池塘養殖牙鲆腸道和環境菌群結構對益生菌制劑的響應*

姜 燕 李存玉 徐永江 柳學周 于超勇 王 濱 鄭 偉 史 寶

池塘養殖牙鲆腸道和環境菌群結構對益生菌制劑的響應*

姜 燕1李存玉2徐永江1柳學周1①于超勇3王 濱1鄭 偉4史 寶1

(1. 中國水產科學研究院黃海水產研究所 青島海洋科學與技術試點國家實驗室海洋漁業科學與食物產出過程功能實驗室 山東 青島 266071；2. 沂南縣水利局 山東 臨沂 276300；3. 山東省海洋生物研究院 山東 青島 266104；4. 山東寰達生態環境科技有限公司 山東 日照 276826)

為研究益生菌制劑對池塘養殖牙鲆()腸道及環境菌群結構的調控效果，采用高通量測序技術和生物信息學分析手段構建牙鲆腸道、養殖水體、餌料和池塘底泥的16S rDNA基因測序文庫，分析不同樣品中菌群組成和多樣性在益生菌制劑調控過程中的變化趨勢。結果顯示，添加益生菌制劑后，池塘底泥和牙鲆腸道的菌群多樣性升高，且池塘底泥的菌群多樣性依然最高；而養殖水體的菌群多樣性明顯下降，并低于牙鲆腸道的。牙鲆腸道中的腸桿菌屬()、芽孢桿菌屬()相對豐度呈上升趨勢，不動桿菌屬()、發光桿菌屬()相對豐度先上升后下降；池塘養殖水體中NS3a_marine_group代表的菌屬相對豐度先下降后上升；底泥中芽孢桿菌屬相對豐度變化最為明顯，由最初的3.78%增加到33.64%。養殖牙鲆腸道、養殖水體和底泥中的弧菌屬()相對豐度在益生菌制劑添加后出現不同程度的降低。而在水產養殖中，不動桿菌屬和弧菌屬中的部分菌株通常被認為是重要病原菌。說明益生菌制劑的添加能在一定程度上優化魚體腸道和環境(養殖水體和池塘底泥)的菌群結構。相似性分析發現，在餌料不變的條件下，牙鲆腸道菌群結構與底泥的更相近；且益生菌產品對池塘底泥和牙鲆腸道菌群的影響較為明顯。本研究結果可為池塘養殖過程中微生態制劑篩選和使用提供參考。

高通量測序；腸道菌群；牙鲆；池塘養殖；益生菌制劑

海水魚類池塘高密度養殖條件下，以N、P為主的污染性代謝產物容易積累，一旦超過養殖池塘自身凈化能力，將導致養殖魚類、微生物和環境三者所構成的動態平衡狀態的失調，極易暴發各種疾病。在我國大力推行綠色養殖的背景下，對待水產生物疾病的主要措施從以“治療”為主逐漸轉變為以“防控”為主，因此，益生菌及其制劑、疫苗等生物防治方式備受關注(丁賢等, 2004; Merrifield, 2010; Luis- Villase?or, 2011; Buruian?, 2014; 徐奇友等, 2017)。益生菌制劑主要通過微生物的生態調控作用有效抑制外源菌群的入侵以維持生態環境內菌群的動態平衡，實現無機氮、磷等污染物質的降解、轉化和再利用，構建良性循環的養殖生態系統。

目前，水產養殖領域常用的益生菌包括光合細菌、芽孢桿菌、硝化細菌、乳酸菌、EM菌等，以單一或復合添加的方式應用于養殖環境的調控(丁賢等, 2004; Buruian?, 2014)。芽孢桿菌和乳酸菌是應用較為廣泛的一類益生菌，合理使用可以有效改善養殖水環境質量，并維持養殖水生動物消化道微生物的生態平衡，提高養殖動物消化和免疫能力，促進動物生長(Merrifield, 2010; Luis-Villase?or, 2011; 徐奇友等, 2017)。在魚類養殖應用方面，已有研究表明，芽孢桿菌在調控養殖水質(李健等, 2001; Fu, 2017; 張翠綿等, 2017)、促進養殖魚類生長(華雪銘等,2001; Merrifield, 2010; Liu, 2012; 徐奇友等, 2017)和調控養殖魚類腸道菌群(Jiang, 2019b)等方面都起到了較好的效果。目前，國內外利用益生菌等進行海水魚類池塘養殖方面的應用研究較少。

