脫水預處理對冷凍紫薯花色苷損失的影響

周新群，馮欣欣,3，孫 潔，孫 靜，范新光，江利華，劉幫迪,*

（1.農業農村部規劃設計研究院，北京 100125；2.農業農村部產地初加工重點實驗室，北京 100121；3.河北工程大學生命科學與食品工程學院，河北 邯鄲 056038；4.魯東大學食品工程學院，山東 煙臺 264025）

紫薯（Ipomoea batatas(L.) Lam）屬旋花科番薯屬草本植物，因其果肉呈紫色或深紫色，又稱黑薯。紫薯含有多種生物活性成分，如花青素、膳食纖維、維生素、微量元素、類胡蘿卜素等，具有抗氧化、抗腫瘤、增強免疫力等功能。2019年中國紫薯種植面積為18.5萬 hm2，總產量為455.1萬 t[1]。中國作為紫薯生產大國，以紫薯為原料的加工產品除涉及全粉、粉絲粉條等傳統品類外，還有多種新型食品產品，如紫薯飲料、速凍薯塊、速凍薯泥、淀粉糖等。此外，由于紫薯富含花色苷，具有抑菌性、調節腸道菌群和抗氧化等功能性，被開發為多種功能性產品。并且相較于藍莓、葡萄、桑葚等小漿果原料花色苷，紫薯中花色苷在加工和貯藏過程中更穩定[2]，因此，從紫薯中提取花色苷的產業正逐年擴大。目前，從紫薯中提取的花青素已廣泛應用于食品、藥品、化妝品等領域。2012—2017年，中國紫薯提取的花青素產量由1 201 t增長至5 662 t，產值在紫薯加工行業中的占比超過15%[3]。

花青素又稱花色素，是一種天然色素，大多以糖苷的形式存在，單個糖苷形式的花青素稱為花色苷。常見的花色苷有矢車菊色素（cyanidin，cya）、天竺葵色素（pelargonidin，pel）、飛燕草色素（delphindin，del）、芍藥色素（peonidin，peo）、牽牛花色素（petunidin，pet）和錦葵色素（malvidin，mal）?；ㄇ嗨刈鳛樗苄陨?，屬于類黃酮化合物，具有多種生物功效[4]，但是花青素在食品加工和貯藏過程中極易受熱、光照、氧化等條件的影響而發生變色和降解[5]。因此，提升花青素在加工過程中的穩定性成為近年來學術界的研究熱點。

紫薯是甘薯的特殊品種，在中國華南地區廣泛種植，主要采收季節在7月底至8月初，由于采收時環境濕度和溫度高、微生物代謝活躍，且收獲過程中易造成機械損傷導致受微生物侵染，因此易出現生理病害和腐爛現象[6]。此外，受環境濕度和溫度的影響，夏季采后的紫薯呼吸強度和體內代謝水平較高，在窖藏過程中紫薯營養物質和生物活性物質大量被消耗[7]。這些問題都容易造成紫薯花青素在貯藏中大量損失，從而降低紫薯花青素的經濟價值。因此，為了延長紫薯花青素提取加工的周期，保證紫薯原料的花青素含量，目前經常采用冷凍貯藏的方式進行原料貯藏[8]。

果蔬凍藏是指采用－18 ℃普通冷凍（緩凍）或低于－38 ℃的快速冷凍（速凍）方法將果蔬物料凍結，并在－38～18 ℃低溫條件下貯藏的方法[9]。凍藏可以延長果蔬的貯藏期，最大程度保持果蔬食用品質和營養價值，達到果蔬加工標準和滿足食用需求[10-11]。但也有大量研究表明，水分含量高的果蔬在－18 ℃緩凍結晶過程中，其細胞溶液水分凝結成大型的尖狀冰晶，對果蔬細胞膜和細胞壁結構造成不可逆破壞，使果蔬在冷凍融化后出現汁液流失的現象，并出現以氧化褐變為代表的一系列劣變反應，從而使其喪失加工和食用價值[12]。在速凍條件下，當凍結速度過快時，果蔬細胞結構會由于低溫斷裂現象受到破壞[13]。此外，由于速凍成本高、能耗大，果蔬產業的實際加工過程中多采用普通緩凍[14]。脫水冷凍是一種新型的果蔬凍結貯藏方式，它是指先采用不同的物理方式對果蔬進行脫水處理，達到理想的水分含量后再進行冷凍貯藏。脫水冷凍作為一種新型協同冷凍技術已經開始被廣泛研究，其中滲透脫水作為冷凍前預處理方式因具有多項優點而被廣泛研究[15-16]。滲透脫水能夠降低果蔬物料含水量，可以明顯保護果蔬原有細胞結構；同時滲透脫水能夠縮小產品體積，降低包裝、配送和儲存成本；滲透脫水還能夠降低冷凍過程的熱負荷，從而節約能源[17]。此外，許多研究表明，滲透脫水可以顯著地保護果蔬物料冷凍和解凍循環中的感官、物理、化學性質和生物活性物質[18]。張雅麗等[19]的研究表明，串枝紅杏通過低溫真空干燥脫水預處理凍融加工成杏干后，在色澤、質地和生物活性等指標顯著高于其他處理組。Fong-In等[20]研究了滲透脫水對荔枝冷凍后品質的影響，結果表明滲透脫水預處理顯著降低了荔枝的含水量、汁液流失率和微生物負荷，提高了荔枝的硬度和可溶性固形物的含量。但有關富含花青素果蔬原料的脫水冷凍技術還缺乏詳細研究。

