宰后成熟過程中線粒體損傷與灘羊肉嫩度的關聯性分析

李 榮，羅瑞明，杜 瑞，羅玉龍,*，王金霞，陳雪妍，張 倩

（1.寧夏大學食品科學與工程學院，寧夏 銀川 750021；2.銀川市農產品質量檢測中心，寧夏 銀川 750000）

畜禽屠宰放血后，線粒體仍然具有一定活性，但是當外部環境改變時，由于缺乏氧氣和養分供給，細胞內氧化穩態被打破，活性氧（reactive oxygen species，ROS）大量累積，造成肌細胞的損傷[1]。線粒體作為細胞“能量工廠”，是ROS產生的主要場所，也最易受損傷。隨著宰后成熟時間的延長，肌細胞線粒體會逐漸發生氧化損傷，并呈現出細胞色素c（cytochrome c，Cyt-c）釋放、線粒體膜電位下降、線粒體膜通透性轉換孔（mitochondrial permeability transition pore，MPTP）開放等線粒體損傷特點。Wang Linlin[2]和Zhang Jiaying[3]等研究發現線粒體損傷與嫩度之間有顯著相關性，并隨著宰后成熟時間的延長，線粒體損傷逐漸加劇，嫩度則逐漸改善。有研究發現線粒體中一些蛋白質含量與宰后肌肉嫩度顯著相關。Lavile等[4]發現宰后牛肉線粒體內、外膜蛋白的變化與嫩度變化之間具有顯著相關性。Malheiros等[5]通過蛋白質組學技術對不同嫩度的牛肉進行研究發現，線粒體損傷程度越高的牛肉嫩度也越好。魏起超[6]通過研究不同部位牛肉線粒體損傷與嫩度的關聯性，發現粒體損傷與嫩化同時發生，且線粒體損傷程度與嫩度成正比，損傷越嚴重，嫩度越好。綜上，宰后早期線粒體損傷與嫩度之間存在顯著相關性，宰后線粒體損傷可能是調控肌肉嫩度的一條重要途徑[7]。

脂多糖（lipopolysaccharide，LPS）是革蘭氏陰性菌細胞壁的主要成分，可以和TLR4基因編碼的跨膜蛋白Toll 樣受體4（Toll-like receptor 4，TLR4）結合。LPS通過TLR4干擾核因子κB（nuclear factor kappa-B，NF-κB）的激活，激活后的NF-κB分泌促炎癥細胞因子，從而介導炎癥發生，誘導細胞凋亡[8]。張釗等[9]發現LPS刺激可以改變線粒體的形態，導致細胞線粒體膜電位下降，促進ROS的產生，誘導細胞凋亡。Gogvadze等[10]的研究表明，從線粒體內膜釋放的各種促凋亡蛋白在胞漿中介導凋亡發生，即線粒體對調控細胞凋亡的發生有著至關重要的作用。以上研究結果均表明，LPS刺激可誘導線粒體形態發生改變，從而造成線粒體損傷。因此，可以通過LPS誘導線粒體損傷的發生，探究宰后成熟過程中線粒體損傷對灘羊肉嫩度的影響。

本實驗以灘羊背最長肌（M. Longissimus dorsi）為研究對象，通過LPS誘導線粒體損傷測定其在分別成熟0、6、12、24、72 h過程中的pH值、蒸煮損失率、質構特性、水分分布、剪切力和肌原纖維小片化指數（myofibril fragmentation index，MFI）以及肌細胞線粒體ROS含量、膜電位、MPTP開放程度和腫脹情況，以此闡釋灘羊肉成熟過程中線粒體損傷與灘羊肉嫩度之間的關聯性，為后續揭示宰后肌肉嫩度的改善機制提供思路，并為灘羊肉成熟期間肉品質量控制技術研發提供一定的理論參考。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

灘羊背最長肌購自寧夏鹽池縣寧鑫肉業有限公司，選取胴體質量相近的6 月齡公灘羊9 只，宰前遵循動物管理規定，屠宰后立即用滅菌刀取下右側背最長肌，剔除可見脂肪與結締組織后，置于聚乙稀薄膜內，用錫紙包裝后置于帶有編號的保鮮袋中，貯存在4 ℃條件下，分別在成熟0、6、12、24、72 h時檢測指標。