本團隊前期研制了一種益生菌制劑，發現其能有效降解池塘養殖水體中的氨氮、亞硝酸鹽和磷酸鹽(李存玉等, 2017)。本研究應用該益生菌制劑對池塘養殖牙鲆()腸道和環境菌群結構進行調控，以期揭示養殖水體和底泥沉積物以及腸道中的微生物群落變化規律與益生菌制劑調控的關系，為開發牙鲆池塘高密度養殖專用益生菌制劑和環境微生態調控技術提供理論支撐。

1 材料與方法

1.1 實驗管理

益生菌制劑添加實驗于2013年9—10月在山東省日照市水利養殖場(35.29°N, 119.44°E)進行，選擇面積同為3300 m2，且同為泥沙底質的2口養殖池塘，水深為2.0 m，分別設為實驗組和對照組。池塘內養殖牙鲆平均體重為(282.0±24.23) g，平均體長為(28.3± 1.93) cm，養殖密度均為4.5尾/m2。以鮮雜魚為餌料，每天投喂2次，投喂量為養殖魚體重的3%～5%，每天換水50%。實驗期間，池塘養殖水體的水質指標：水溫為21℃～23℃，鹽度為27～29，溶解氧(DO)≥5 mg/L，pH為7.8～8.7。

實驗所使用的益生菌制劑為本實驗室與日照市生態環境研究所聯合制備的產品，主要成分為腸桿菌屬()、芽孢乳桿菌屬()、乳桿菌屬()等有益微生物，有效活菌數不低于1.0×109CFU/g。在前期預實驗的基礎上制定益生菌制劑的施用策略：按照池塘水體1.0×105CFU/mL的添加量全池潑灑，每天上午添加1次，下午換水后補充1次，連續添加10 d，在第11～15天繼續追蹤相關數據，實驗共持續15 d；實驗期間，對照池塘不添加益生菌制劑，只追蹤相關數據。

1.2 樣品采集

在實驗第1天添加益生菌制劑前、添加益生菌制劑后(第5、10、15天)分別對2個池塘的水體、底泥和養殖魚腸道進行樣品采集，分析樣品中微生物菌群結構的變化。每次在上午投喂前，完成各種生物樣本的采集，采集方法如下：

腸道樣品：每次隨機撈取6尾體表無任何生理學病癥的健康牙鲆，采用MS-222 (Fluka, 美國)麻醉后置于冰上，無菌條件下解剖，取其完整腸道，輕輕擠出腸道內殘留的食糜，用預冷的無菌水沖洗腸道數次，分裝于無菌離心管中，并迅速放入液氮中保存。

底泥樣品：用采泥器采集池塘底泥，采集點分別位于進水口、排水口和增氧機附近，每處采集3次樣品，將采集的每個池塘的底泥樣品充分混勻，并分裝于無菌離心管中，立即放入液氮中保存。

養殖水樣：用透明的卡蓋式采水器采集池塘水樣，分別于池塘進水口、排水口和增氧機附近采集中層水樣，每處采集3次樣品，將采集的每個池塘的水樣充分混勻，混勻后水樣保留3 L，經0.22 μm的濾膜真空抽濾后，將濾膜置于無菌離心管中，放入液氮保存。

餌料樣品：實驗期間，投喂的鮮雜魚為購買的同批貨源，使用無菌器械從中隨機取完整魚體5～8尾(全長為10 cm左右)，無菌條件下剪成小段，液氮速凍后研磨成粉狀，充分混勻并平均分裝于無菌離心管中，液氮保存。