花青素提取行業是典型的高價值農產品加工行業，具有廣闊的發展前景和極高的利用價值，紫薯塊作為提取花色苷的原料，貯藏過程中保持花色苷較高的保留率很重要，因此需要考慮預處理對貯藏過程中花色苷的保留能力。但是目前對于紫薯塊凍藏過程中花色苷損失規律方面缺乏研究，亟需一種能提高花色苷保留率的技術來指導行業發展。本實驗以紫薯為研究對象，探究紫薯塊在不同的脫水預處理后、冷凍貯藏后等加工階段花青素的損失情況，并分析其主要損失原因，以期能夠為花青素提取行業的原料貯藏提供一些基礎理論和技術可行性支撐。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

新鮮越南紫薯，購自北京新發地果蔬批發市場。

果糖-葡萄糖溶液 廣州雙橋有限公司；花青素檢測試劑盒 上海信帆生物科技有限公司；1,1-二苯基-2-三硝基苯肼（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl，DPPH）自由基清除能力試劑盒、總抗氧化能力試劑盒、過氧化物酶（peroxidase，POD）和多酚氧化酶（polyphenol oxidase，PPO）試劑盒 南京建成生物工程研究所；甲醇（色譜純） 德國Merck公司；甲酸（色譜純） 美國Sigma-Aldrich公司；鹽酸（優級純）信陽市化學試劑廠；花青素標準品 美國Sigma公司。

1.2 儀器與設備

101型電熱鼓風干燥箱 北京中興偉業儀器有限公司；TGL-16gR高速冷凍離心機 上海安亭科學儀器廠；Rapid-TA質構儀 上海騰拔儀器科技有限公司；HH-2A電熱恒溫水浴鍋 上海貝侖儀器設備有限公司；THZ-C恒溫振蕩器 豪城實驗儀器制造有限公司；UV-755B紫外分光光度計 上海佑科儀器儀表有限公司；PAL-1糖度儀浙江托普儀器有限公司；NR110色差儀 深圳3NH科技有限公司；D800相機 日本尼康公司；A11 basic液氮研磨機 德國IKA公司；DW-86L388J低溫保存箱青島海爾醫療股份有限公司；BC/BD-300DT調溫冷藏箱美菱股份有限公司；LAC-350 HPY-2 人工氣候箱上海龍躍儀器設備有限公司；QTRAP 6500+液相色譜-串聯質譜儀 美國SCIEX公司；5424R離心機 德國Eppendorf公司；MM400球磨儀 德國Retsch公司；MIX-200多管渦旋振蕩器 上海凈信實業發展有限公司；KQ5200E超聲清洗儀 昆山市超聲儀器有限公司。

1.3 方法

1.3.1 樣品制備及處理

實驗前24 h將新鮮紫薯表面污泥洗凈，自然條件下晾干備用。使用刀具將新鮮紫薯切成半徑為（2.0±0.1）cm、厚度為（1.5±0.1）cm的均勻扇形紫薯塊，為避免氧化褐變，切塊后的紫薯及時進行后續脫水實驗。實驗設置4 個處理組：普通緩凍組（CK組）、自然風干處理組（VD組）、熱風干燥處理組（HD組）、滲透脫水處理組（OD組）、真空冷凍干燥處理組（FD組），使用不同脫水方式將紫薯塊統一脫掉原有水分含量的30%，具體處理方法如下。