LPS、甘露醇、Hepes、蔗糖、硫酸鐵、VC 北京索萊寶生物科技有限公司；磷酸氫二鈉、氯化鎂、疊氮化鈉、乙二胺四乙酸、Tris-HCl緩沖液、氯化鉀（均為分析純）國藥集團化學試劑有限公司；2’,7’-二氫二氯熒光素二乙酸酯 美國MCE公司；總蛋白定量測定試劑盒、線粒體膜電位檢測試劑盒 南京建成生物工程研究所。

1.2 儀器與設備

SJ-3F便攜式pH計 上海德圖儀器國際貿易有限公司；TA-XT plus12587質構分析儀 英國Stable Micro Systems公司；752N紫外分光光度計 上海儀電科學儀器股份有限公司；F-4700熒光分光光度計 上海元析儀器有限公司；HZB-12/A家用制冰機 寧波惠康國際工業有限公司；TGL-16D冷凍高速離心機 常州中捷實驗儀器制造有限公司；JX-CL冷凍研磨儀 上海凈信實驗設備有限公司；HHS-21-6電熱恒溫水浴鍋 上海四藍儀器設備有限公司；EL×800酶標儀 美國Biotek公司。

1.3 方法

1.3.1 樣品采集

屠宰后立即取下背最長肌，迅速去除表面脂肪及筋膜，分割成100 g左右肉樣，快速存入液氮作為0 h樣品。剩下的肉樣切成100 g左右大小一致的肉塊，隨機分為2 組，第1組不作處理，為空白對照組，第二組注射30 mg/L LPS溶液（肉樣和處理液的比例為1∶1），裝入密閉自封袋，在4 ℃條件下分別成熟0、6、12、24、72 h，并在對應時間節點測定pH值、蒸煮損失率、剪切力等指標，對線粒體損傷等不便立即測定的指標，在相應的時間節點取樣，用液氮快速凍結，置于－80 ℃冷凍待測。

1.3.2 線粒體蛋白的提取

參照趙亞亞[11]的方法并稍作修改。取灘羊背最長肌2 g肉樣，剪碎后置于20 mL線粒體分離介質中，用低溫研磨儀勻漿（10 000×g，2 min），勻漿液離心（4 ℃、1 000×g，10 min）后取上清液進一步離心（4 ℃、1 000×g，10 min），隨后取上清液再次離心（4 ℃、8 000×g，20 min），棄上清液所得沉淀即為線粒體，用BCA法測定蛋白質量濃度。

1.3.3 線粒體膜電位測定

按照線粒體膜電位檢測試劑盒說明書測定線粒體膜電位。

1.3.4 MPTP開放程度測定

參照王琳琳[12]的方法，用3 mL MPTP測試介質（230 mmol/L甘露醇、70 mmol/L蔗糖、3.0 mmol/L Hepes，pH 7.4）將純化的線粒體蛋白質量濃度調至0.3 mg/mL，取1 mL定量好的線粒體懸液（0.3 mg/mL）與3 mL MPTP測試介質混勻后，在540 nm波長處測定吸光度，以吸光度表征MPTP開放程度，吸光度越大MPTP開放程度越小。

1.3.5 線粒體腫脹程度測定

參照張佳瑩[13]的方法，取3 mL 0.5 mg/mL線粒體蛋白與0.4 mL 0.5 mmol/L FeSO4、0.4 mL 0.5 mmol/L VC于37 ℃孵育15 min，在520 nm波長處測定吸光度，以吸光度表征線粒體腫脹程度。

1.3.6 線粒體ROS水平測定

參照Zhu Zhendong等[14]的方法并稍作修改。取2 g肌肉樣品加入8 mL預冷磷酸緩沖液（50 mmol/L，pH 7.4），用低溫研磨儀勻漿（10 000×g，2 min）。勻漿于3 000×g、4 ℃條件下離心15 min，并收集上清液，采用雙縮脲法測定上清液蛋白質量濃度。ROS熒光強度測定：上清液與等體積的反應緩沖液（10 mmol/L Tris-HCl、0.8 g/L NaCl、0.1 mmol/L乙二胺四乙酸二鈉、10 mmol/L蔗糖、10 μmol/L 2’,7’-二氫二氯熒光素二乙酸酯試劑，pH 7.4）在酶標板內迅速混合，利用熒光酶標儀于激發波長480 nm、發射波長525 nm處立即測定孵育前的熒光強度，置于37 ℃孵育箱內孵育30 min后再次測定孵育后熒光強度，ROS的相對含量按式（1）計算。

