陸基推水集裝箱循環水養殖系統中浮游植物群落結構特征

趙秀俠，方婷，陳金良，高娜，陳誠，盧文軒*

（1.安徽省農業科學院水產研究所，合肥 230001；2.水產增養殖安徽省重點實驗室，合肥 230001；3.安徽有機良莊農業科技股份有限公司，安徽 太和 236629）

傳統的水產養殖業存在環境污染、資源浪費與設施落后等問題，已不符合現代漁業綠色發展需求。陸基推水集裝箱循環水養殖模式因具有節水節地、集約化生產便利等優勢而引起關注[1]。陸基推水集裝箱養殖系統一般包括養殖集裝箱體與3 個進階式凈化處理塘，集裝箱養殖尾水經過濾、沉淀、增氧、凈化、除菌等處理流程后，重新進入箱體用于水產養殖或水生蔬菜培育等，從而實現養殖尾水循環利用。與傳統池塘養殖相比，集裝箱養殖模式具有節約用水95%，節省用地75%以上，養殖過程實現自動化控制和精細化管理，不改變土地屬性，抗災性強，養殖密度高等優勢[2-3]。集裝箱養殖技術的發展避免了傳統池塘養殖業存在的一系列缺陷[4]，促進了我國水產養殖業的綠色智能發展與漁業轉型升級。

目前關于陸基集裝箱養殖研究多集中在水產品的質量研究，如集裝箱養殖模式下大西洋鱈魚（Gadus morhua）、烏鱧（Channa argus）、草魚（Ctenopharyngodon idella）、馬口魚（Opsariichthys bidens）等在肌肉營養價值、組織結構、營養物質利用效率、經濟效益方面優于傳統池塘養殖模式與溪流養殖模式[5-8]；集裝箱養殖大口黑鱸（Micropterus salmoides）時，投喂策略與水溫等因素會影響飼料利用率和尾水凈化效果等[3]。關于集裝箱養殖尾水凈化及對河流水質影響等方面的研究，如鮭魚（Salmon）集裝箱養殖尾水改變了河流中溶解態有機質（DOM）的濃度與細菌降解水平[9]。有研究基于AQUATOX 構建的串聯型尾水凈化塘，模擬了培植沉水植物和添加低密度濾食性魚類的生物處理方法，為集裝箱式循環水養殖模式的喂養結構調整與水生態系統組分調控等提供了借鑒[10]。有研究采用Ulva 方法篩選目標物種與菌株等進行集裝箱養殖尾水中浮游植物生物修復等[11-12]。但目前關于集裝箱養殖系統養殖尾水凈化處理工藝中水質、浮游植物群落結構等系統性研究鮮見報道。鑒于此，本文通過對集裝箱養殖水體與凈化塘中水質狀況、浮游植物群落結構特征進行調查分析，并運用冗余分析探討浮游植物群落組成與環境因子的關系，為集裝箱循環水養殖模式的水質調控及系統維護運行提供科學依據。

1 材料與方法

1.1 養殖尾水處理系統與處理流程

試驗于2021 年10 月29 日在阜陽市太和縣雙浮鎮安徽有機良莊農業科技股份有限公司陸基集裝箱循環水養殖基地進行，養殖集裝箱底部呈10°斜面（宜于集污），箱體規格均為6.1 m（長）×2.4 m（寬）×2.9 m（高），有效養殖水體每箱約為25 m3。

陸基集裝箱循環養殖系統（圖1）由集裝箱養殖區、微濾機、沉淀池、明渠、三級尾水凈化塘與水泵組成。養殖尾水采用異位處理方法，尾水處理流程為：集裝箱底部排出的養殖尾水經PVC（聚氯乙烯）暗管進入沉淀池沉淀預處理，上層水經過微濾機固液分離，以去除90%以上大于0.125 mm 的顆粒固體廢棄物，尾水進入一級沉淀池，然后通過二級塘（設有生態浮床）凈化，經過濾壩流入三級塘，三級塘水用于養殖、灌溉等用途，完成養殖水體循環利用。

圖1 陸基推水集裝箱養殖系統結構示意圖Figure 1 The structure diagram of land-based container with recycling water system

集裝箱養殖種類為中華鱘（Acipenser sinensis），投放規格為750 g·尾-1，放養數量為1 800尾·箱-1，日投喂2次，餌料系數約為0.9，投喂飼料為特種水產飼料。養殖用水為符合國家漁業水質標準的地下水，地下水經抽濾、曝氣后用于養殖。養殖期間補充因滲漏、蒸發等損失的養殖用水，箱體內的水每5 h循環1次。

