室內環境嗜松青霉的MVOCs釋放特征及影響因素

溫勝超,劉兆榮

室內環境嗜松青霉的MVOCs釋放特征及影響因素

溫勝超,劉兆榮*

(北京大學環境科學與工程學院,北京 100871)

以嗜松青霉為例,用頂空-固相微萃取-氣相色譜-質譜聯用儀(HS-SPME-GC-MS)采集分析其代謝揮發性有機物(MVOCs),考察了生長時間、溫度、光照、氧含量(通氣流量)對MVOCs釋放特征的作用,探討了其對室內VOCs的源貢獻.結果表明,共發現6類14種MVOCs,包括濃度較高的乙醇、丙酮、乙酸、乙酸乙酯、異戊醇、苯甲醚,濃度較低的異丁醇、2-甲基丁醇、糠醇、甲苯、間二甲苯、1-辛烯-3-醇、3-辛醇和檸檬烯.氧含量和生長時間對MVOCs影響最明顯,氧含量主要影響乙醇和丙酮的競爭代謝,乙酸、乙酸乙酯也在缺氧時產量更多;嗜松青霉在不同的生長階段的代謝產物種類和產量均不同,總MVOCs量在接種第4～6d達到最大值,除乙酸、檸檬烯外,其他物質均受生長時間的影響;在25℃時能產生最多的MVOCs量,在35℃時產生的MVOCs最少,不同溫度下各MVOCs組分也不同;光照對嗜松青霉的MVOCs代謝影響不明顯.在有氧有光的3種實驗溫度下,總MVOCs排放強度在5031～7650ng/(m2×d)之間,各物質室內濃度貢獻區間為0.0256～444.0380ng/m3.

嗜松青霉；MVOCs；HS-SPME-GC-MS；影響因素；排放強度

室內空氣污染物包含顆粒物和氣態污染物兩大類,揮發性有機物是氣態污染物的一部分.微生物源揮發性有機物(MVOCs)是由微生物代謝產生的一類揮發性有機物.潮濕建筑內常常伴隨著微生物的污染,帶來不愉悅氣味[1],主要是具有霉味、泥土味、蘑菇味和水果味的氣體[2],這些是室內空氣中有氣味的揮發性有機物的重要組成部分[3].室內微生物很大部分來自室外源,其中曲霉菌和青霉菌屬占室內真菌的絕大多數[4-6],霉菌產生的MVOCs主要包括醇、苯、醛、烯烴、酸、酯、酮類物質[3,7].MVOCs可能造成病態建筑綜合征如咳嗽、嗓子痛、鼻塞等[8-10],在敏感的氣喘人群和超敏感的肺炎易感染人群中的上呼吸道癥狀和哮喘癥狀與霉菌的生長相關,MVOCs暴露也與嗜睡、頭痛以及對眼睛和鼻子、喉嚨的刺激有關[11-13],霉菌還能引起一些兒童的下呼吸道疾病[14].

最近30a的相關研究主要采用頂空被動吸附和主動吸附、頂空流動進樣的方式采集MVOCs,而MVOCs的分離鑒定手段包括PTR-TOF-MS、GC-MS、GC-FID、IMS等,最常用的是頂空-固相微萃取-氣相質譜聯儀(HS-SPME-GC-MS).微生物在不同條件下產生的MVOCs的種類和量都不相同,溫度、濕度、光照、氧含量、pH值、鹽度、培養基類型、菌種、呼吸強度、生長周期等[15]對其組分和排放量有影響.通過MVOCs的排放物特征能快速鑒定室內微生物污染,而目前微生物MVOCs譜極其不完整,需要更準確的MVOCs指紋和更多菌種的MVOCs研究才有可能實現室內微生物MVOCs示蹤物的建立,同時確定微生物的室內VOCs貢獻.由于室內環境的多樣性,室內微生物在不同條件下的MVOCs有不同的VOCs貢獻.