實驗期間，將每次采集的樣品進行編號、分類保存，具體采樣時間與分類編號情況見表1。

表1 樣品采集統計表

Tab.1 Samples collected for microbiota structure analysis

1.3 樣品微生物總DNA提取及高通量測序

將樣本從液氮中取出，其中，腸道樣本在液氮條件下研磨，每個池塘的6個平行樣本充分混勻，取一小部分樣品按照土壤微生物DNA提取試劑盒(OMEGA, 美國)說明書進行微生物總DNA提?。黄溆鄻颖局糜诒献匀唤鈨龊螅瑓⒄照f明書提取微生物總DNA。針對微生物16S rDNA V3～V4可變區設計含barcode的特異引物(338F：5′-ACTCCTACGGGAGGC AGCA-3′，806R：5′-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3′)，并進行PCR擴增。PCR產物經瓊脂糖凝膠電泳檢測合格后，使用AxyPrep DNA凝膠回收試劑盒(Axygen, 美國)切膠回收PCR產物，并構建測序文庫，采用Miseq平臺進行高通量測序。

1.4 測序數據生物信息學分析

高通量測序數據的分析：利用uparse (version 7.1 http://drive5.com/uparse/)軟件平臺對處理后的序列進行聚類操作，采用RDP classifier (v2.2)對相似水平高于97%的可操作分類單元(operational taconomic units, OTU)代表序列進行歸類分析，并在各個水平上統計每個樣品的群落組成；利用Mothur (version v.1.30.1 http://www.mothur.org/wiki/Schloss_SOP#Alpha_ diversity)進行稀釋性曲線分析；分別利用香農指數(Shannon)和物種豐富度指數(ACE)評估微生物多樣性；利用R語言進行主成分分析。利用Excel 2016軟件對菌群多樣性和相對豐度進行統計分析。

2 結果與分析

2.1 樣品微生物多樣性水平分析

通過高通量測序與分析，平均每個樣本獲取15 400條有效序列，結合稀釋性曲線可以看出，實驗樣品的測序結果是可靠的(圖1)。各樣品中微生物多樣性由高到低依次為池塘底泥、牙鲆腸道、池塘水樣、餌料、益生菌制劑。其中，池塘底泥樣品的香農指數為4.96、物種豐富度指數為746，均為最高值，說明微生物多樣性最高；同時，隨著實驗的開展，池塘底泥樣品的香農指數和物種豐富度指數均呈先下降后上升的趨勢，第15天的多樣性指數均高于第1天。池塘水體中的微生物多樣性呈先下降后上升的趨勢，而腸道中微生物多樣性的變化較大，整體呈上升趨勢。益生菌制劑樣品的香農指數和物種豐富度指數分別為1.64和80.7，均為最低值，說明微生物多樣性最低(圖2)。

圖1 實驗樣品菌群稀釋性曲線

圖2 基于16S rDNA基因序列的微生物多樣性指數

2.2 實驗池塘的牙鲆腸道、養殖水體和底泥中菌群結構的變化

在門水平上，厚壁菌門(Firmicutes)、變形菌門(Proteobacteria)和梭桿菌門(Fusobacteria)為牙鲆腸道主要的優勢菌群，隨著實驗地進行，變形菌門、厚壁菌門相對豐度增大，梭桿菌門則相反(圖3)。藍藻門(Cyanophyta)、擬桿菌門(Bacteroidetes)和變形菌門為養殖池塘水體中主要菌群，添加益生菌制劑后，藍藻門相對豐度先上升后下降，與擬桿菌門相對豐度變化完全相反，變形菌門相對豐度則逐漸下降。變形菌門和厚壁菌門為池塘底泥的主要優勢菌群，隨著實驗地進行，變形菌門呈先下降后上升的趨勢，而厚壁菌門則相反。