1.2 樣品采集與測定方法

根據集裝箱養殖尾水處理工藝共設置4 個采樣點，分別是集裝箱內1 個，凈化系統中1#池塘、2#池塘、3#池塘各1 個。采用1 L 有機玻璃采水器采集集裝箱內養殖水與凈化塘內表層水（0～50 cm），每個采樣點隨機采集3～4 次后取混合水樣，水樣編號：箱體內養殖水記作YS-1，凈化系統中水體記作JH1、JH2、JH3（分別為一、二、三級凈化塘）。

浮游植物樣品采集及鑒定方法參照《中國淡水藻類——系統、分類及生態》[13]和《淡水浮游生物研究方法》[14]。定性樣品用25#浮游生物網（孔徑為64 μm）在上層水體呈“∞”字形撈取3～5 min，將濾取的樣品放入樣品瓶中，并加入魯哥試劑固定；定量樣品用有機玻璃采水器采集1 L 水樣（表層水與底層水混合），加入水樣體積1.5%的魯哥試劑固定，實驗室沉淀、濃縮，定容為30 mL。同時每個采樣點采集混合水樣1 L，4 ℃保存用于水質參數分析。

浮游植物樣品經濃縮、定容后，用細小虹吸管移出上清液，最后定容為30 mL。吸取0.1 mL 樣品注入0.1 mL 浮游生物計數框內，在OlymbusBX53 顯微鏡（400 倍）下進行種類鑒定與細胞計數；計數方法為目鏡視野法，每個樣本重復計數2～3次，每次觀察100個視野，取其平均值，然后換算成單位體積中浮游植物的細胞密度。浮游植物生物量采用細胞體積法推算。

現場采用便攜式多參數水質分析儀（YSI Pro-Plus）測定溶解氧（DO）、pH、電導率（Cond）、比電導率（SPC）、水溫（WT）、化學需氧量（COD）、氧化還原電位（ORP）；采用透明盤測定水體透明度（SD）。葉綠素a（Chl.a）、總氮（TN）、總磷（TP）、氨氮（-N）、硝態氮（-N）、亞硝態氮（-N）指標在實驗室內參照相關文獻測定[15]。

1.3 數據處理

運用Margalef 物種豐富度指數（D）、Shannon-Wiener 物種多樣性指數（H′）、Pielou 均勻度指數（J）及浮游植物優勢度等參數分析浮游植物群落結構特征。優勢度Y≥0.02 的藻類定為優勢種[16]。各參數計算公式如下：

式中：S為浮游植物總種數；N為浮游植物個體總數；ni為第i種浮游植物個體數；fi為第i種浮游植物各采樣點出現頻率。

水質判定標準：D≥4.0 為水質清潔，3.0≤D＜4.0 為寡污型，2.0≤D＜3.0為β-中污型，1.0≤D＜2.0為α-中污型，D＜1.0 為重污型；H′值≥4.0 為清潔，3.0≤H′＜4.0 為輕污染，2.0≤H′＜3.0 為β-中污染，1.0≤H′＜2.0 為α-中污染，H′＜1.0 為重污染；0.8≤J＜1.0 為清潔，0.5≤J＜0.8為輕污染，0.3≤J＜0.5為中污染，0≤J＜0.3為重污染[16]。

采用Canoco 5.0 軟件對浮游植物和環境因子進行冗余分析，篩選出相對生物量至少在一個樣點大于1%且在各樣點的出現頻率大于25%的種類進行排序。將浮游植物生物量與水質指標進行lg（x+1）轉換處理，使數據符合正態分布。

2 結果與分析

2.1 水體理化特征

試驗期間，集裝箱養殖水與凈化系統水體水質指標情況見表1。養殖水與凈化系統水體水溫基本保持一致，組間差異不顯著；凈化系統JH1、JH2、JH3 中溶解氧含量逐漸增加，總氮、總磷、氨氮、亞硝態氮略有下降，但差異均不顯著。

表1 集裝箱養殖水體與生態凈化系統水體水質因子情況Table 1 Water quality factors of aquaculture tail water in the land-based container and ecological purification pond

2.2 浮游植物種類組成與優勢種

調查期間，從中華鱘集裝箱式養殖水體YS-1 中共鑒定出浮游植物4門17屬21種，從凈化系統水體中共鑒定出浮游植物8門51屬93種，其中，JH-1共鑒定出8門38屬60種，JH-2共鑒定出8門42屬71種，JH-3共鑒定出7門26屬46種（表2）。凈化系統水體中浮游植物種類均以綠藻門（Chlorophyta）和硅藻門（Bacillariophyta）為主。從浮游植物種類組成分析，凈化系統水體中浮游植物種類數顯著大于集裝箱養殖水體中的種類數（r=0.918，P＜0.01）。