CK組：紫薯塊不進行任何處理；VD組：將紫薯塊置于托盤內，放進條件為模擬常溫25 ℃狀態下環境的人工氣候箱進行自然風干；HD組：將紫薯塊置于托盤的鐵網上，在溫度55 ℃、風速1.0 m/s條件下進行熱風干燥脫水；OD組：將紫薯塊放入容器（料液比1∶5、體積分數為45%果糖-葡萄糖溶液）中，置于（25±1）℃水浴鍋內進行滲透脫水，滲透脫水的樣品在到達數據測定點時，將樣品撈出，使用蒸餾水沖洗表面糖液，并用紙巾拭干；FD組：紫薯塊切分好之后進行低溫預凍，處理條件為：溫度－80 ℃、時間1 h。FD的條件為：溫度（－52±1）℃、真空度為1 Pa。在進行實驗之前，要先將機器進行0.5 h的預冷，再將要進行脫水處理的樣品放入其中，進行脫水實驗。

在冷凍前，CK組以鮮樣形式進行指標檢測，VD組、HD組、OD組、FD組預處理脫水后部分樣品直接進行各項指標的檢測；各組樣品用聚乙烯包裝袋密封包裝后置于－18 ℃冰箱凍藏，6 個月后取出，于（25.0±0.5）℃水浴鍋中充分解凍后對各項指標進行測定。

1.3.2 花色苷含量的檢測

1.3.2.1 樣品前處理

將各處理組液氮磨粉的樣品融化并渦旋混勻后，移取50 μL（相當于50 μg），溶解于950 μL提取液（50%甲醇-水溶液，含0.1%鹽酸）中，渦旋5 min、超聲5 min，離心（12 000 r/min、3 min），吸取上清液，用微孔濾膜（0.22 μm）過濾，并保存于進樣瓶中，用于液相色譜-串聯質譜分析。

1.3.2.2 液相色譜-串聯質譜條件

色譜條件：色譜柱：ACQUITYBEHC18（2.1 mm×100 mm，1.7 μm）；柱溫 40 ℃；流動相A為超純水（加入0.1%的甲酸），流動相B為甲醇（加入0.1%的甲酸）；流速0.35 mL/min。

質譜條件：電噴霧離子源（electrospray ionization，ESI），溫度550 ℃，正離子模式下質譜電壓5 500 V，氣簾氣壓力35 psi。根據優化的去簇電壓（declustering potential，DP）和碰撞能（collision energy，CE），對每個離子對進行掃描檢測。

1.3.2.3 花色苷含量的計算

樣品中的花色苷含量按公式（1）計算。

式中：ρ為樣品積分峰面積比值代入標準曲線方程得到的質量濃度/（ng/mL）；V為提取時所用溶液的體積/μL；m為移取的樣品質量/mg。

1.3.3 汁液流失率的測定

稱量凍藏后解凍前樣品的質量（m0/g）和充分解凍后樣品的質量（m1/g），按照公式（2）計算汁液流失率。

1.3.4 細胞膜透性的測定

參考孫文麗等[21]的方法，略作改動測定細胞膜透性。果實膜透性用相對電導率來表征。稱取3 g紫薯塊，切成1 mm厚的薄片，放入50 mL離心管中并注入去離子水定容至25 mL，搖床110 r/min振蕩30 min，測定電導率（P1/（μS/cm））；煮沸10 min后迅速冷卻，加水至原刻度，再測定溶液電導率（P2/（μS/cm））；同時，測定去離子水的電導率（P0/（μS/cm））。相對電導率按公式（3）計算。

1.3.5 色澤的測定

選取不同處理組的紫薯塊，用色差儀測定凍融后（L*、a*、b*）和未冷凍樣品的色澤參數，其中L*值代表亮度，a*值代表紅綠度，b*值代表黃藍度，色差值ΔE計算如公式（4）所示。

1.3.6 過氧化物酶和多酚氧化酶活力的測定

POD和PPO活力使用相應試劑盒進行測定。

1.3.7 DPPH自由基清除能力和總抗氧化能力的測定

DPPH自由基清除能力和總抗氧化能力使用相應試劑盒進行測定。

1.4 數據處理與分析

實驗進行3 次重復，采用Excel 2010軟件對數據進行整理和作圖，利用SPSS 18.0軟件進行方差分析和多重差異顯著分析，P＜0.05表示具有顯著差異；利用Hiplot平臺（https://hiplot.com.cn/）進行聚類熱圖分析。

