抗菌肽zp37抑制果汁中單核細胞增生李斯特菌的活性及其作用機制

任俊和，曾 平，陳思睿，易蘭花,*

（1.西南大學食品科學學院，重慶 400715；2.香港中文大學藥劑學院，香港 999077；3.重慶市開州區疾病預防控制中心，重慶 405499）

果汁因富含糖類、VC、果膠及多酚等營養成分而受到消費者喜愛，隨著人們生活水平的提高，其加工量和消費量也在不斷增長。由于酸度較高，通常認為果汁不是食源性病菌生存的適宜載體。然而，研究表明，某些病原菌可以通過適應低pH值來維持生存[1]。美國疾病預防控制中心的報告指出，已暴發多次與飲用果汁有關的食源性疾病，其中涉及產志賀毒素大腸桿菌、沙門氏菌和單核細胞增生李斯特氏菌（以下簡稱單增李斯特菌）[2]。美國國家食品微生物標準委員會于1977年將大腸桿菌O157:H7和單增李斯特菌確定為影響果汁食用安全的主要病原菌[3]。其中，由于可以在酸性條件和常規冷藏溫度（4 ℃）下生長[4]，單增李斯特菌被認為是影響果汁食用安全的主要風險因素，會提高人畜患腦膜炎、心肌炎、敗血癥等疾病的概率，且在免疫功能低下的人群中致死率相對較高（20%～30%）[5]。因此，抑制果汁中的病原微生物，尤其是單增李斯特菌，是保障果汁食品安全的迫切需要。

果汁中最初的微生物水平通常為1～8（lg（CFU/mL））[6-8]，但美國食品藥品監督管理局頒布的危害分析和關鍵控制點要求將微生物水平控制在5（lg（CFU/mL））以下[1,9]。目前果汁加工業普遍采用的是熱殺菌技術，熱殺菌技術殺菌效果顯著，但會改變果汁的色澤，產生熱臭的異味，造成香氣、新鮮度損失，破壞營養成分，從而影響果汁的感官特性和品質。新興非熱殺菌技術，如脈沖電場、超高壓均質和抗菌肽殺菌等，因其能在較低的溫度下達到殺菌鈍酶的目的，減少了高溫對果汁色、香、味、營養成分及新鮮度等的影響，成為果汁殺菌技術的研究熱點[10]。其中，抗菌肽是由宿主產生的能抵御外界微生物侵害的一類小分子多肽，由于其抑菌譜廣、穩定性好、抑菌機制獨特、不易殘留等優勢，使其在醫藥行業和食品工業等領域有良好的應用前景[11]。其中，由乳酸菌產生的乳酸鏈球菌素（Nisin）是其中一種抗菌肽，因其能夠抑制腐敗細菌和致病菌的生長，且不會對產品物理化學特性造成顯著的影響而被廣泛應用于果汁中[12]。抗菌肽可以防治多種致病菌感染，目前已有大量報道表明抗菌肽對單增李斯特菌有明顯的抑菌功效[13-15]，然而，目前除了Nisin，將其他抗菌肽作為食品防腐劑應用于果汁殺菌防腐的研究鮮有報道[16-17]。

本課題組前期研究發現抗菌肽zp3（GIIAGIIIKIKKNH2）由于具有較多的親水性氨基酸而對多種病原菌表現出良好的抗菌活性[18]。為了通過增加兩親性來提高抗菌肽zp3的抑菌活性，本課題組采用親水性氨基酸賴氨酸取代抗菌肽zp3第3位的異亮氨酸和第5位的甘氨酸，得到了抗菌肽zp37（GIKAKIIIKIKK-NH2）。本研究旨在明確抗菌肽zp37對單增李斯特菌的抑菌活性并分析其抑菌機制，為抗菌肽作為食品生物防腐劑應用于果汁提供一定的科學依據。

1 材料與方法

1.1 菌株、材料與試劑

單增李斯特菌CMCC54004由西南大學農產品貯藏與物流實驗室保藏。

抗菌肽zp37（GIKAKIIIKIKK-NH2）通過將抗菌肽zp3上第3位點的異亮氨酸和第5位點的甘氨酸替換為賴氨酸得到[18]。抗菌肽zp37和用異硫氰酸熒光素（fluorescein isothiocyanate，FITC）標記的抗菌肽zp37（FITC-zp37）由南京杰肽生物科技有限公司合成，隨后，經反相高效液相色譜法純化至純度95%以上。