1.3.7 pH值測定

剔除樣品可見脂肪與結締組織，使用便攜式pH計測定成熟期間肌肉pH值。

1.3.8 蒸煮損失率的測定

參照侯艷茹[15]的方法并稍作修改。稱取約40 g的肉塊，剔除表面筋膜和脂肪，記為m0，置于蒸煮袋中，在85 ℃的水浴鍋中煮40 min取出，待肉塊冷卻后，用濾紙吸干表面水分，再次稱量記為m1，按式（2）計算蒸煮損失率。

1.3.9 質構特性分析

根據畢永昭[16]的方法并稍作修改，取上述1.3.8節中蒸煮后的肉樣，順著肌纖維方向切成1 cm×1 cm×2 cm大小肉條。在TPA模式下測定肉樣質構特性，進行3 次平行試驗。將肉樣放置于TPA平板上，對其進行兩次壓縮測試，選用P/50探頭，壓縮距離10 mm，觸發力5 g，間隔時間5 s，測前、測中和測后速率分別為2.0、1.0 mm/s和1.0 mm/s，探頭放置方向與肌纖維平行，用TPA-macro軟件進行分析。

1.3.10 水分分布的測定

參照單啟梅[17]的方法并稍作修改。選擇CPMG脈沖序列，根據CPMG指數衰減曲線圖，用分析軟件進行迭代反演得到橫向弛豫時間T2圖譜。

1.3.11 剪切力的測定

參照Bai Shuang等[18]的方法并稍作修改，取上述1.3.8節中蒸煮后的肉樣，順著肌纖維方向切成1 cm×1 cm×2.5 cm大小肉條，進行3 次平行試驗。選用HDP/BSW探頭，距離30 mm，觸發力20 g，測前、測中和測后速率分別為2.0、2.0 mm/s和10.0 mm/s，探頭放置方向與肌纖維垂直。

1.3.12 肌原纖維小片化指數的測定

參照王琳琳[12]的方法并稍作修改。2.00 g肉樣中加入8 mL預冷的緩沖溶液（100 mmol/L KCl、20 mmol/L K3PO4、1 mmol/L乙二胺四乙酸、1 mmol/L MgCl2、1 mmol/L NaN3，pH 7.1），勻漿60 s后棄去上清液，再以8 000×g離心20 min，離心兩次。將沉淀物與緩沖溶液混合，使蛋白終質量濃度為0.5 mg/mL。使用酶標儀在540 nm波長處檢測吸光度，MFI以吸光度乘以200表示。

1.4 數據處理與分析

每個指標重復測定3 次，結果以平均值±標準差表示。采用Excel軟件統計數據；采用SPSS Statistics 26軟件對數據進行方差分析，以P＜0.05表示差異顯著；采用Origin 2021軟件作圖；采用R軟件進行相關性分析（Pearson法）。

2 結果與分析

2.1 灘羊肉宰后成熟過程中ROS水平的變化

ROS可通過誘導線粒體氧化損傷調控細胞凋亡[19]。灘羊宰后成熟過程中，對照組和LPS組灘羊肉肌細胞線粒體ROS水平變化如圖1所示，在宰后0～72 h，ROS相對含量整體呈現顯著上升趨勢（P＜0.05）；值得注意的是，LPS處理組的ROS水平在成熟期內始終顯著高于對照組（P＜0.05）。

圖1 宰后灘羊肉成熟過程中ROS水平的變化Fig. 1 Changes in ROS during postmortem aging of Tan sheep meat

2.2 灘羊肉宰后成熟過程中MPTP開放程度的變化

膜通透性改變和膜電位喪失是線粒體膜損傷的顯著標志，是細胞凋亡早期的必不可少的過程[20]。如圖2所示，宰后0～72 h，吸光度顯著下降，表明MPTP開放程度顯著增大（P＜0.05），這可能是宰后肌細胞線粒體的損傷程度加劇，使MPTP呈不可逆的開放狀態；在成熟過程中，LPS處理組的MPTP開放程度顯著高于對照組（P＜0.05），說明LPS處理可能加快了MPTP的不可逆開放。