嗜松青霉()是一種好氧青霉屬菌,最適生長溫度約為30℃,除了室內,嗜松青霉還在土壤和植物中存在,是一種土傳植物病原真菌[16-17].嗜松青霉被研究用于生產內切β-1,4-葡聚糖酶來降解纖維素,以及研究對聚乙烯的降解效果[18-19].Zhao等[20]用固相微萃取分析了其MVOCs組分及對果蠅的毒性,發現在青霉屬中的毒性為中等水平,Fang等[4]發現其在青霉屬中占比較高.為了更好地理解室內環境條件對霉菌的MVOCs影響,本研究用頂空固相微萃取采樣、氣相色譜-質譜聯用儀分析該霉菌的MVOCs排放特征,考察溫度、光照、氧含量、生長時間對MVOCs種類和排放量的影響,進一步計算了排放強度以及對室內VOCs的貢獻.

1 材料和方法

1.1 菌株培養

將封于玻璃管內的冷凍干粉嗜松青霉(GIM3.610,北納創聯)菌株接種于6個斜面培養基上活化,在25℃恒溫培養箱中培養7d產生孢子.把一份霉菌孢子用無菌水(SERVA)稀釋至6×106個/mL,其余部分活化的菌株置于4℃冰箱保存.取2mL稀釋的孢子懸浮液置于裝有100mL培養基的250mL錐形瓶中培養.上述培養基均為MEA培養基( Solarbio),以4.8g/100mL水配制而成.

1.2 實驗設計

如圖1,實驗裝置基于Nilsson的設備根據現有實驗室條件搭建[21],用固相微萃取頂空吸附錐形瓶中霉菌產生的MVOCs.錐形瓶用鉆有2個孔的硅橡膠塞封閉,其中一個孔用于進氣,另一個用于固相微萃取采樣.裝有霉菌的錐形瓶在恒溫水浴箱中培養7d,在培養第3d開始采集MVOCs,一共采集5d.

圖1 實驗裝置示意

實驗設置3種條件研究其對實驗菌的MVOCs影響,分別為光照、氧含量(實際為通氣流量)和溫度.光照強度用照度表示,照度為0表示無光(遮光組),否則為有光(光照組);氧含量用通氣流量控制,通氣流量為0稱為缺氧,通氣流量為6mL/min稱為有氧;溫度分別設置25,30,35℃.3種條件相互交叉,共12組.

固相微萃取用手動采樣組件( Supelco,57330-U, SPME HOLDER, MANUAL)和二乙烯基苯/羧基/聚二甲基硅氧烷纖維組件(Supelco,57348-U, Divinylbenzene/Carboxen/Pol-ydimethylsiloxane,DVB/CAR/PDMS,50/30μm)組裝使用.

島津GC-MS QP2010SE色譜進樣口溫度為230℃,分流比1:20,質譜離子溫度200℃,接口溫度230℃,載氣為氦氣(流速1mL/min),色譜柱為J&W DB-1(60m×0.25mm×1μm).色譜升溫程序:30℃保持5min,以10℃/min的速度升溫至260℃,在260℃保持5min,后以20℃/min升溫至220℃.

分離的物質通過和NIST數據庫進行比對,選擇相似度在80%以上的判定為目標物質.將樣品物質的參考離子比例及保留時間與標準物質的對應參數進行比較完成物質定性.標準物質用甲醇或環己烷為溶劑配制為標準溶液,島津AOC-20i自動進樣器進樣(液體),建立標準曲線.

1.3 質量保證和質量控制(QA&QC)

檢測限(LOD)為3倍信噪比(/),定量限(LOQ)為10倍信噪比(/).標準曲線的每個點采集3次以上,RSD均小于10%,每做完一組實驗將存儲于冰箱儲備液通過GC-MS分析,回收率基本在95%以上.

每個實驗組設有3個平行樣,采集分析的數據RSD基本小于30%.每組實驗設有空白樣,分析數據前先用Python3.6進行Shapiro-Wilk檢驗平行數據是否服從正態分布,然后用成對數據的檢驗驗證實驗組和空白組有重合的物質是否存在差異,當存在差異時扣除空白,不存在即表示微生物未產生該種物質.