在屬水平中，益生菌制劑中芽孢乳桿菌屬、腸桿菌屬、乳桿菌屬為主要的菌群(圖4)。池塘養殖牙鲆腸道樣品中，隨著實驗地進行，芽孢桿菌屬()、腸桿菌屬的相對豐度逐漸升高，在第15天時，仍可檢測到腸桿菌屬；軍團桿菌屬()相對豐度由2.95%增加到7.19%，不動桿菌屬()、發光桿菌屬()和弧菌屬()相對豐度呈先上升后下降的趨勢。池塘養殖水體中的NS3a_marine_group相對豐度先下降后上升。池塘底泥中，芽孢桿菌屬的相對豐度在添加益生菌制劑的第10天，由最初的3.78%增加到33.64%，之后明顯下降；脫硫疊球菌屬()由最初的3.34%先下降后迅速增加到8.62%；不動桿菌屬相對豐度在添加益生菌制劑的第5天，由最初的0.01%增加到13.15%，隨后大幅下降，至第15天時檢測不到；相對豐度由10.95%先下降，再上升至2.87%。牙鲆腸道、養殖水體和底泥中的弧菌屬相對豐度均呈現不同程度的下降趨勢。另外，在添加益生菌制劑的第5天，檢測到底泥樣品中出現腸桿菌屬(0.11%)，第10天相對豐度為0.05%，但在第15天(停止添加益生菌的第5天)時，底泥樣品中檢測不到腸桿菌屬。

2.3 對照池塘牙鲆腸道、養殖水體和底泥菌群結構的變化

實驗過程中，對照池塘養殖牙鲆腸道優勢菌屬中Candidate_division_WS6-norank代表的菌屬相對豐度降低了40.98%，芽孢桿菌屬相對豐度相對穩定，發光桿菌屬、不動桿菌屬、軍團桿菌屬等優勢菌屬的相對豐度分別提高35.46%、64.05%和134.58% (圖5Ⅰ)。實驗開始時，實驗池塘和對照池塘水體中的優勢菌屬組成結構相近，隨著實驗地進行，對照池塘水體中優勢菌屬的相對豐度變化較大，其中，NS3a_marine_ group、假交替單胞菌屬()、交替單胞菌屬()的相對豐度變化較為明顯，整體呈先下降后上升的趨勢(圖5Ⅱ)。同樣，實驗開始時，實驗池塘和對照池塘底泥中的優勢菌屬組成結構相近，隨著實驗地進行，池塘底泥中、芽孢桿菌屬、Candidate_division_WS6_norank等相對豐度變化較為明顯，其中，的相對豐度先上升后下降，而芽孢桿菌屬則完全相反(圖5Ⅲ)。

圖3 實驗過程中水體、牙鲆腸道和底泥樣品中的優勢菌門

圖4 實驗過程中各樣品中優勢菌屬結構特征

圖5 對照組牙鲆腸道G1與G15(Ⅰ)、池塘水(Ⅱ)、和底泥(Ⅲ)優勢菌屬結構特征

2.4 池塘養殖牙鲆腸道菌群結構的主要影響因子

通過主成分分析(PCA)可以看出，主成分1 (PC1)的貢獻率為55.98%，遠高于主成分2 (PC2)的22.97%；牙鲆腸道樣品與餌料、底泥間的距離更為相近，說明腸道中的菌群組成與餌料和底泥的相似；同時，與池塘水體相比，池塘底泥樣品與益生菌產品更為相近，說明益生菌產品對池塘底泥微生物組成影響較大(圖6)。

在屬水平上，通過對各樣品中菌群的組成與豐度信息進行分析，可以看出，牙鲆腸道樣品與餌料和底泥中的菌群組成更為相近，其次是水環境樣本，而益生菌制劑與牙鲆腸道菌群組成相似性最小(圖7)。但益生菌制劑與底泥和水環境中菌群組成較為相近。說明益生菌產品對除餌料外的牙鲆養殖環境中的菌群影響較大。

