分相結合或發揮了作用，這與尹天旸[24]的結果相似，均在2 h達到了峰值，而后隨時間的延長逐漸下降。

圖3 小鼠血清中熒光標記肽質量濃度Fig. 3 Concentration of fluorescently labeled peptide in mouse serum

2.5.2 熒光標記肽在小鼠體內的分布情況

由圖4可知，相同時間段內，胃部熒光標記肽含量均高于其他組織，且隨著時間的延長，其含量快速下降。然而其他組織中，熒光標記肽的含量均隨著時間延長先逐漸上升，在2 h后，腸、腎、肝、肺中均達到了最大值，分別為（86.42±1.56）、（5.58±0.09）、（15.47±0.44）、（10.88±0.59）μg/kg；而在4 h后熒光標記肽含量在心臟和脾臟達到最大值，分別為（7.16±0.29）、（4.32±0.13）μg/kg；在8 h后，腦中的抗氧化肽含量達到了最大值，為（4.23±0.11）μg/kg。

圖4 小鼠各組織中熒光標記肽含量隨時間變化Fig. 4 Changes in fluorescently labeled peptide contents in mouse tissues over time

灌胃1 h后，胃內熒光標記肽含量含量最高，為（138.52±1.84）μg/kg。在灌胃2 h后，主要集中在胃腸道內，同時在腸、腎、肝、肺中也逐漸達到了最大值，并且除胃腸道外，在肝臟中的含量最高。這說明在前2 h，熒光標記肽大部分隨血液流向了肝臟，并且肝臟對這一抗氧化肽的利用度最高。4 h后，消化道內的熒光標記肽含量仍然高于其他組織，并且隨著血液的循環心臟和脾達到的峰值。8 h后，在腦組織中的熒光標記肽含量達到的最大值，且在腦組織中的含量始終低于其他組織，這說明該抗氧化肽只有一小部分可通過腦組織屏障。大部分肽在8 h內均隨血液循環到達了靶器官，且消化道內的抗氧化肽含量下降至不到灌胃1 h時的30%，且所有器官內的熒光強度均開始逐漸下降。而后，隨著時間的延長，所有組織器官中肽的含量均逐漸下降。在整個代謝過程中，除消化道外，肝臟中的抗氧化肽含量始終高于其他組織，這說明抗氧化肽主要在蓄積在肝臟中，并參與其中的氧化代謝反應，進而發揮其抗氧化作用。

3 結 論

益生菌契達干酪提取液可顯著提高衰老小鼠血清中抗氧化酶的活性，顯著降低氧化產物丙二醛的濃度，與相同質量濃度VC的抗氧化能力相當。從添加了瑞士乳桿菌的契達干酪提取液中共鑒定出6 種抗氧化肽，分別為MPFPKYPVEPFTESQSL、YPFPGPIPN、QPHQP、QTEDELQDK、YFYPEL、MPIQAFLLY，其中QPHQP抗氧化活性最高。干酪抗氧化肽可隨血液循環遍布動物各個器官，但主要蓄積在肝臟并參與其中的氧化代謝反應，進而起到抗氧化的作用，提高機體的抗氧化能力。