Live/Dead BacLight細菌活力試劑盒、SYTOX綠色染液、geneRuler 1 kb plus DNA marker 美國賽默飛世爾科技有限公司；3,3’-二丙基硫代二碳氰碘化物（DiSC3(5)）熒光探針、2’,7’-二氯熒光素二乙酸酯（2’,7’-dichlorofluorescein diacetate，DCFH-DA）、Hoechst染液和尼羅紅染液 上海西格瑪奧德里奇貿易有限公司；PureLink?基因組DNA mini試劑盒 美國英杰生命技術有限公司；MH肉湯、LB肉湯和PALCAM選擇性培養基 美國BD公司。

1.2 儀器與設備

Eclipse Ti2-E活細胞熒光成像系統 上海尼康儀器有限公司；96 孔黑色玻璃板 武漢賽爾維斯科技有限公司；SpectraMax iD3多功能酶標儀 上海美谷儀器有限公司；VEGA3掃描電子顯微鏡 上海泰斯肯貿易有限公司；TCS SPE共聚焦顯微鏡 德國徠卡公司；NanoDropTMOneC微量紫外-可見分光光度計 美國賽默飛世爾科技有限公司。

1.3 方法

1.3.1 抗菌肽zp37對單增李斯特菌抑菌活性分析

1.3.1.1 最小抑菌濃度測定

按照臨床和實驗室標準協會指南（2019年）中的肉湯稀釋法[19]，在96 孔板上用MH肉湯將抗菌肽zp3和抗菌肽zp37以2 倍逐級稀釋至質量濃度分別為128、64、32、16、8、4、2 μg/mL，接種單增李斯特菌菌懸液至菌體終濃度為106CFU/mL，37 ℃培養24 h，觀察無菌體生長的最低多肽質量濃度即為最小抑菌濃度（minimum inhibitory concentration，MIC）。

1.3.1.2 生長曲線

將單增李斯特菌菌懸液接種到新鮮LB肉湯培養基中，37 ℃、250 r/min恒溫搖床培養2 h至對數生長期。隨后，加入抗菌肽zp37至終濃度分別為1、2、4、8 MIC，繼續培養10 h。每1 h取樣，測定其在600 nm波長處的光密度值（OD600nm）。對照組以無菌水代替抗菌肽zp37溶液。

1.3.1.3 活/死細胞染色實驗

取對數生長期菌液于6 500 r/min離心10 min，菌體用9 g/L NaCl溶液（無菌生理鹽水）重懸至OD600nm為0.2。然后將菌懸液等分為5 組，其中4 組加入抗菌肽zp37至終濃度分別為1、2、4、8 MIC，剩余一組加入等體積無菌水作為對照，37 ℃培養1 h。按照Live/Dead BacLight細菌活力試劑盒說明書進行染色[18]，暗處靜置20 min，置于熒光顯微鏡下觀察細胞的熒光圖像，放大倍數均為100 倍。

1.3.2 不同果汁中細菌接種及計數

取對數生長期單增李斯特菌液于6 500 r/min離心10 min，菌體用無菌生理鹽水重懸至OD600nm為0.5，然后將菌液分別加入滅菌后的草莓汁、獼猴桃汁和蘋果汁中，稀釋至終濃度為106～107CFU/mL，根據之前的實驗結果，加入抗菌肽zp37至終濃度為2 MIC。每24 h取樣，采用稀釋涂布平板法，用選擇性培養基PALCAM計算菌落數。相同處理下，以無菌水代替抗菌肽zp37作為對照組（control）。