圖2 灘羊肉成熟過程中MPTP開放程度的變化Fig. 2 Changes in MPTP opening during postmortem aging of Tan sheep meat

2.3 灘羊肉宰后成熟過程中線粒體膜電位的變化

線粒體膜電位與線粒體膜通透性密切相關，并且受到MPTP的調節[12]。由圖3可知，宰后線粒體膜電位整體呈現顯著下降趨勢（P＜0.05）；在成熟過程中，LPS處理組的線粒體膜電位始終低于對照組，表明LPS明顯促進了線粒體膜電位的下降。

圖3 灘羊肉成熟過程中膜電位的變化Fig. 3 Changes in in membrane potential during postmortem aging of Tan sheep meat

2.4 灘羊肉宰后成熟過程中線粒體腫脹的變化

線粒體腫脹程度用吸光度來表示，透過線粒體的光越多吸光度越低，表明線粒體腫脹越明顯[13]。由圖4可知，在宰后0～72 h，吸光度整體顯著下降（P＜0.05），說明線粒體腫脹程度顯著增加；在24 h時，LPS處理組的線粒體腫脹程度顯著低于對照組（P＜0.05），其余成熟時間兩組差異不顯著（P＞0.05）。

圖4 灘羊肉成熟過程中線粒體腫脹程度的變化Fig. 4 Changes in mitochondrial swelling during postmortem aging of Tan sheep meat

2.5 灘羊肉宰后成熟過程中pH值的變化

pH值是衡量宰后初期肌肉品質的重要指標之一，其下降會造成內環境的酸化，從而影響肌肉保水性[21]。由圖5可以得出，宰后0～72 h內，對照組灘羊肉的pH值顯著下降（P＜0.05）；而LPS處理組在0～24 h內呈現顯著下降趨勢（P＜0.05），并在24 h達到極限pH值，隨后開始上升。在成熟12～24 h內，LPS處理組的pH值顯著高于LPS對照組（P＜0.05）。Tao Yingmei[22]及姬琛[23]等也通過研究發現宰后成熟期間灘羊pH值變化范圍為5.4～6.3，這與本實驗研究結果一致。

圖5 灘羊宰后成熟過程中pH值的變化Fig. 5 Changes in pH during postmortem aging of Tan sheep meat

2.6 灘羊肉宰后成熟過程中蒸煮損失率的變化

蒸煮損失率是表征加熱過程中肌肉蛋白質變性、水分損失的重要指標。蒸煮損失率越低，系水力越高，保水性能越好[11]。如圖6所示，宰后0～72 h內，對照組灘羊肉的蒸煮損失率呈現整體顯著上升的趨勢（P＜0.05）；而LPS處理組在0～24 h呈現顯著上升趨勢（P＜0.05），24～72 h呈現顯著下降趨勢（P＜0.05）。在宰后成熟12 h和24 h，LPS處理組相較于處理組顯著上升（P＜0.05）。

圖6 灘羊宰后成熟期間蒸煮損失率的變化Fig. 6 Changes in cooking loss during postmortem aging of Tan sheep meat

2.7 灘羊肉宰后成熟過程中質構特性的變化

由表1可知，宰后不同處理組的灘羊肉硬度呈先升后降的趨勢，0～24 h內，LPS處理組的硬度顯著升高（P＜0.05），在24 h達到最高值后開始下降；宰后6 h，對照組硬度高于LPS處理組，12～72 h LPS處理組的硬度開始高于對照組。宰后不同處理組灘羊肉的咀嚼性呈現先升后降趨勢，0～12 h內，對照組咀嚼性呈現上升趨勢，在宰后12 h達到最高值，12～72 h顯著降低（P＜0.05），LPS處理組的下降較對照組略早。宰后不同處理組灘羊肉的內聚性呈先升后降趨勢，0～12 h內，不同處理組的咀嚼性均顯著升高（P＜0.05），12 h達到最高值。24～72 h內均顯著降低（P＜0.05），LPS處理組與對照組間的變化不明顯（P＞0.05）。宰后不同處理組灘羊肉的彈性呈下降趨勢，0～24 h內，不同處理組的彈性顯著降低（P＜0.05），LPS處理組與對照組差異不顯著（P＞0.05）。