圖6 不同樣品主成分分析

3 討論

3.1 微生物多樣性變化

微生物多樣性指數顯示，在添加益生菌制劑以后，池塘水樣和底泥樣品微生物多樣性呈先下降后升高的趨勢，養殖環境中菌群結構也發生了明顯的改變，這與王新等(2014)對微生態制劑改善蝦池水質及微生物群落的研究結果一致。添加益生菌制劑初期，池塘水體和底泥中微生物多樣性降低，一方面可能是添加的菌種大量繁殖，抑制了某些定植菌的生長(張睿等, 2014)；另一方面可能是添加的益生菌雖然本身繁殖數量有限，但可直接或間接的導致某些定植菌成為優勢菌，并抑制某些豐度極低的定植菌生長繁殖，改變原有的菌群結構，導致微生物多樣性降低。在菌群結構與組成信息方面，實驗中施用的益生菌制劑主要由腸桿菌屬和乳桿菌屬等組成，然而，這些菌屬在養殖牙鲆池塘水體和底泥中檢出量極低(圖4)，表明前期微生物多樣性下降的原因應為后者。添加益生菌制劑后期，池塘系統通過自我調節作用，使得菌群結構維持在一個新的平衡狀態，微生物多樣性升高。牙鲆腸道樣品中微生物多樣性相對比較穩定，這可能是因為相對于池塘水體和底泥，腸道為其定植微生物提供了一個相對封閉的微生態環境，通過宿主的生理功能，使腸道菌群具有能維持其定植后平衡狀態的內在機制，可抵御外部環境對其菌群結構造成的影響。

圖7 基于菌群相對豐度的Heatmap

3.2 牙鲆腸道和環境菌群結構變化分析

本研究顯示，添加益生菌制劑后，池塘水體中藍藻門細菌相對豐度增加，藍細菌是能進行光合作用的大型原核微生物，其相對豐度的增加在一定程度上提高了養殖水體中DO的含量，能有效降低高密度集約化養殖條件下因缺氧引起的生產風險。池塘底泥中芽孢桿菌屬的變化最為明顯，其相對豐度的增加有助于提高養殖魚對餌料的利用率及其生長性能(Bairagi, 2004)；添加益生菌制劑期間，底泥中能檢測到腸桿菌屬，停止添加益生菌制劑后檢測不到腸桿菌屬菌群，研究表明，底泥中的腸桿菌屬來自添加的益生菌制劑(圖4)，之后經分離鑒定發現，其為產氣腸桿菌()(待發表)。關于產氣腸桿菌的研究既有其致病性方面的報道(徐風亮等, 2007)，也有關于其通過發酵生產有用生物衍生品[乳酸、生物氫、多羥基烷酸酯(PHA)、鼠李糖酯等]、降低發酵成本等方面的報道(徐忠義等, 2011; Arumugam, 2014、2020; Song, 2020)。不動桿菌屬在醫學界被認為是重要的病原菌(Lynch, 2017; Wong, 2017)；在魚類養殖中也分離得到一些不動桿菌屬的菌株(.、.、和等)，并且其中的某些致病種類能夠耐受多種藥物(Reddy, 2013; Kozińska, 2014; Li, 2017)?；【鷮僦械拇蟛糠志暝谒a養殖中被認為是常見的病原菌(Baker-Austin, 2018; 胡秀彩等, 2019)。本研究中，對照池塘牙鲆腸道中弧菌屬、不動桿菌屬等相對豐度明顯升高，而這些菌屬相對豐度在實驗池塘牙鲆腸道中則出現一定程度的降低；同時，實驗池塘牙鲆腸道中的中腸桿菌屬相對豐度升高。這可能是因為益生菌制劑中的部分微生物雖然不能在腸道中成功定植，但是，它們能通過產物抑制等作用一定程度調控腸道菌群的穩態；并且能在腸道中定植的部分益生菌通過營養競爭、粘附位點競爭等模式有效抑制有害菌的繁殖。雖然牙鲆腸道內定植有弧菌、不動桿菌等多種病原菌，并且實驗過程中不動桿菌屬的相對豐度在一定階段內有所升高，但魚體始終未出現任何病癥，活力也非常好，說明健康魚體內有病原菌的存在屬正?，F象(Reddy, 2013; Jiang, 2019a; 姜燕等, 2020)。在正常魚體的生理活動中，這些病原菌的豐度在安全范圍內，并且魚體內的微生態處于平衡狀態。在添加益生菌制劑期間，養殖魚腸道內能檢測到乳桿菌，但其在牙鲆腸道中的相對豐度小、變化不穩定，而腸桿菌屬相對豐度升高，反應出定植菌(腸桿菌屬)和外源菌(乳桿菌屬)在腸道中相對豐度變化的本質區別，也表明腸道菌群具有維持其定植后平衡狀態的本質。Skjermo等(2015)將從大西洋鱈魚()腸道內分離得到的益生菌通過水和餌料2種途徑進行添加，結果均未在鱈魚腸道內檢測到該菌。Jiang等(2019b)以生物餌料為載體進行大菱鲆()幼魚源益生菌的添加，發現益生菌雖未在大菱鲆仔稚幼魚消化道中成功定植，但其益生作用卻成功傳遞到了仔稚幼魚消化道中。同樣，在本研究中，雖然益生菌制劑中的部分菌群未能在池塘各個容納體(牙鲆、水和底泥)中成功定植，但它們優化菌群結構的“益生”功能卻得以有效傳遞。再者，益生菌制劑中腸桿菌屬的部分菌株為亞硝化反硝化聚磷菌，被廣泛應用于廢水處理(張立成等, 2012)?？赡芤舱怯捎谝嫔蚱渲苿┑摹耙嫔弊饔茫环矫娓纳蒲丽夷c道菌群結構，一定程度促進飼料蛋白營養的有效利用，降低N、P排放；另一方面，益生菌本身參與到池塘養殖環境中N、P的降解過程，最終使得池塘水體中N、P化合物(氨氮、磷酸鹽等)的濃度得到有效降解。本研究認為，一定濃度的益生菌制劑能直接或間接的影響魚體腸道和池塘環境中菌群結構，改善養殖環境質量，短期效果明顯，在投喂餌料沒有改變的情況下，可加強養殖環境對牙鲆的影響，引起牙鲆腸道菌群結構的改變，促進牙鲆健康生長。