1.3.3 菌體的膜電位測定

使用熒光探針DiSC3(5)測定菌體的膜電位[18]。將單增李斯特菌在LB肉湯中培養至對數生長期（OD600nm為0.2），取對數生長期菌液離心。菌體在無菌生理鹽水中重懸至OD600nm為0.2。在菌懸液中加入KCl至終濃度為100 mmol/L，接著加入DiSC3(5)至終質量濃度為1 μg/mL，避光反應15 min。隨后在96 孔黑色玻璃板前3 列中，每孔加入150 μL菌懸液。最后將抗菌肽zp37按列分別加入至終質量濃度分別為0.5、0.25、0.125 MIC[20]。在激發波長620 nm、發射波長670 nm條件下使用多功能酶標儀連續測定12 min內熒光強度的變化[21]。相同處理下，以1 μmol/L纈氨霉素代替抗菌肽zp37作為陽性對照，以無菌水代替抗菌肽zp37作為陰性對照（control）。

1.3.4 細菌膜完整性測定

將單增李斯特菌接種在新鮮的LB肉湯中，培養至對數生長期后離心收集菌體，在無菌生理鹽水中重懸至OD600nm為0.2，加入SYTOX綠色染液至終質量濃度為1 μg/mL，暗處靜置5 min。在96 孔板前4 列中分別加入上述菌懸液150 μL。接著，按列分別加入抗菌肽zp37溶液至最終質量濃度分別為1、2、4、8 MIC。在3 h內每0.5 h使用酶標儀測定熒光強度，測定條件：激發波長488 nm、發射波長523 nm。相同處理下，以無菌水代替抗菌肽zp37作為陰性對照（control），以16 μg/mL的蜂毒肽代替抗菌肽zp37溶液作為陽性對照。

1.3.5 掃描電子顯微鏡觀察細胞形態

將菌體在LB肉湯中培養至對數生長期（OD600nm為0.2），加入抗菌肽zp37至終質量濃度為2 MIC，37 ℃下培養2 h后離心收集菌體。菌體使用無菌生理鹽水洗滌3 次，之后在4 ℃下，用體積分數2.5%戊二醛溶液在無菌蓋玻片上固定過夜。使用10%、30%、50%、70%、80%、90%、100%乙醇梯度脫水并干燥。噴灑金粉后，使用掃描電子顯微鏡觀察細胞形態，電壓20 kV、放大倍數20 000。相同處理下，以無菌水代替抗菌肽zp37作為對照。

1.3.6 細胞聚集率計算

參考Yi Lanhua等[19]的方法，取在LB肉湯中培養至對數生長期的菌液離心，菌體用無菌生理鹽水洗滌并重懸至OD600nm為0.5，加入抗菌肽zp37至終質量濃度分別為0（control）、0.5、1、2 MIC，37 ℃、150 r/min搖床培養1 h。之后菌體用無菌生理鹽水洗滌、重懸至OD600nm為1，室溫靜置，在36 h內每12 h取200 μL的中間層菌懸液，用無菌生理鹽水稀釋至2 mL，測定OD600nm。按下式計算細胞聚集率。

式中：A0是0 h的OD600nm；At是每個測定時間的OD600nm。

1.3.7 激光共聚焦顯微鏡分析細胞作用位置

參考Zeng Peng等[22]方法并有所改動，將對數生長期單增李斯特菌菌體細胞先用Hoechst染液（10 μg/mL）染色20 min，再用尼羅紅染料（1 μg/mL）染色30 min，然后添加FITC-zp37至終質量濃度為4 MIC。37 ℃處理1 h后，用體積分數2.5%戊二醛溶液固定細胞30 min，在激光共聚焦顯微鏡下觀察細胞內的熒光分布，放大倍數為630。

1.3.8 DNA結合測定

將單增李斯特菌在LB肉湯中培養至對數生長期后，使用PureLink?基因組DNA迷你試劑盒提取其基因組DNA[19]。將DNA稀釋至400 μg/mL后，取8 組30 μL的DNA稀釋液，加入等體積不同質量濃度的抗菌肽zp37至終質量濃度分別為200、100、50、25、12.5、6.25、3.125 μg/mL和0 μg/mL。混合均勻，37 ℃下處理1 h，用0.8%瓊脂糖凝膠電泳分析DNA遷移。同時，使用紫外-可見分光光度計分別測定反應上清液剩余的DNA質量濃度。