2 結果與討論

2.1 總MVOCs釋放特征

表1為3種溫度下,不同光照、通氣量條件下檢出物質種類最多的MVOCs濃度,檢出物質包含6類,分別為醇、酮、酸、酯、芳香族化合物、烯烴,共14種.

檢出醇類占比最大,共檢出有7種醇,其中量最大的是乙醇和異戊醇,乙醇占絕大部分.其次是酮類,只檢出丙酮一種,在一些條件下丙酮的濃度與乙醇濃度相當.已有研究發現碳鏈長為2～4的醇類和酮類如乙醇、丙酮分別由糖酵解和三羧酸循環產生[22],事實上醇類和酮類分別由脂肪酸的氧化和脂肪酸衍生物的去碳脫羧產生[23].而碳鏈長為8的醇類如1-辛烯-3-醇和3-辛醇則可能是通過亞油酸和亞麻酸的分解形成[23].

檢出乙酸和乙酸乙酯.低分子量的乙酸可能是由微生物對MEA培養基的酒精發酵的厭氧代謝產生[23].乙酸乙酯伴隨著乙酸出現,可能是霉菌產生的乙酸和乙醇在加熱條件下非生物合成,或者是嗜松青霉自身合成,比如Oro發現幾種酵母菌會產生乙酸乙酯[24].

檢出的芳香族化合物有2類即苯系物和含氧芳烴,苯系物包括甲苯和間二甲苯,含氧芳烴為苯甲醚.2種苯系物濃度均非常低,苯甲醚的濃度比苯系物高.芳香族可能是由芳香族氨基酸的脫羧以及單萜烯的加氧氧化形成[22].

檢出的烯烴為檸檬烯,其他研究者在一種鐮刀霉菌和曲霉菌產生的MVOCs中也發現了檸檬烯的存在[25-26],可能是同樣的產生機制.

本實驗菌的所有MVOCs在其他微生物的代謝產物中均有檢出,憑單一物質難以實現對嗜松青霉的鑒定,只有從MVOCs的指紋構成著手.

表1 MVOCs總檢出

2.2 全生長曲線MVOCs 變化特征

在一定封閉區域內固定量培養基中培養微生物的生長數量由生長曲線表示,分成4個階段,即延遲期、對數生長期、停滯期和衰亡期,反映了4個不同時期微生物群落生長狀態.嗜松青霉在3種溫度下在接種第3d開始出現肉眼可見的菌落,在第3～5d保持著基本不變的白色菌落形態,第6d相繼出現菌落變黃、變干卷曲甚至脫離培養基表面的特征.從上述現象可以了解在本實驗中霉菌的生長狀態.由圖2可見,總MVOCs濃度從第3d開始增加到第4d,這與Pitt的霉菌在接種前5d為對數生長期的結論一致[27],而后迅速下降.糠醇、乙酸乙酯、乙醇、異戊醇的濃度變化情況與總MVOCs類似,同樣在第4d達到最高濃度后下降.濃度最高的MVOC是乙醇,第3～4d迅速增加,第4～5d迅速下降,然后緩慢下降.推測是由于氧氣和營養源的限制,導致指數生長期結束,從而代謝模式改變所致[28].在第3d開始可以觀察到菌落從單個菌落逐漸增大到鋪滿整個培養基面,菌數增加需要更多的氧氣來進行代謝,而菌數增加、供氧量不變的情況下就造成了氧氣的相對缺乏,這可能是這一時間段乙醇大量產生的原因.

圖2 30℃有氧無光MVOCs隨時間的變化

苯甲醚和檸檬烯除了第7d有所回升,其他時間一直下降.異丁醇、2-甲基丁醇、間二甲苯在第5d達到最大濃度后下降,丙酮在第4d下降后同樣在第5d達到最大濃度.丙酮是三羧酸循環的代表性產物,而前3種物質與丙酮的變化相似(除了丙酮第4d有所下降),推測這3種物質的產生與三羧酸循環相關.不同生長階段嗜松青霉的MVOCs排放濃度差別非常大,這主要是由菌數、代謝類型的變化導致.這一結果表明微生物的MVOCs排放特征不僅受到不同理化條件的影響,其生長時間也是重要因素.