2 結果與分析

2.1 脫水預處理對凍融紫薯塊外觀的影響

紫薯塊在冷凍融化后的外觀如圖1所示，與新鮮紫薯相比主要是色澤發生變化。新鮮紫薯的外觀色澤鮮亮，飽和度較高。冷凍融化后HD和VD處理組紫薯塊出現明顯的褪色現象，部分果肉呈現白色，這可能是花色苷被降解和酚類物質被氧化所致[22]，但OD和FD處理后紫薯塊色澤飽滿，與初始新鮮樣品色澤較為接近。

圖1 脫水預處理對冷凍紫薯塊融化后外觀的影響Fig.1 Effect of dehydration pretreatment on appearance of frozen purple sweet potato cubes after melting

由表1可知，經脫水處理后，紫薯塊的L*值相較于初始樣品有明顯提高，這可能是因為紫薯塊表面花色苷在不同脫水處理后出現降解或溶解于溶液中，導致色澤變淺。凍融后，CK組L*值顯著低于其他處理組且低于初始樣品，可能是因為凍融過程中冰晶細胞結構發生破壞，細胞內花色苷和多酚類物質接觸氧氣和相關酶的可能性加大，導致果蔬顏色發生較大的變化[23]。OD組脫水處理后和凍融后L*值均最高。

表1 不同處理下紫薯L＊、a＊、b＊值變化Table 1 Changes in L＊,a＊ and b＊ values of purple sweet potato under different treatments

與CK組相比，脫水處理和凍融后的OD組a*值和b*值最接近新鮮樣品，其次為FD組，表明滲透脫水處理和真空冷凍干燥處理對紫薯塊的色澤有良好的保持效果。HD組、VD組脫水處理后a*值和b*值變化較大，這是因為凍融后紫薯的細胞結構被破壞，細胞原有維持的區室狀態也受損，PPO和POD參與到花色苷的生物降解中，造成紫薯顏色變深[24]。孫利娜[25]在利用酶法生產草莓渾濁汁的研究中發現，多酚化合物的氧化縮合及抗壞血酸的氧化分解反應是草莓汁色澤變化的主要原因。脫水處理和凍融后OD組色差值最小，分別為3.22和5.83，此處理組最接近新鮮樣品，其次為FD組。HD組、VD組脫水處理后的色差值較大，說明色澤變化較大。

2.2 紫薯塊在脫水冷凍過程中花色苷組分的變化

紫薯塊在凍融后的色澤變化主要是細胞內富含的花色苷變化所致。如表2所示，新鮮紫薯塊中共鑒定出6 類含有花色苷官能團的物質，分別是芍藥花色素、矢車菊素、天竺葵素、矮牽牛素、飛草燕素和錦葵色素。其中，紫薯塊中花色苷含量大于5 μg/g的有6 種，分別是芍藥花色素-3,5,3’-O-三葡萄糖苷、芍藥花色素-3-(咖啡酰葡萄糖基葡萄糖苷)-5-葡萄糖苷、芍藥花色素-3-O-半乳糖苷、芍藥花色素-3-O-阿魏酰-槐糖苷-5-葡萄糖苷、芍藥花素-3-O-對羥基苯甲?；碧?5-葡萄糖苷和矢車菊素-3,5,3’-O-三葡萄糖苷，這6 種花色苷占紫薯塊總花青素含量的90.76%。

表2 紫薯加工過程中花色苷成分含量的變化Table 2 Changes in anthocyanin contents during purple potato processing