1.3.9 胞內活性氧測定

用DCFH-DA法測定單增李斯特菌產生的活性氧含量[23]。取對數生長期菌液離心，菌體用無菌生理鹽水洗滌并重懸至OD600nm為0.5。將上述菌懸液等分成若干組兩份，其中一份加入L-抗壞血酸至終濃度為20 mmol/L，之后在兩份菌懸液中添加抗菌肽zp37至終質量濃度分別為0（control）、0.5、1、2、4、8 MIC，37 ℃下培養2 h。添加DCFH-DA至終質量濃度為10 μg/mL，暗處放置20 min后，使用酶標儀測定熒光強度，激發波長488 nm、發射波長525 nm。

1.4 數據處理與分析

2 結果與分析

2.1 抗菌肽zp37對單增李斯特菌的抑菌活性

2.1.1 MIC的確定

抗菌肽zp37對單增李斯特菌的MIC為16 μg/mL，而其模板抗菌肽zp3對單增李斯特菌的MIC大于64 μg/mL，結果表明，zp3上第3位異亮氨酸和第5位甘氨酸被替換為賴氨酸后得到的抗菌肽zp37對單增李斯特菌具有更強的抑制效果。另外，根據王雙童等[24]的研究，Nisin對單增李斯特菌的MIC為500 μg/mL。由此可見，抗菌肽zp37的抑菌活性遠高于Nisin，具有很好的應用前景。

2.1.2 生長曲線

如圖1A所示，在新鮮的LB肉湯中培養后，1 MIC和2 MIC處理后的單增李斯特菌光密度值仍持續上升，但菌體密度與對照組相比有明顯的下降，表明低質量濃度的抗菌肽zp37只能抑制部分菌體細胞的生長。這可能是由于加入抗菌肽zp37時，單增李斯特菌的菌體密度（約108CFU/mL）遠高于測定MIC時的菌體密度（約106CFU/mL），低質量濃度抗菌肽zp37不足以抑制菌體生長。4 MIC處理后光密度值基本不再增大，說明單增李斯特菌的生長已被基本抑制。8 MIC處理后，生長曲線略有下降，細胞數量逐漸減少，表明此質量濃度下的抗菌肽zp37處理可以導致單增李斯特菌的死亡，部分細胞甚至可能發生了裂解。該結果表明，不同質量濃度的抗菌肽zp37對單增李斯特菌的生長均有明顯的抑制作用，且抑菌能力與質量濃度呈正相關。

圖1 不同質量濃度zp37對單增李斯特菌生長的影響Fig.1 Effects of different concentrations of zp37 on the growth of L.monocytogenes

2.1.3 活細胞和死細胞對比

Live/Dead試劑盒包含兩種熒光染料：SYTO9和PI，兩種熒光染料透過細胞膜的能力不同，在熒光顯微鏡下，活細胞呈現SYTO9的熒光，即綠色，而死細胞呈現PI的熒光，即紅色。由圖1B可知，對照組細胞幾乎全部顯示綠色熒光，表示細胞死亡率很小；隨著抗菌肽zp37質量濃度的增大，呈現橙紅色熒光的菌體密度逐漸增加，綠色熒光逐漸減少。從圖1B4中可以看出，只有很少的綠色熒光顯現，表明用8 MIC的抗菌肽zp37處理1 h后絕大部分菌體已經死亡。實驗結果表明，抗菌肽zp37對單增李斯特菌的致死作用隨質量濃度增加逐漸增強，該結果與2.1.2節實驗結果相互印證。

2.2 抗菌肽zp37對不同果汁中單增李斯特菌的抑制作用

由圖2可知，隨著時間延長，草莓汁、獼猴桃汁和蘋果汁對照組中單增李斯特菌活菌數逐漸下降，這可能是由于目前國內外生產的鮮榨果汁均為低pH值（小于4.0）[6,25]，可以抑制細菌的生長繁殖。但是，在貯藏后期，對照組單增李斯特菌活菌數下降趨勢減緩，可能是由于少部分菌體已表現出酸適應性，能夠在酸性條件下長期存活。根據田牧雨等[26]的報道，單增李斯特菌在低pH值下會發生強烈的誘導性耐酸響應，這種機制可以使其在酸性條件下無法被完全殺滅。在加入抗菌肽zp37后，草莓汁、獼猴桃汁和蘋果汁中單增李斯特菌細胞菌落數下降趨勢較對照組更為明顯，且在第7天均可以降至檢測限以下。這表明在果汁中加入抗菌肽zp37可以逐漸殺死所有單增李斯特菌，包括其中的耐酸菌，從而保障果汁的食用安全。此外，抗菌肽zp37對不同果汁的抑菌活性動態變化不同，可能與抗菌肽與果汁介質體系的相互作用有關[27]。