表2 集裝箱養殖尾水與生態凈化塘系統水體中浮游植物主要種類組成Table 2 Species composition of phytoplankton of aquaculture tail water in the land-based container and ecological purification

調查期間，Y≥0.02 的浮游植物有19 種（表3），主要為綠藻門的被甲柵藻（Scenedesmus armatus）、頂錐十字藻（Crucigenia apiculata）、二形柵藻（Scenedesmus dimorphus）、平壁克里藻（Klebsormidium scopulinum）、小空星藻（Coelastrum microporum）等，硅藻門的顆粒直鏈藻極狹變種（Melosira granulatavar.angustissima）、尖針桿藻（Synedra acus）及藍藻門的細小平裂藻（Merismopedia minima）、類顫魚腥藻（Anabaena oscillarioides）等。其中，養殖水體浮游植物優勢種為類顫魚腥藻和顆粒直鏈藻極狹變種等，生態凈化塘水體浮游植物優勢種為柵藻（Scenedesmus）、變異直鏈藻（Melosira varians）、尖針桿藻、細小平裂藻等。

表3 集裝箱養殖尾水與凈化系統水體中浮游植物優勢種組成Table 3 Composition of phytoplankton dominant species in aquaculture tail water of the land-based container and purification pond

2.3 浮游植物豐度與生物量

如圖2 所示，調查期間，集裝箱養殖水體浮游植物細胞豐度為2.816×105cells·L-1，凈化系統水體細胞豐度范圍為1.023×106～1.229×106cells·L-1，平均值為1.135×106cells·L-1，凈化系統JH-1、JH-2、JH-3 浮游植物細胞豐度顯著高于養殖系統（P＜0.01）。浮游植物細胞豐度在一級凈化塘內開始升高，三級凈化塘中略有下降，凈化系統水體內浮游植物細胞豐度總體變化趨勢為JH-2＞JH-1＞JH-3。從浮游植物細胞豐度組成類群可以看出，養殖水體浮游植物細胞豐度主要由藍藻門、綠藻門與硅藻門類群構成；凈化系統水體浮游植物細胞豐度主體為綠藻門、藍藻門、硅藻門、隱藻門類群。

圖2 集裝箱養殖水體與生態凈化系統水體中浮游植物豐度Figure 2 Phytoplankton density in the land-based container water and ecological purification pond

如圖3 所示，調查期間，集裝箱養殖系統水體中浮游植物生物量為0.021 mg·L-1，凈化系統水體中浮游植物生物量范圍為0.703～0.821 mg·L-1，平均值為0.763 mg·L-1，凈化系統JH-1、JH-2、JH-3浮游植物生物量顯著高于養殖系統（P＜0.01）。浮游植物生物量在生態凈化塘水體內的變化趨勢為JH-3＞JH-1＞JH-2。從浮游植物生物量主要組成類群分析，集裝箱養殖系統水體中浮游植物生物量主要類群為硅藻門、綠藻門與金藻門類群，而凈化系統水體中浮游植物生物量主體為硅藻門、綠藻門與隱藻門類群。

圖3 集裝箱養殖水體與生態凈化系統水體中浮游植物的生物量Figure 3 Phytoplankton biomass in the land-based container water and ecological purification pond

2.4 浮游植物多樣性指數

多樣性指數分析結果顯示（圖4），集裝箱養殖系統水體中浮游植物的D值顯著低于凈化系統水體（P＜0.05），凈化系統樣點間浮游植物H′、J差異不顯著（P＞0.05）。調查期間，集裝箱與凈化系統水體H′的范圍為2.78～4.00，D的范圍為3.57～8.42，J的范圍 為0.63～0.68，其中H′和J的最大值均出現在凈化系統JH-1，D最大值出現在JH-2。綜上分析，養殖系統水體中D、H′、J均低于凈化系統水體。結合多樣性指數與均勻度指數所指示的水質狀況分析，養殖水體水質為β-中污染水平，凈化系統水質為輕污染水平，凈化系統水質總體優于養殖水體水質。

圖4 集裝箱養殖水體與生態凈化系統水體中浮游植物α多樣性指數Figure 4 Phytoplankton alpha diversity indexes in the land-based container water and ecological purification pond