通常來說，花青素在冷凍貯藏過程中十分穩定，許多研究指出藍莓、黑莓、樹莓的花青素在冷凍過程中含量基本不變化[26-28]。這主要是由于冷凍過程植物組織和內溶物質十分穩定，但脫水和凍融均可能導致花青素被氧化分解[29]。紫薯塊預處理和凍融后各組分花色苷損失率如表3所示，27 種花色苷在脫水預處理和凍融過程中都出現不同程度的損失。在脫水凍融后，除OD組外，其他組別都呈現出大幅度下降的趨勢。從表3可以看出，脫水處理后VD組、HD組、FD組花色苷總量損失率分別為41.01%、33.58%、34.19%。熱風干燥處理在脫水過程中伴隨較高的加工溫度，花色苷在55 ℃高溫下穩定性受到較大的影響，降解速率增加，反應速率加快，造成花色苷含量下降[30]。真空冷凍干燥是一種能夠有效保護植物化合物和生物活性物質的脫水方式[31]，但本研究中的真空冷凍干燥處理后花色苷損失率較高，可能是因為真空冷凍過程破壞了紫薯塊的細胞結構。Mujumdar等[32]的研究表明，果蔬物料沒有充分預凍時，可能造成植物細胞結構被大冰晶破壞，導致抗氧化活性、生物活性物質損失。凍融后VD、HD、FD組花色苷的損失率相較于脫水后分別增加了39.78、35.90、22.58 個百分點，而OD組樣品在凍融后的花色苷損失率較脫水處理后僅增加了5.00 個百分點，研究結果說明滲透脫水處理可以最大程度地保護紫薯花色苷在凍融過程中的損失。

表3 紫薯加工過程中花色苷損失率Table 3 Loss rates of anthocyanins in purple sweet potato during processing

對紫薯塊中最主要的6 種花色苷損失率進行分析發現，脫水處理后，紫薯塊中主要花色苷在VD組損失率最高，OD組損失率最低。CK組凍融后大部分花色苷損失率高于50%，這是由于冷凍會誘導冰晶的形成，冰晶生長造成細胞損傷，凍融后花色苷隨汁液流失流出紫薯塊組織外，造成大量損失[33]。OD組凍融后大部分花色苷組分損失率均在60%以下，趙東宇[34]的研究表明添加單糖、還原性糖能夠很大程度上抑制花色苷的降解。FD組凍融后有4 種芍藥花色素和4 種矢車菊素類花色苷損失率高于90%，而天竺葵素-3-O-葡萄糖苷、二氫楊梅黃酮、原花青素B3則全部損失。這可能是凍融過程中，果蔬細胞破裂促使POD、PPO、花色苷和其他酚類（如兒茶酚、綠原酸、咖啡酸）充分接觸，在此條件下，PPO開始分解花色苷，POD能將介質中的酚氧化為醌，醌與花色苷反應產生褐色縮合物[34]。除OD組外，其他處理組紫薯塊中含量最高的兩種花色苷（芍藥花色素-3,5,3’-O-三葡萄糖苷和矢車菊素-3,5,3’-O-三葡萄糖苷）在經過脫水預處理和冷凍融化后損失率均超過40%。

2.3 脫水預處理對冷凍紫薯塊汁液流失率和細胞膜透性的影響

汁液流失率是評價食品凍融后的一項重要品質，冷凍食品在凍融后由于細胞被破壞存在明顯的汁液流失現象，極大程度影響了食品的食用、加工品質，并且在融化過程中會伴隨著花色苷等營養物質的流出[35]。由圖2可知，CK組汁液流失率最高，為16.74%，OD組汁液流失率顯著低于其他處理組，這是因為CK組紫薯塊水分含量高于其他脫水預處理組，且普通緩凍凍結時間長，冷凍速率低，在冷凍過程中生成的冰晶大且分布不均勻，導致凍融后紫薯塊的細胞壁結構變得疏松，組織內空隙增大，弱化了細胞的持水能力，提高了汁液流失率，而OD預處理組汁液流失率最低。陳童等[36]研究發現，滲透脫水預處理可以在很大程度上保護西蘭花在冷凍融化過程中細胞的完整性，可能是因為糖分子進入細胞組織內部，有效束縛了水分子，增強了果蔬組織的細胞剛性，減少了汁液流失。HD和VD組汁液流失率無顯著差異。

圖2 脫水預處理對冷凍紫薯塊汁液流失率的影響Fig.2 Effect of dehydration pretreatment on juice loss rate of frozen purple sweet potato cubes

果實細胞受到損傷后會影響細胞膜透性，細胞膜透性越高說明細胞內電解質外滲越嚴重，細胞膜功能性就越弱。在冷凍過程中果實細胞結構被冰晶尖刺結構破壞，細胞膜也會受到一定程度的損傷[37]。Parniakov等[38]的研究表明，冷凍前脫水是有效減少冰晶對細胞破壞的手段，但也有研究指出不當的脫水過程可能會在預處理加工環節破壞果蔬細胞[39]。如圖3所示，紫薯塊經不同脫水預處理后細胞膜透性均有所升高，其中FD組紫薯在脫水預處理后細胞膜透性最高，相對電導率達11.22%，顯著高于其他3 個脫水處理組（P＜0.05）。凍融后，未經脫水預處理的CK組相對電導率高達48.21%，說明果肉細胞電解質大量外滲，導致細胞膜透性增加，這與CK組汁液流失和花色苷損失結果相印證。脫水預處理可以有效抑制紫薯塊凍融后細胞膜透性的降低，其中OD組效果最好，凍融后相對電導率僅為13.52%，顯著低于其他組別（P＜0.05）。