圖2 zp37對不同果汁中單增李斯特菌的抑制作用Fig.2 Inhibition of L.monocytogenes in different fruit juices by zp37

2.3 抗菌肽zp37對單增李斯特菌膜電位的影響

熒光探針DiSC3(5)是一種陽離子膜電位敏感熒光染料，當細胞膜完好時，染料在磷脂雙分子層內聚集，熒光被猝滅。抗菌化合物可以增加細胞膜離子滲透性，使膜去極化后，電位消失，染料會迅速釋放到介質中，導致熒光增強，熒光強度與電位減少程度成正比[28-30]。如圖3所示，陰性對照的單增李斯特菌細胞發生熒光猝滅。抗菌肽zp37處理后，抑制了熒光的猝滅，熒光強度逐漸上升，并且各質量濃度zp37處理組的上升趨勢均與陽性對照纈氨霉素組相似。纈氨霉素是一種典型的離子載體抗生素，它作為鉀離子特異性轉運體，能夠促進鉀離子的擴散，可引起膜電位的耗散，使染料釋放到介質中，造成熒光強度增加[30]。同時，對比相同時間下各質量濃度zp37處理組的熒光強度，可以看出抗菌肽zp37質量濃度越大，發出的熒光越強烈，說明在一定范圍內，抗菌肽zp37質量濃度越高，對細胞膜的去極化作用效果越明顯。該結果表明，抗菌肽zp37在較低質量濃度下可以作用于細胞膜，引起膜離子通透性改變，導致膜內外電勢改變，從而抑制單增李斯特菌生長。

圖3 不同質量濃度的zp37和1 μmol/L纈氨霉素對單增李斯特菌膜電位的影響Fig.3 Effects of different concentrations of zp37 versus 1 μmol/L valinomycin on the membrane potential of L.monocytogenes

2.4 抗菌肽zp37對單增李斯特菌膜完整性的影響

根據上述膜電位研究結果，推測抗菌肽zp37可以影響細胞膜通透性，因此，進一步檢測細胞膜完整性。SYTOX是非膜通透性染料，不能進入具有完整細胞膜結構的細胞。當細胞膜被破壞時，SYTOX可進入細胞，與DNA結合，導致熒光強度上升。蜂毒肽可以在細胞膜上形成大的孔洞，從而破壞細胞膜完整性，被廣泛用作細胞膜完整性研究的陽性對照，包括在破壞單增李斯特菌細胞膜完整性的研究中[23]。如圖4所示，蜂毒肽處理0.5 h時，熒光強度就出現了劇烈上升，且隨著處理時間的延長基本保持穩定，說明蜂毒肽能夠快速破壞單增李斯特菌細胞膜的完整性。與陽性對照組相比，1 MIC和2 MIC抗菌肽zp37處理只引起了熒光強度的微弱升高。隨著抗菌肽zp37處理質量濃度的增加，熒光強度的上升趨勢較為明顯，尤其是8 MIC zp37處理組。該結果表明，抗菌肽zp37能破壞單增李斯特菌細胞膜完整性，且與質量濃度呈正相關，但是與蜂毒肽相比，zp37膜破壞能力較弱。同時，隨著抗菌肽zp37處理時間的延長，對細胞膜的破壞能力逐漸增強。結果說明，抗菌肽zp37對細胞膜的作用具有時間累積效應。因此推測，抗菌肽zp37能夠破壞單增李斯特菌細胞膜完整性，但并不是通過形成大的孔洞，可能是通過形成較小的微孔，導致胞內小分子物質滲漏，從而影響細胞的生理代謝，甚至殺死單增李斯特菌細胞。