2.3 各因素對MVOCs釋放的影響

2.3.1 光照 光照主要影響真菌孢子的形成、色素的合成、能進行光合作用的真菌生長等[29-31].本研究嗜松青霉在兩種光照強度下培養,二者照度相差114.1lux.如圖3所示,除了第5d外,光照對MVOCs總量的影響不明顯,2個條件下的總量相差不大.主要區別在于乙醇,有光組在接種第5d的乙醇明顯多于無光組.而在第4d,有光組無乙醇產生,第6d無光組無乙醇產生,有光組和無光組都只有連續2d產生乙醇,且無光組先于有光組.同時,因為有光組第5d產生大量乙醇的代謝作用與產生丙酮的代謝競爭,導致丙酮的產量遠低于無光組.值得注意的是乙酸乙酯總是伴隨著乙醇和乙酸的同時存在而檢出,這說明在該條件下乙酸乙酯很有可能并不是由霉菌自身合成,而是由乙酸和乙醇在加熱條件下非生物脫水酯化形成,這一現象在圖2中也有體現.

圖3 35℃有氧時光照對MVOCs的影響

A:有光條件的MVOCs;B:無光條件的MVOCs

光照對其他物質包括乙酸、異戊醇、苯甲醚的產量幾乎無影響,兩組的物質不論是絕對量還是百分比都非常接近.這一結果與Verena等[32]用約300lux的LED燈研究深綠木霉的MVOCs釋放影響相似.

114.1lux的光照差異除了對乙醇的產生有快慢和量的影響外,其他影響不明顯,推測嗜松青霉的MVOCs代謝可能不受光照影響或者一定的光照差異不改變其代謝方式.基于此,在室內真菌控制方面,光照這一因素不應放在突出地位,在其他條件一致的前提下利用MVOCs特征鑒定時在光照充足或陰暗的房間均可共用一套特征譜.

2.3.2 氧含量 CO2和O2對真菌的生長都有重要影響,一定低濃度CO2有利于其正常生長發育[33],而高濃度如體積分數10%的CO2則會明顯抑制真菌的生長和孢子產生[34],在高濃度CO2、低濃度O2的環境中能產生更多的MVOCs[33].以往的研究多保證了微生物生長時的O2量,通氣流量主要集中在1～ 10mL/min[15,21,31],而微生物生長的環境會有厭氧的情況,不同含氧量會造成微生物代謝變化.

由圖4可見,除了第4d有氧組產出乙醇量和缺氧組相當外,其他時間均未產生乙醇.因為乙醇是糖酵解產生,推測有氧組盡管已經充了一定量的空氣,但隨著指數生長期菌數不斷增長,現有的氧含量不能滿足其需氧量而進行了厭氧代謝.隨著菌數穩定或減少,氧氣量又能滿足其好氧代謝,而不再產生乙醇,這與檢測結果一致.缺氧組每天都有乙醇產生,但無丙酮產生.反觀有氧組每天有丙酮產生,且第4d有乙醇產生的情況下丙酮量較其他無乙醇產生的情況明顯更少.嗜松青霉糖酵解和三羧酸循環的兩個代謝過程極有可能是相互競爭的,即在厭氧情況下,傾向于進行糖酵解,好氧情況傾向于三羧酸循環,這一特征證明嗜松青霉為兼性菌,而非好氧菌(與生物信息庫不一致),對之后不同氧含量的真菌鑒定有一定參考.

圖4 30℃無光時氧含量對MVOCs的影響

α:缺氧條件的MVOCs;β:有氧條件的MVOCs

氧含量對乙酸也有明顯影響,氧含量低時,乙酸隨著乙醇的增多而增加,與Boots推測乙酸是由酒精厭氧發酵產生相符[23],有氧組的乙酸在沒有乙醇的情況下仍能產生,這證明有氧時其產乙酸機制有所不同.從MVOCs總量來看,霉菌缺氧能產生更多量的MVOCs,說明霉菌在缺氧時活性更低,代謝物質用于自身干重增長更少[35].氧含量對嗜松青霉的MVOCs影響非常顯著,尤其是乙醇、丙酮、乙酸、乙酸乙酯的差異最大.