圖3 脫水預處理對冷凍紫薯塊細胞膜透性的影響Fig.3 Effect of dehydration pretreatment on cell membrane permeability of frozen purple sweet potato cubes

2.4 脫水預處理對冷凍紫薯塊PPO和POD活力的影響

果蔬在加工過程中極易發生生物活性物質損失的現象，而這種現象通常與酶促氧化反應有關[40]。PPO和POD是造成酶促氧化褐變的主要酶類，因此果蔬加工中通常使用多種物理化學方式對以PPO和POD為代表的酶進行活性抑制處理，從而保護色澤、質地和生物活性物質等[40]。如圖4所示，和鮮樣相比，HD、OD和FD脫水處理均能夠有效抑制PPO和POD的活力。但VD脫水處理后紫薯的POD、PPO活力分別為364.55、300.44 U/g，顯著高于鮮樣和其他脫水處理組（P＜0.05）。這可能是因為自然風干的狀態下，紫薯塊除頻繁與氧氣接觸外，還易受到外界環境刺激，如微生物侵染，導致紫薯塊發生一系列生化代謝反應，從而提高了POD、PPO活力[41]。而OD脫水的高滲透壓環境、HD脫水的高溫環境和FD脫水的低溫低壓環境均能夠有效抑制紫薯塊中的酶活性。

圖4 脫水預處理對冷凍紫薯塊POD（A）和PPO（B）活力的影響Fig.4 Effect of dehydration pretreatment on POD (A) and PPO (B)activity of frozen purple sweet potato cubes

冷凍融化過程能夠明顯激活紫薯的POD和PPO，所有組別紫薯塊在凍融后的這兩種活力均高于脫水處理后的紫薯塊。大量果蔬冷凍的相關研究均表明，冷凍過程中冰晶破壞植物細胞，釋放并激活位于不同細胞器內的酶[42]。CK組凍融后POD和PPO活力較冷凍前分別上升45.16%和189.84%。OD脫水處理可以最有效地抑制紫薯凍融后的PPO和POD活力上升現象。OD組凍融后POD和PPO活力最低，是因為滲透脫水可以保持細胞結構的完整性，降低PPO和POD與氧氣、底物接觸的概率，從而有效抑制酶活力。de Ancos等[43]對‘Rubi’和‘Zeva’兩個品種紅樹莓進行冷凍研究發現，有效減少凍融中氧化還原系統酶（PPO）的釋放，可以減少紅樹莓花青素的降解。FD處理雖然可以抑制紫薯塊PPO活力在凍融后上升，但卻無法抑制POD活力。

2.5 脫水預處理冷凍對紫薯塊抗氧化活性的影響

抗氧化活性是評價食品營養性和功能性的一項指標，許多果蔬冷凍研究指出果蔬的總抗氧化能力、花青素含量和冷凍品質之間存在極高的相關性[44-46]。果蔬的抗氧化活性主要來源于體內的抗氧化酶系和非酶生物活性物質[47]，因此抗氧化活性可以良好地反映紫薯在脫水預處理、冷凍融化過程對紫薯花色苷的保護能力。

從圖5A中可以看出，經過4 種脫水預處理后紫薯的DPPH自由基清除能力均顯著低于鮮樣（P＜0.05）。脫水處理后VD組和HD組DPPH自由基清除能力最小，無顯著性差異，OD組和FD組DPPH自由基清除能力相對較強，略低于鮮樣。說明滲透脫水處理和冷凍干燥處理均能夠有效保護紫薯塊的活性氧清除系統，從而減少在脫水預處理過程中紫薯花色苷被氧化的可能性。在冷凍融化后，OD組DPPH自由基清除能力最強，達到226.73 μg/g；VD組和CK組DPPH自由基清除能力大幅度下降，與鮮樣相比，損失率分別為34.71%、47.17%。