表1 宰后成熟過程中灘羊肉質構特性的變化Table 1 Changes in texture parameters during postmortem aging of Tan sheep meat

2.8 灘羊肉宰后成熟過程中水分分布的變化

如圖7所示，不同成熟時間的灘羊肉在橫向弛豫時間T2圖譜上都有3 個特征峰，第一個峰的弛豫時間在0.1～10 ms（T21），T21代表結合水；第二個峰的弛豫時間在10～100 ms（T22），T22代表不易流動水；第三個峰的弛豫時間在100～1 000 ms（T23），T23代表位于肌原纖維之間的自由水。T22峰值最高，這是由于不易流動水被困在肌纖維內網絡中，這意味著灘羊肉中的水分大多以不易流動水的形式存在，隨著成熟時間的延長T22峰值變化最明顯且呈現縮小趨勢，其中LPS處理組的縮小趨勢明顯高于對照組，說明其保水性較差。

圖7 灘羊宰后成熟期間水分弛豫時間變化Fig. 7 Changes in water transverse relaxation time during postmortem aging of Tan sheep meat

宰后灘羊肉成熟過程中的弛豫時間T2的變化如圖8所示，隨著成熟時間延長，橫向弛豫時間T21無明顯變化，表明結合水不受成熟時間的影響，T22呈下降趨勢，T23的下降趨勢較為明顯，不易流動水和自由水弛豫時間明顯縮短，表明流失的水分主要是自由水和不易流動水。

圖8 灘羊宰后成熟期間弛豫時間T2的變化Fig. 8 Changes in relaxation time T2 during postmortem aging of Tan sheep meat

2.9 灘羊肉宰后成熟過程中嫩度的變化

嫩度是衡量肉品質量的重要參數，通常用剪切力來表征。剪切力越小，則嫩度越大。由圖9可知，在宰后0～72 h，灘羊肉的剪切力整體呈下降趨勢，其中6～72 h內LPS處理組顯著下降（P＜0.05）；對照組在6～24 h內顯著下降（P＜0.05），其余成熟時間變化不顯著（P＞0.05）。在宰后同一成熟時間，6 h的LPS處理組剪切力高于對照組，差異不顯著（P＜0.05），12、24 h和72 h的LPS處理組剪切力顯著低于對照組（P＜0.05）。

圖9 宰后灘羊肉成熟過程中剪切力的變化Fig. 9 Changes in shear force during postmortem aging of Tan sheep meat

2.10 灘羊肉宰后成熟過程中MFI的變化

MFI是表征肌原纖維完整性和肉嫩度的重要參數[24]。由圖10可知，在宰后成熟過程中，灘羊肉的MFI整體呈現顯著上升趨勢（P＜0.05），表明肌原纖維蛋白降解程度較高；LPS處理組的上升趨勢顯著高于對照組（P＜0.05），72 h LPS處理組的MFI是0 h的3.35 倍，表明LPS處理促進了肌纖維蛋白的降解。

2.11 線粒體損傷與灘羊肉嫩度的相關性分析

灘羊宰后成熟期間線粒體損傷與嫩度指標變化之間的Pearson相關性分析如圖11所示。線粒體膜電位與MPTP開放程度、線粒體腫脹程度、pH值、剪切力、MFI呈現極顯著正相關性（P＜0.01），與T2弛豫時間呈現顯著正相關性（P＜0.05），與ROS相對含量、蒸煮損失率呈現極顯著負相關性（P＜0.01）；MPTP開放程度與線粒體腫脹程度、pH值、剪切力、MFI呈現極顯著正相關性（P＜0.01），與T2弛豫時間呈現顯著正相關性（P＜0.05），與ROS相對含量、蒸煮損失率呈現極顯著負相關性（P＜0.01）；線粒體腫脹程度與pH值、剪切力、MFI呈現極顯著正相關性（P＜0.01），與ROS相對含量、蒸煮損失率呈現極顯著負相關性（P＜0.01）；ROS相對含量與蒸煮損失率呈現極顯著正相關性（P＜0.01），與pH值、剪切力、MFI呈現極顯著負相關性（P＜0.01），與T2弛豫時間呈現顯著負相關性（P＜0.05）；pH值與剪切力呈現極顯著正相關性（P＜0.01），與MFI呈現顯著正相關性（P＜0.05）；與蒸煮損失率呈現顯著負相關性（P＜0.05）；T2弛豫時間與MFI呈現顯著正相關性（P＜0.05），與蒸煮損失率呈現顯著負相關性（P＜0.05）；蒸煮損失率與剪切力、MFI呈現極顯著負相關（P＜0.01）；剪切力與MFI呈現顯著正相關（P＜0.05）。