圖5 3種溫度下各MVOCs的相對含量和總濃度

2.3.3 溫度 溫度會影響生物細胞內酶的活性,從而影響生化反應和代謝產物.由圖5可見,3個溫度條件濃度最高的都是乙醇,其中25℃時最多,是35℃的近2倍.乙醇、乙酸乙酯和檸檬烯的相對占比類似.可知霉菌在25℃產生乙醇、乙酸乙酯和檸檬烯的代謝過程最強.其次是異戊醇、丙酮、乙酸,35℃時的占比最高,30℃時除異戊醇較低,丙酮和乙酸的量都和25℃時接近.2-甲基丁醇和異丁醇的占比類似,35℃時產量最多,25℃時其次,最少的是30℃時.甲苯和糠醇只在2種溫度下產生,在30和35℃時產生甲苯,在25和30℃時產生糠醇.溫度對甲苯和糠醇的影響最明顯,在溫度差異較大情況下,該兩種物質無法產生.同時,一些物種在高溫下產量更高,如2-甲基丁醇、甲苯、異丁醇、異戊醇、丙酮.霉菌適宜低溫條件產生乙醇、檸檬烯、糠醇、乙酸乙酯.溫度對丙酮和乙酸的影響較小,不同溫度的產量相差不大.

嗜松青霉的最適生長溫度為30℃,本研究中25℃總MVOCs最高,其次是30℃,最低的是35℃.Calvo的研究發現微生物在適宜的生長條件下產生的MVOCs更少[35],而Polizzi等[36]研究溫度影響時,發現 MVOCs排放量與真菌生長狀態一致.可見,微生物的生長狀態和代謝MVOCs總量之間的相關性尚存在爭議,還需要深入研究.

2.4 對室內MVOCs濃度貢獻

由固相微萃取分配系數[37]:

fg=f/g=(f/f)/(g/g) (1)

式中:fg為萃取涂層/樣品分配系數;f為萃取涂層上吸附樣品的濃度單位,ng/m3;g為樣品頂空濃度單位,ng/m3;f為樣品涂層上的質量,ng;g為頂空樣品質量,ng;f為萃取涂層的體積,m3;g為采樣容器頂空體積,m3.

通過GC-MS獲得固相微萃取頭上的樣品濃度和該物質的分配系數,即可求得培養容器中樣品的濃度.分配系數和溫度、萃取涂料等因素相關,與濃度無關[37].通過文獻可直接得到丙酮、甲苯、間二甲苯、1-辛烯-3-醇、3-辛醇、檸檬烯的分配系數[21].線性程序升溫保留指數(LTPRI)是在一種色譜柱中化合物的保留時間和直鏈烷烴保留時間之間的關系,可在NIST Chemistry WebBook按照相同的色譜柱獲得.LTPRI和fg之間具有線性關系[38]:

lgfg=·LTPRI+(2)

式中:,與色譜柱涂層材料相關,聚二甲基硅氧烷(PDMS)的色譜柱其關系式為[38]:

lgfg=0.00415LTPRI-0.188 (3)

霉菌的排放強度:

MVOCs=g/(·) (4)

式中:為霉菌落面積:m2;為生長時間:d.

由表5可見5d的MVOCs的平均排放強度.嗜松青霉的總MVOCs排放強度為5031～7650ng/ (m2?d),各種物質的排放強度差異很大,最多相差6個量級.單個物質排放強度最大的是乙醇,占總排放強度的57%～76%,其次是丙酮、乙酸、乙酸乙酯、異戊醇.其他物質的排放量極少,在0.003～17.165ng/ (m2?d)不等.