益生菌制劑對水產養殖動物的調控是一個復雜的過程。本研究中，對照組池塘水環境菌群結構變化較大，但改變屬于自然水體的正常波動，而實驗組池塘水體中的優勢菌屬的組成在整個實驗過程中相對比較穩定，說明益生菌制劑的施用有助于養殖水環境微生物群結構的統一與穩定。對照組池塘底泥中的菌群結構相對比較穩定，而施用益生菌制劑后底泥中菌群結構變化較明顯，尤其是芽孢桿菌屬、脫硫疊球菌屬等相對豐度的迅速變化，表明益生菌制劑對池塘底泥菌群具有一定的調控作用。對照組池塘養殖牙鲆腸道菌群結構也出現一定程度的變動，也表明了牙鲆腸道定植菌群結構雖然會同環境菌群一起出現波動，但是這些波動在平衡狀態的范圍之內，反映了腸道對其定植菌群平衡狀態的維護功能；實驗組池塘養殖牙鲆腸道菌群結構的動態變化表明了益生菌制劑的重要調控作用。本研究設置了對照組的橫向比較及實驗組添加益生菌制劑前后的縱向比較，使數據具有說服力，通過對牙鲆腸道及生長環境中微生物種類、數量變化及相關影響因子的測定，初步分析了益生菌制劑對池塘養殖牙鲆腸道菌群的調控機制。可能正是由于這種調控作用，使養殖牙鲆對餌料的消化吸收能力得以提高，從而排放到養殖水體中的氨氮、亞硝酸鹽等的含量減少，促進水產綠色養殖的發展。對于益生菌制劑調控過程中，池塘養殖牙鲆消化和免疫等理化因子的應答變化及機制是今后研究的重點內容，將從多角度綜合解析益生菌制劑的調控機制。

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Responses of Microbiota Structure in the Intestinal Tract and Pond Culture Environment of Japanese Flounder () to Probiotics

JIANG Yan1, LI Cunyu2, XU Yongjiang1, LIU Xuezhou1①, YU Chaoyong3, WANG Bin1, ZHENG Wei4, SHI Bao1

(1. Yellow Sea Fisheries Research Institute, Chinese Academy of Fishery Sciences, Laboratory for Marine Fisheries Science and Food Production Processes, Pilot National Laboratory for Marine Science and Technology (Qingdao), Qingdao, Shandong 266071, China; 2. Yi′nan County Water Conservancy Bureau, Linyi, Shandong 276300, China; 3. Marine Biology Institute of Shandong Province, Qingdao, Shandong 266104, China; 4. Shandong Huanda Ecological Environment Technology Co. LTD, Rizhao, Shandong 276826, China)