圖5 脫水預處理對冷凍紫薯塊DPPH自由基清除能力（A）和總抗氧化能力（B）的影響Fig.5 Effect of dehydration pretreatment on DPPH free radical scavenging ability (A) and total antioxidant capacity (B) of frozen purple sweet potato cubes

紫薯塊的總抗氧化能力整體變化趨勢和DPPH自由基清除能力相同（圖5B）。經脫水處理后，OD處理組和FD處理組樣品的總抗氧化能力最強，且沒有顯著差異（P＞0.05）。HD脫水處理由于熱環境對紫薯總抗氧化活性影響最大，總抗氧化能力降低最多，和鮮樣相比下降了53.97%。仇勝囡[48]的研究指出，植物的活性氧清除體系酶活性通常較低且不穩定，因此HD熱處理會導致活性氧清除體系中的酶活性大幅降低，不利于保護紫薯花青素。除HD處理組外，其余各組在凍融后，總抗氧化能力繼續下降，但FD和OD組抗總氧化能力顯著高于其他組別（P＜0.05）。Santarelli等[49]對冷凍蘋果的研究也指出，在冷凍前增加預處理可以有效減緩蘋果的抗氧化活性損失。

2.6 脫水預處理和冷凍過程對紫薯塊花色苷損失影響的相關性熱圖分析

圖6是對各組紫薯中檢測出的27 種花色苷損失率與其他指標變化率之間的相關性分析熱圖，色塊顏色越接近，表示指標間的相關性越強；紅色越深，表示花色苷損失率越高。紫薯塊在凍融過程中花色苷更容易損失，凍融后僅有OD組位于鮮樣的右方，屬于花色苷損失較少的組別。FD、VD、HD和CK組的花色苷損失主要受POD活力、PPO活力、汁液流失率、DPPH自由基清除能力的影響。FD組融化后（FD-R）花色苷的損失率主要受POD、PPO活力的影響。曹少謙等[49]在研究藍莓花色苷-PPO-鄰苯二酚的偶合氧化反應機制時發現PPO與酚類底物結合產生醌類物質，這些物質再通過耦合氧化反應導致藍莓花色苷降解，從而最終導致果實或者相關產品的褐變。VD和FD處理不能有效地抑制紫薯塊凍融后的PPO和POD活力，導致紫薯塊花色苷在凍融過程中出現較多的酶促氧化損失。CK組花色苷在凍融過程中損失受汁液流失率的影響較大，由于普通緩凍冷凍時間長，形成體積過大且不規則的冰晶，冰晶在生長過程中刺破細胞膜，導致凍融后細胞結構不再完整，同時加劇汁液流失[50]。因此紫薯塊中的花色苷可能隨汁液流失或被氧化分解。OD處理相對于其他處理組在凍融后最有效地保留了花色苷組分，可能是滲透脫水處理過程中糖溶質和紫薯塊細胞組織中水分進行置換，起到了冷凍保護劑的作用，可以抑制冰晶在細胞間形成，減少花色苷隨著汁液流失流出[51]。此外，滲透進入紫薯內的少量糖也可能改變花色苷共存物性質，從而保護花色苷活性，曹雪慧等[52]研究表明糖分子進入到藍莓組織內部可以有效抑制花色苷的降解，對花色苷起到保護作用。

圖6 紫薯花色苷損失率與其他理化指標變化率之間的相關性熱圖分析Fig.6 Heat map analysis between anthocyanin loss rate and other physicochemical index change rate of purple sweet potato

3 結論

OD預處理可以有效減少紫薯塊花色苷在脫水預處理過程中和冷凍融化后的損失，有效抑制紫薯塊中含量最高的兩種花色苷（芍藥花色素-3,5,3’-O-三葡萄糖苷和矢車菊素-3,5,3’-O-三葡萄糖苷）的損失。OD預處理可以通過降低紫薯細胞被破壞程度和汁液流失率，從而降低凍融過程中的酚酶與氧氣、底物接觸的幾率，進而有效抑制PPO、POD的活力，保護紫薯塊的DPPH自由基清除能力和總抗氧化活力，在凍融過程中增強紫薯塊花色苷的抗氧化能力。因此，滲透脫水是4 種脫水預處理中最有效保護花色苷的方式，適合以提取花青素為目的紫薯的長期貯藏。但滲透脫水如何通過改變紫薯細胞間水態分布從而減少冰晶對細胞的破壞機制尚待進一步研究。