圖11 宰后灘羊肉成熟過程中線粒體損傷與嫩度的相關性分析熱圖Fig. 11 Heatmap for correlation between mitochondrial damage and tenderness during postmortem aging of Tan sheep meat

相關性分析結果表明線粒體膜電位、線粒體腫脹程度、MPTP開放程度、ROS相對含量與pH值、T2弛豫時間、蒸煮損失率、剪切力、MFI之間存在顯著的相關性，即線粒體損傷程度與嫩度指標呈現正相關，表明隨著線粒體損傷的加劇，嫩度提升。魏起超[6]通過研究不同部位牛肉線粒體損傷與嫩度的關聯性，發現粒體損傷與嫩化同時發生，且線粒體損傷越嚴重，嫩度越好。

3 討 論

MPTP的低通透性開放對維持線粒體和細胞的正常生理功能是不可或缺的，而高通透性的MPTP開放則會引起線粒體膜電位的降低、ATP耗竭、線粒體膜通透性增加等一系列線粒體結構變化[25-26]。在本研究中，ROS水平呈現上升趨勢，MPTP開放程度逐漸增大，線粒體膜電位持續降低。這可能是LPS處理使得ROS水平不斷升高，ROS可能通過誘導MPTP的開放和線粒體膜電位的下降造成線粒體損傷。

本研究中肌肉pH值下降并達到極限pH值，蒸煮損失率呈現上升趨勢。這可能是由于宰后內環境改變切斷了與外界的聯系，有氧呼吸轉變為糖酵解生成乳酸使機體pH值降低，肌肉蛋白質的凈電荷數量也隨之減少，因此蛋白質之間的排斥力也隨之減弱，使蛋白質間的空隙變小并將間隙間的水分擠出，造成肌肉的失水率增加，保水性變差[27]。宰后灘羊肉的硬度、咀嚼性、內聚性均呈先升后降趨勢，彈性整體呈現下降趨勢，這與孫志昶[28]的研究結果一致。可能是宰后缺血缺氧環境的會產生大量乳酸，導致pH值降低至蛋白質等電點，相關蛋白質發生變性，使灘羊肉的咀嚼性和內聚性升高。嫩度是影響消費者滿意程度重要因素，常用剪切力來表示嫩度[29]。MFI可以體現肌肉細胞內部肌原纖維降解程度和骨架蛋白的破壞程度，MFI越大，說明原結構破壞越嚴重，肌肉的嫩度越高[31]。故剪切力和MFI是表征肌肉嫩度的重要指標。Kriese等[31]證實了雞肉剪切力降低的同時嫩度有所提升。孫志昶[28]研究發現宰后不同部位牦牛肉的MFI總體呈現上升趨勢，牦牛肉嫩度也有所提升。這與本研究結果一致，表明宰后成熟過程中灘羊肉嫩度改善。即宰后成熟過程中肌原纖維的結構改變縮短了肌肉蛋白分子間隙，造成肌肉的失水率增加保水性變差，促進肌原纖維小片化進程，導致灘羊肉嫩度改善。

4 結 論

宰后成熟過程中，LPS處理組和空白組MPTP持續開放；ROS相對含量、蒸煮損失率、MFI呈現上升趨勢；線粒體膜電位、pH值、彈性、T22峰面積、剪切力呈現下降趨勢；硬度、咀嚼性和內聚性呈先升后降趨勢。結果表明，宰后肌細胞內氧化穩態打破，造成ROS含量上升，進而通過誘導MPTP的開放和線粒體膜電位的下降造成線粒體損傷，而LPS處理加重了這一結果；同時存在肌原纖維的結構改變從而縮短肌肉蛋白分子間隙，造成肌肉的失水率增加和保水性變差，促進肌原纖維小片化進程，導致灘羊肉嫩度改善。結合相關性分析可知，灘羊宰后成熟過程中線粒體損傷與嫩化同時發生，且線粒體損傷越嚴重，嫩度越好。