2.5 浮游植物群落相似性

為掌握樣點間浮游植物種群差異程度與親緣關系的遠近，用樣點間的浮游植物群落相似性指數進行判別分析。根據Venny 相似性系數得出不同樣點間相似性值，結果顯示（圖5）：JH-2 浮游植物群落相似性最高，為37.8%；其次為JH-1，相似度為35.0%；JH-3 相似度為24.5%；YS-1 相似度最低，為11.2%；JH-1與JH-2浮游植物相似性為1.6%，JH-2與JH-3、YS-1與JH-1 之間相似性均為1.1%，JH-1 與JH-3 相似性為1.6%。上述分析說明樣點空間格局的差異會影響浮游植物群落結構的組成。

圖5 集裝箱養殖水體與凈化系統水體中浮游植物群落結構相似性分析Figure 5 Analysis of phytoplankton community similarity by Venny in the land-based container water and ecological purification pond

2.6 浮游植物與環境因子的相關性分析

為進一步明確影響浮游植物群落分布的環境因子，將浮游植物物種與環境因子進行RDA 分析。結果表明（圖6），影響養殖系統與凈化系統水體中浮游植物群落結構的主要環境因子為-N、DO、SPC、Cond、pH 與ORP 等，其中，影響浮游植物豐度組成的主要因子為-N、SPC、pH等，影響浮游植物生物量結構的主要環境因子為-N、DO 與ORP。與凈化系統JH-1、JH-2 浮游植物群落豐度及生物量組成有顯著性相關的環境因子為-N（P＜0.05）。浮游植物豐度分布分析表明，RDA1 軸的解釋量為72.5%，RDA2 軸的解釋量為18.9%；在生物量分布分析中，RDA1 軸的解釋量為51.7%，RDA2 軸的解釋量為38.2%。其中，在浮游植物豐度結構中，RDA1與pH正相關，相關系數為0.958，RDA2與-N正相關，相關系數為0.917；在浮游植物生物量分布分析中，RDA1與DO正相關，相關系數為0.936，RDA2與-N負相關性最大（-0.896），與ORP正相關性最大（0.898）。

圖6 集裝箱養殖水及凈化系統浮游植物群落與理化因子RDA分析Figure 6 RDA of phytoplankton community and physicochemical factors in the land-based container water and purification pond

3 討論

3.1 養殖系統與凈化系統水體中浮游植物群落結構特征

浮游植物優勢種種類及其數量對浮游植物群落結構的穩定性存在一定的影響[17]。本研究中，養殖系統與凈化系統水體中浮游植物群落優勢類群有明顯區別，以浮游植物豐度計算優勢類群，與養殖系統水體中的藍藻門類群（累積物種相對豐度占比為47.79%）相比較，凈化系統水體的優勢類群為綠藻門、藍藻門與硅藻門等，其中綠藻門物種相對豐度占比均超過41%，凈化系統水體中浮游植物優勢類群較多，群落結構趨于穩定狀態。有研究表明浮游植物優勢類群占比可以用于指示水體的污染狀態，藍-綠藻型是水質營養化程度較高的表征[18]，由此可見，集裝箱養殖系統水質營養程度較高。本研究養殖系統水體中的浮游植物主要功能群為魚腥藻（Anabaena）和直鏈藻（Melosira）等，其可以適應水體長期混合攪動、低含氮量、光限制等生態習性[19-20]；且養殖對象中華鱘營底棲的生態習性對底層水體攪動與水循環擾動等因素可能是養殖系統水體中浮游植物群落以藍藻類群為主的原因，這也進一步說明養殖系統水體營養程度較高。

濕地凈化技術是目前水產養殖尾水處理應用較為有效的方法之一[21]，該技術主要利用多功能生態系統的物理過濾、化學吸附、沉淀、植物過濾等方法[22]，可有效去除水產養殖尾水中氮、磷等營養元素[23-24]。本研究結果表明，凈化系統JH-2 浮游植物物種屬數和優勢種較多，且均優于養殖系統。有研究表明生態浮床可以有效去除系統中的營養物質，與浮游植物生長形成競爭，通過上行效應調控浮游植物群落結構組成，達到改善浮游植物群落結構、提高系統穩定性等的效果[25]，這一結論在本研究中得到證明。

3.2 凈化系統水體中浮游植物群落多樣性

浮游植物群落α 多樣性指數與水質狀況有明顯相關性，是反映群落結構穩定性的主要指標[26-27]，一般情況下，α 多樣性指數越高，說明水體健康狀況越好[28]。有研究表明在魚菜共生池塘設置生態浮床能顯著提升浮游植物Shannon-Wiener 指數與均勻度指數[29]；在草魚養殖池塘設置陶粒浮床具有改善水質、提高浮游植物Shannon-Wiener 指數與Simpson 指數的作用[30]；在泥鰍養殖池塘，有浮床組的浮游植物物種數明顯高于對照組[31]。上述結論都充分說明生態浮床通過營養鹽競爭、根系附著微生物降解等促進了浮游植物物種豐富度，使其群落結構趨于穩定。在本研究中，凈化系統水體中浮游植物豐富度指數、多樣性指數與均勻度指數均高于養殖系統水體，這與上述研究結論相似，也進一步說明凈化系統水體中浮游植物群落結構穩定，水質趨于健康。