圖4 不同質量濃度的zp37和16 μg/mL蜂毒肽對單增李斯特菌膜完整性的影響Fig.4 Effects of different concentrations of zp37 versus 16 μg/mL melittin on the membrane integrity of L.monocytogenes

2.5 掃描電子顯微鏡觀察抗菌肽zp37對單增李斯特菌細胞形態的影響

如圖5A所示，對照組具有表面光滑和輪廓完整的正常細胞，且細胞間分散較均勻。然而，經抗菌肽zp37處理后，部分菌體的細胞形態出現了明顯變化（圖5B紅色箭頭）：一些細胞表面變得不光滑，出現大的凹坑和凹痕；有的變形嚴重，細胞膜出現明顯殘缺；部分細胞聚集成堆。該形態變化結果表明，經過抗菌肽zp37處理后，可能會引起細胞被膜的損傷、裂解、甚至溶解，從而導致部分細胞質流出，細胞出現凹陷變形。該細胞形態變化結果與2.1.2節生長曲線中高質量濃度下OD600nm降低、細胞膜完整性破壞等結果一致。

圖5 單增李斯特菌的掃描電子顯微鏡圖Fig.5 Scanning electron microscopic pictures of L.monocytogenes

2.6 抗菌肽zp37對單增李斯特菌細胞聚集的影響

掃描電子顯微鏡觀察到抗菌肽zp37處理會導致部分細胞聚集成堆，因此進一步分析不同質量濃度抗菌肽zp37處理對單增李斯特菌細胞聚集性的影響。由圖6可知，隨著時間的推移，抗菌肽zp37處理促進了單增李斯特菌聚集，并且細胞聚集能力隨著質量濃度的增加而增強。當用0.5 MIC的抗菌肽zp37處理時，前24 h細胞的聚集能力與對照組的聚集能力基本相同，在經過36 h處理后，細胞的聚集能力才明顯增強。由此可知，當抗菌肽zp37質量濃度較低時，處理效果需經過較長時間才能有所顯現。根據Yi Lanhua等[19]的研究，推斷抗菌肽zp37處理引起細胞聚集能力增強的原因可能是抗菌肽zp37處理后，細胞被膜完整性被破壞，細胞表面物質的含量和分布發生了改變，引起細胞表面電荷分布發生了變化，從而導致細胞間的疏水相互作用減弱，呈現細胞聚集能力增強。

圖6 不同質量濃度的zp37對單增李斯特菌細胞聚集的影響Fig.6 Effects of different concentrations of zp37 on the cell aggregation of L.monocytogenes

2.7 抗菌肽zp37對單增李斯特菌細胞的作用位置

上述實驗結果表明抗菌肽zp37的作用機理可能與破壞細胞被膜的完整性有關，但抗菌肽zp37是否能夠進入細胞內，并對胞內其他物質產生作用并不清楚。因此，進一步研究抗菌肽zp37在單增李斯特菌菌體中的作用位置。利用Hoechst染液對細胞內的DNA進行染色，尼羅紅染液對細胞膜進行染色，FITC標記抗菌肽zp37以追蹤抗菌肽zp37在細胞中的作用位置。如圖7A、C、D所示，大量的綠色熒光與紅色熒光重疊并聚集在細胞膜表面，表明抗菌肽zp37在4 MIC處理下，大量累積在單增李斯特菌的細胞膜上。該結果印證了上述抗菌肽zp37抑菌作用與細胞膜的相互作用有關。同時，由圖7A、B、C可知，也有一部分細胞顯示綠色熒光和藍色熒光相重疊，這與Zeng Peng等[22]對抑菌肽對鮑曼不動桿菌的抗菌機理研究結果相似，表明抗菌肽zp37的作用機制可能也與其對DNA的影響有關。圖7的熒光標記結果表明，抗菌肽zp37在單增李斯特菌細胞中的作用位置包括細胞膜和細胞質。

圖7 激光共聚焦顯微鏡觀察zp37對單增李斯特菌的作用位置Fig.7 Action sites of zp37 on L.monocytogenes observed by laser confocal microscope