表3 有氧有光3種溫度的MVOCs排放強度

以一間50m3的房間中有50.77cm2的菌落生長為例(本研究實驗條件),控制室內溫度為25℃,室內MVOCs的濃度可由如下方法計算:

=MVOCs? (1-e-nt) /(r?) (5)

式中:為MVOCs濃度,ng/m3;r房間體積,m3;MVOCs排放強度,ng/(m2?h);為常見室內換氣次數,0.1,0.2,0.5次/h[39].

由表4可見,不同的換氣次數室內MVOCs濃度相差10倍以上,按照0.1次/h換氣次數,如果采用U.S. EPA TO11A的檢測限為1000ng/m3,即使濃度最高的乙醇444.0380ng/m3,仍無法檢出,故采用傳統的SUMMA罐采集室內MVOCs是不合適的.

表4 不同換氣次數室內MVOCs濃度(ng/m3)

3 結論

3.1 嗜松青霉生長過程釋放6類14種MVOCs,涵蓋醇、酮、酸、酯、芳香族化合物和烯烴,分別是乙醇、丙酮、乙酸、乙酸乙酯、異丁醇、異戊醇、2-甲基丁醇、甲苯、糠醇、間二甲苯、苯甲醚、1-辛烯-3-醇、3-辛醇、檸檬烯.

3.2 釋放MVOCs的影響因素中氧含量和生長時間影響最明顯,溫度影響其次,光照影響最弱.氧含量的影響主要體現在營養代謝類型的改變,缺氧時進行厭氧代謝,氧氣充足時進行好氧代謝,厭氧和好氧代謝的標志物分別為乙醇和丙酮.生長時間的影響主要集中在乙醇、丙酮、乙酸、乙酸乙酯、異戊醇等高濃度的MVOCs排放量.溫度影響具體物質的生成,1-辛烯-3-醇只在25℃產生,而糠醇在35℃不會產生.

3.3 在有氧有光的3種實驗溫度下,MVOCs總排放強度在5031～7650ng/(m2?d)之間,相應MVOCs排放貢獻為0.0256～444.0380ng/m3.

[1] Lonnblad P, Kokotti H, Kujanpaa L, et al. Occurrence of microbes in non-ventilated outer walls and health effects [C]//Proceedings of the 10th International Conference on Indoor Air Quality and Climate, 2005:4-9.

[2] Ruth J H. Odor thresholds and irritation levels of several chemical substances: A review [J]. American Industrial Hygiene Association journal, 1986,47(3):142-151.

[3] Morath S U, Hung R, Bennett J W. Fungal volatile organic compounds: A review with emphasis on their biotechnological potential [J]. Fungal Biology Reviews, 2012,26(2/3):73-83.

[4] Fang Z, Tang Q, Gong C, et al. Profile and distribution characteristics of culturable airborne fungi in residential homes with children in Beijing, China [J]. Indoor and Built Environment, 2015,26(9):1232- 1242.

[5] Odebode A, Adekunle A, Stajich J, et al. Airborne fungi spores distribution in various locations in Lagos, Nigeria [J]. Environmental Monitoring and Assessment, 2020,192(2):87-101.

[6] Sautour M, Sixt N, Dalle F, et al. Profiles and seasonal distribution of airborne fungi in indoor and outdoor environments at a French hospital [J].Science of The Total Environment, 2009,407(12):3766-3771.

[7] Korpi A, Jarnberg J, Pasanen A L. Microbial volatile organic compounds [J]. Critical Reviews in Toxicology, 2009,39(2):139-193.

[8] M?lhave L, Liu Z, J?rgensen A H, et al. Sensory and physiological effects on humans of combined exposures to air temperatures and volatile organic compounds [J]. Indoor Air, 1993,3(3):155-169.

[9] M?lhave L. Volatile organic compounds and sick building syndrome [M]. Environmental Toxicants Hoboken, NJ, USA: John Wiley & Sons, Inc, 2009:241-256.

[10] Araki A, Kawai T, Eitaki Y, et al. Relationship between selected indoor volatile organic compounds, so-called microbial VOC, and the prevalence of mucous membrane symptoms in single family homes [J]. Science of The Total Environment, 2010,408(10):2208-2215.