The deterioration of the aquaculture environment and disease outbreaks occur often in high-density pond cultures of fish. Probiotics are the main and efficient method to regulate the microbiota of the fish intestinal tract and pond water environments, which will improve aquaculture conditions and reduce the incidence of diseases. To investigate the effects of probiotics on the composition and diversity of microbiota in the intestinal tract and pond culture environment of the Japanese flounder (), samples from the Japanese flounder intestinal tract and environmental media (culture water, feed, and pond sediment) were collected. High-throughput sequencing of the 16S rDNA genes was performed to analyze the regulation of the microbiota of the intestinal tract and environmental samples by probiotics.Our results showed that the diversity of microbiota in the pond sediment and intestinal tract of Japanese flounder increased after the addition of probiotics, and was still in the pond sediment. Inversely, the diversity of the microbiota in the culture water declined, which was lower than that in the intestinal tract. Firmicutes, Proteobacteria, and Fusobacteria were dominant in the Japanese flounder intestinal tract, and the relative abundances of Firmicutes and Proteobacteria increased, whereas Fusobacteria decreased after the addition of probiotics. At the genus level, the relative abundances ofandincreased, whereasandfirst increased and then decreased in the intestinal tract. The relative abundance of genus represented by NS3a_marine_group firstly decreased and then increased in the Japanese flounder culture water. In the pond sediment, the change in the relative abundance ofwas obvious, increasing from 3.78% to 33.64%. The relative abundances ofin the fish intestinal tract, culture water, and pond sediment decreased after the addition of probiotics. Some strains ofandare important pathogens in aquaculture. The microbiota structure in the intestinal tract of Japanese flounder was similar to that in the pond sediment.Changes in the relative abundances of these main microbiota indicated that the addition of probiotics could optimize the microbiota structure of the Japanese flounder intestinal tract and environment. However, it is impossible that, as the main microbiota of the probiotics, was able to colonize and persist in the fish intestinal tract, water, and pond sediment, which indicated that probiotics did not deliver bacteria but their probiotic function. Hence, the addition of probiotics could affect the microbiota structure of the Japanese flounder intestinal tract, water, and pond sediment.

High throughput sequencing;Intestinal tract microbiota;; Pond culture; Probiotics

LIU Xuezhou, E-mail: liuxz@ysfri.ac.cn

S917.1

A

2095-9869(2022)02-0137-10

10.19663/j.issn2095-9869.20210224006

* 山東省支持青島海洋科學與技術試點國家實驗室重大科技專項(2018SDKJ0501-2)、中國水產科學研究院級基本科研業務費專項課題(2019XT0402, TD47)、中國水產科學研究院黃海水產研究所基本科研業務費(20603022021011)和財政部和農業農村部: 國家現代農業產業技術體系共同資助 [This work was supported by Marine S&T Fund of Shandong Province for Pilot National Laboratory for Marine Science and Technology (Qingdao) (2018SDKJ0501-2), Central Public-Interest Scientific Institution Basal Research Fund, CAFS (2019XT0402, TD47), Central Public-Interest Scientific Institution Basal Research Fund, YSFRI, CAFS (20603022021011), and China Agriculture Research System of MOF and MARA (CARS-47)].

姜 燕，E-mail: jiangyan@ysfri.ac.cn

柳學周，研究員，E-mail: liuxz@ysfri.ac.cn

2021-02-24,

2021-04-02

姜燕, 李存玉, 徐永江, 柳學周, 于超勇, 王濱, 鄭偉, 史寶. 池塘養殖牙鲆腸道和環境菌群結構對益生菌制劑的響應. 漁業科學進展, 2022, 43(2): 137–146

JIANG Y, LI C Y, XU Y J, LIU X Z, YU C Y, WANG B, ZHENG W, SHI B. Responses of microbiota structure in the intestinal tract and pond culture environment of Japanese flounder () to probiotics. Progress in Fishery Sciences, 2022, 43(2): 137–146

(編輯 馬璀艷)