2.8 抗菌肽zp37對單增李斯特菌DNA的影響

熒光示蹤實驗結果表明，抗菌肽zp37能夠進入細胞質，可能與DNA結合，因此，進一步分析抗菌肽zp37與DNA的相互作用。凝膠阻滯實驗結果顯示，當m（DNA）∶m（zp37）≤200∶50時，抗菌肽zp37會干擾DNA遷移，DNA殘留在上樣孔中（圖8A）。同時，在m（DNA）∶m（zp37）≤200∶100時，測得上清液中殘留的DNA質量濃度顯著降低，尤其是m（DNA）∶m（zp37）＝200∶200時。因此，當抗菌肽zp37質量濃度大于DNA質量濃度的1/4時，可以發生明顯的抗菌肽-DNA結合作用。當抗菌肽zp37質量濃度大于或等于DNA質量濃度時，抗菌肽zp37可使絕大部分DNA發生沉淀。根據李冠楠等[11]對抗菌肽的作用機理的研究報道，抗菌肽與細菌的DNA結合是一種常見的抑菌機制，抗菌肽與細胞DNA結合時，可以阻斷細胞DNA的復制和轉錄，影響細胞的生命活動，從而使細胞失去生命活性。這可能也是抗菌肽zp37抑制單增李斯特菌生長的機理之一。

圖8 zp37對單增李斯特菌DNA的影響Fig.8 Effect of zp37 on L.monocytogenes DNA

2.9 抗菌肽zp37對單增李斯特菌胞內活性氧產生的影響

DCFH-DA可與活性氧反應產生具有熒光的2’,7’-二氯二氫熒光素（dichlorodihydro-fluoroscein，DCF），因此，通過檢測熒光強度即可反映產生的活性氧水平。結果如圖9所示，在L-抗壞血酸存在下，不同質量濃度抗菌肽zp37處理后的細胞熒光強度基本沒有變化。其原因是L-抗壞血酸是一種抗氧化劑，可還原體系內產生的活性氧[23]。然而，對于只有抗菌肽處理組，加入抗菌肽zp37后，熒光強度顯著增強，并且隨著抗菌肽zp37質量濃度的增加，熒光強度逐漸上升，均高度顯著高于含有L-抗壞血酸組。該結果表明，加入抗菌肽zp37后會誘導單增李斯特菌細胞內產生大量的活性氧，并且隨著抗菌肽zp37質量濃度的升高，活性氧產生量不斷上升。根據張超等[31]研究，活性氧是形成單增李斯特菌菌膜必不可缺的信號分子，單增李斯特菌中存在類似于負責產生活性氧的還原型煙酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸（nicotinamide adenine dinucleotide phosphate，NADPH）氧化酶，由NADPH氧化酶介導產生的適量活性氧對維持菌細胞正常生命活動有至關重要的意義，過多或過少均會對細胞產生較強的殺滅作用。因此，誘導活性氧產生可能是抗菌肽zp37進入細胞質后殺死單增李斯特菌的另一種作用機制。

圖9 zp37對單增李斯特菌產生活性氧的影響Fig.9 Effect of zp37 on the production of ROS in L.monocytogenes

3 結 論

控制果汁中單增李斯特菌的數量對于保障果汁食品安全性至關重要，但目前缺乏有效的抑制果汁中單增李斯特菌的食品生物防腐劑。本實驗設計了一種抗菌肽zp37，并通過一系列相關實驗，揭示了抗菌肽zp37對果汁中單增李斯特菌的抑制活性及作用機制。研究結果表明，抗菌肽zp37在體外及果汁中均表現出良好的抑制單增李斯特菌能力。抗菌肽zp37對單增李斯特菌的抑菌機制包括作用于細胞被膜和作用于胞內物質。首先，zp37能夠作用于細胞被膜，破壞細胞膜完整性、改變膜電位、引起細胞變形和聚集；進一步，進入細胞質后，抗菌肽zp37與DNA結合，并且誘導胞內活性氧產生。本研究結果對于將抗菌肽zp37作為一種生物防腐劑抑制果汁或其他食品中的病原菌具有一定的指導作用。