[11] Mendell M J, Mirer A G. Dampness, mould, and health-a review of epidemiologic evidence for the upcoming WHO guidelines for indoor air quality [J]. Epidemiology, 2008,19(6):S136-S137.

[12] Arthur R. Damp indoor spaces and health [M]. Oxford: Oxford University Press, 2005:234-234.

[13] Choi H, Schmidbauer N, Bornehag C G. Volatile organic compounds of possible microbial origin and their risks on childhood asthma and allergies within damp homes [J]. Environment International, 2017,98: 143-151.

[14] Adan C G, Samson R A. Fundamentals of mold growth in indoor environments and strategies for healthy living [C]//Wageningen, Wageningen Academic Publishers, 2011:277-302.

[15] Misztal P K, Lymperopoulou D S, Adams R I, et al. Emission factors of microbial volatile organic compounds from environmental bacteria and fungi [J]. Environmental Science & Technology, 2018,52(15): 8272-8282.

[16] Stefano S, Nicoletti R, Zambardino S, et al. Structure elucidation of a novel funicone-like compound produced by Penicillium pinophilum [J].Natural Product Letters, 2002,16(3):207-211.

[17] Qing S W. Identification and Biocontrol of Latent Pathogenic Fungi in Blueberry Fruits [J]. Northern Horticulture, 2017,18:41-48.

[18] VolkeSepulveda T, SaucedoCastaneda G, GutierrezRojas M, et al. Thermally treated low density polyethylene biodegradation by Penicillium pinophilum and Aspergillus niger [J]. Journal of Applied Polymer Science, 2002,83(2):305-314.

[19] Jeya M, Joo A R, Lee K M, et al. Characterization of endo-beta-1, 4-glucanase from a novel strain of Penicillium pinophilum KMJ601 [J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2010,85(4):1005-1014.

[20] Zhao G, Yin G, Inamdar A, et al. Volatile organic compounds emitted by filamentous fungi isolated from flooded homes after hurricane Sandy show toxicity in a Drosophila bioassay [J]. Indoor Air, 2017, 27(3):518-528.

[21] Nilsson T, Larsen T, Montanarella L, et al. Application of head-space solid-phase microextraction for the analysis of volatile metabolites emitted by Penicillium species [J]. Journal of Microbiological Methods, 1996,25(3):245-255.

[22] Wilkins K, Larsen K, Simkus M. Volatile metabolites from mold growth on building materials and synthetic media [J]. Chemosphere, 2000,41(3):437-446.

[23] Boots A W, Smolinska A, van Berkel J, et al. Identification of microorganisms based on headspace analysis of volatile organic compounds by gas chromatography-mass spectrometry [J]. Journal of Breath Research, 2014,8(2):027106.

[24] Oro L, Feliziani E, Ciani M, et al. Volatile organic compounds from,andinhibit growth of decay causing fungi and control postharvest diseases of strawberries [J]. International Journal of Food Microbiology, 2018,265:18-22.

[25] Pasanen A L, Lappalainen S, Pasanen P. Volatile organic metabolites associated with some toxic fungi and their mycotoxins [J]. Analyst, 1996,121(12):1949-1953.

[26] Cheng Z, Li M, Marriott P J, et al. Chemometric analysis of the volatile compounds generated by Aspergillus carbonarius strains isolated from grapes and dried vine fruits [J]. Toxins, 2018,10(2): 71-88.

[27] Pitt R E. a descriptive model of mold growth and aflatoxin formation as affected by environmental-conditions [J]. Journal of Food Protection, 1993,56(2):139-146.

[28] Viitanen H, Ojanen T. Improved model to predict mold growth in building materials [J]. Ashrae, 2007:1-8.

[29] Choi K S, Park Y B, Kim J, et al. Characteristics of photosynthesis and leaf growth of Peucedanum japonicum by leaf mold and shading level in forest farming [J]. Korean Journal of Medicinal Crop Science, 2015,23(1):43-48.

[30] Yamaga I, Takahashi T, Ishii K, et al. Suppression of blue mold symptom development in satsuma mandarin fruits treated by low- intensity blue LED irradiation [J]. Food Science and Technology Research, 2015,21(3):347-351.