多樣性指數是群落結構穩定性的主要指標，也與水體健康狀況相關[32]。本研究結果發現，養殖系統水體中浮游植物多樣性較低，各指數較低；凈化系統從前段到后端，水體中浮游植物多樣性指數變化趨勢基本一致，Shannon-Wiener 指數與Pielou 均勻度指數均表現為JH-1＞JH-2＞JH-3＞YS-1，依據Shannon-Wiener 多樣性指標對水質狀況的評價標準，凈化系統水體中浮游植物多樣性指數均高于養殖系統，表明水質經過凈化系統后得到改善。從多樣性指數對水質指標指示狀況分析可知，養殖系統水質為β-中污染水平，凈化系統水質為輕污染水平，說明凈化系統對于集裝箱養殖尾水的生態調控效果較好。

3.3 凈化系統水體中浮游植物群落結構與環境因子的關系

浮游植物類群具有不同的生理特征，因此適宜生存的環境也有所差異，當水體被擾動時系統中的浮游植物群落結構會受到顯著影響[33]。浮游植物物種與豐度主要與水體營養鹽、WT、光照、pH 等因素有關[34]。有研究表明，不同浮游植物種類生長繁殖所適宜的pH 范圍不同，弱堿性水體中浮游植物的光合作用效率較高[35]，因此浮游植物對營養鹽的利用效率受水體pH 影響，且浮游植物光合作用可以進一步提高水體pH[36]。本研究冗余分析結果顯示pH、SPC、DO與NO-3-N 是影響凈化系統水體中浮游植物群落結構的環境因子，浮游植物豐度及生物量與pH、DO 呈顯著的正相關關系，說明浮游植物數量、生物量等指標與水體pH 為同向性關系，這一結果在太湖流域浮游植物功能類群研究中也得到驗證[37]。

已有研究表明，水體氮、磷營養鹽元素是浮游植物生長必需的大量元素，因此水體氮、磷營養元素含量會影響浮游植物群落結構[38-39]。綜合本研究RDA排序結果可知，凈化系統JH-1、JH-2 浮游植物優勢類群為直鏈藻（Melosira）、針桿藻（Synedra）、柵藻（Scenedesmus）等，豐度及生物量均與NO-3-N、NO-2-N顯著正相關。有研究表明浮游植物對不同質量濃度及形態氮源的利用效率不同[40]，相比較其他形式的氮源，硅藻類群更傾向硝酸鹽濃度較高的水體[41-42]。本研究結果也驗證了這一結論。有研究表明硅藻類群偏好低溫環境[43]，試驗期間，凈化系統水體的平均WT為18 ℃左右，這可能是凈化系統水體中硅藻類群為主要優勢種的另一原因。

光照是浮游植物光合作用的必需資源，不同浮游植物類群對光強的耐受性和光照變化等衍生出不同生理、生態適應性策略等習性，進而影響浮游植物的種群動態與種間競爭[44]。本研究表明，凈化系統水體中浮游植物豐度與生物量相較于養殖系統水體均有顯著增加，可能由于集裝箱內光照條件限制和高密度的鱘魚養殖活動對水體懸浮物的擾動等，抑制了浮游植物的光合作用。有研究發現，藍藻為低光照耐受型浮游植物，柵藻為高光強耐受類浮游植物[45-46]，因此集裝箱養殖系統水體中優勢類群為藍藻，而凈化系統水體中優勢類群為綠藻。

4 結論

（1）養殖系統水體中浮游植物優勢類群為魚腥藻（Anabaena）、直鏈藻（Melosira），凈化系統水體中主要為直鏈藻（Melosira）、針桿藻（Synedra）、柵藻（Scenedesmus）等。

（2）凈化系統能增加陸基集裝箱養殖尾水中的浮游植物種類，并提高優勢類群的多樣性，降低養殖尾水的營養化程度，有利于水質穩定。

（3）養殖與凈化系統水體中浮游植物豐度、生物量主要與水體pH、比電導率、溶解氧、NO-3-N 等影響因子有關。在實際生產運行中，可通過調控水體理化因子控制養殖與凈化系統水體中浮游植物群落結構組成，維護集裝箱循環水養殖系統良好運行。