[31] Kalalian C, Abis L, Depoorter A, et al. Influence of indoor chemistry on the emission of mVOCs from Aspergillus niger molds [J]. Science of The Total Environment, 2020,741:140-148.

[32] Speckbacher V, Zeilinger S, Zimmermann S, et al. Monitoring the volatile language of fungi using gas chromatography-ion mobility spectrometry [J]. Analytical and Bioanalytical Chemistry, 2021, 413(11):3055-3067.

[33] Larsen T O, Frisvad J C. Comparison of different methods for collection of volatile chemical markers from fungi [J]. Journal of Microbiology Method, 1995,24(2):135-144.

[34] Stover R H, Freiberg S R. Effect of carbon dioxide on multiplication of fusarium in soil [J]. Nature, 1958,181(4611):788-789.

[35] Calvo A M, Wilson R A, Bok J W, et al. Relationship between secondary metabolism and fungal development [J]. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 2002,66(3):447-459.

[36] Polizzi V, Adams A, De Saeger S, et al. Influence of various growth parameters on fungal growth and volatile metabolite production by indoor molds [J]. Science of The Total Environment, 2012,414:277- 286.

[37] Pawliszyn J. Handbook of solid phase microextraction [M]. Canada: Chemical Industry Press, 2012:42-50.

[38] Martos P A, Saraullo A, Pawliszyn J. Estimation of air/coating distribution coefficients for solid phase microextraction using retention indexes from linear temperature-programmed capillary gas chromatography. Application to the sampling and analysis of total petroleum hydrocarbons in air [J]. Analytical Chemistry, 1997,69(3): 402-408.

[39] Schleibinger H, Laussmann D, Brattig C, et al. Emission patterns and emission rates of MVOC and the possibility for predicting hidden mold damage? [J]. Indoor Air, 2005,15:98-104.

Characteristics and influencing factors of microbial volatile organic compounds from a common indoor mold.

WEN Sheng-chao, LIU Zhao-rong*

(College of Environmental Science and Engineering, Peking University, Beijing 100871, China)., 2022,42(11)：5055～5062

was used as an example in this study and headspace-solid phase microextraction-gas chromatography-mass spectrometry (HS-SPME-GC-MS) was used to collect and analyze microbial volatile organic compounds (MVOCs). The effects of the growth time, the temperature, the light and the oxygen content on the characteristics of MVOCs were investigated, and each contribution to indoor VOCs was discussed. A total of 6categories and 14 MVOCs were detected, including higher-concentration MVOCs such as ethanol, acetone, acetic acid, ethyl acetate, isoamyl alcohol and anisole, and lower-concentration MVOCs such as isobutanol, 2-methylbutanol, 2-Furanmethanol, toluene, m-xylene, 1-octene-3-ol, 3-octanol and limonene. The most obvious effects on MVOCs emission were the oxygen content and the growth time, which mainly affected the competitive metabolism of ethanol and acetone. The amounts of acetic acid and ethyl acetate were higher when the oxygen content was lower. There were considerable discrepancies of the types and the quantities of metabolites ofalongthe growth time. The total amount of MVOCs reached maximum on the 4th ～ 6th day of inoculation. Except acetic acid and limonene, other substances were obviously affected by the growth time. The maximum amount of MVOCs was produced at 25℃, and the minimum was at 35℃. The components of MVOCs were influenced by temperature. The light intensity had no obvious effect on the metabolism of. Under three experimental temperatures with certain oxygen content and light, the emission intensity of total MVOCs was between 5031and 7650ng/(m2×d), and the contribution of MVOCs concentrations to indoor air ranged from 0.0256 to 444.0380ng/m3.

；MVOCs；HS-SPME-GC-MS；influence parameters；emission intensity

X172

A

1000-6923(2022)11-5055-08

溫勝超(1995-),男,四川內江人,北京大學碩士研究生,研究方向為室內環境與健康.發表論文1篇.

2022-04-25

* 責任作者, 副教授, zrliu@pku.edu.cn