質膜Na+/H+逆向轉運蛋白SOS1 在植物離子穩態平衡中的作用

朱業勝 伍國強 魏明

（蘭州理工大學生命科學與工程學院，蘭州 730050）

土壤鹽分對作物生長發育和產量造成重大影響，過量Na+對植株產生毒害作用，如導致離子穩態失衡、細胞毒性、代謝紊亂、氧化損傷等，進而引起植物形態、生理生化和分子水平上一系列變化，最終造成植物光合作用減緩和生產力降低［1-2］。植物在長期適應鹽脅迫過程中，逐漸進化出一系列耐受和抵抗鹽離子的調控機制，包括Na+外排、Na+區隔化、滲透平衡和抗氧化系統等［3-5］。

維持體內離子穩態是植物適應鹽漬環境的主要策略之一。在鹽脅迫下，植物通過離子泵、載體和通道等多種轉運蛋白進行跨膜離子轉運和調控離子的凈流入量，以維持細胞內外離子穩態［6-8］。SOS（salt overly sensitive）信號通路是植物響應非生物脅迫的主要信號途徑［9］，主要由質膜Na+/H+逆轉運蛋白SOS1、絲氨酸/蘇氨酸類蛋白激酶SOS2、鈣感應器SOS3 或類SOS3 蛋白（SCaBP8）組成（圖1）。在鹽脅迫下，胞內產生或釋放出大量Ca2+，SOS3 接收Ca2+信號后，與SOS2 形成具有激酶活性的SOS3?SOS2 復合體，使SOS1 的C?末端被磷酸化并激活其Na+外排功能，從而維持胞內外離子平衡［10］。

圖1 SOS1 響應鹽脅迫示意圖Fig. 1 Diagrammatic presentation of SOS1 response to salt stress

SOS1 作為質膜Na+外排蛋白，廣泛存在于高等植物，通過對其遺傳、生理生化和分子鑒定分析發現，該蛋白在離子穩態調控中發揮重要作用［11-12］。與液泡Na+/H+逆轉運蛋白（tonoplast Na+/H+antiporter,NHX）相比，SOS1 對K+不敏感，并在細胞Na+穩態中發揮獨特的生理作用，過表達SOS1已被證明可以提高植物的耐鹽性，而破壞或干擾SOS1的表達則會導致鹽生植物耐鹽性的喪失［13］。因此，SOS1介導Na+外排可能是提高植物耐鹽性的重要決定因素。然而，SOS1 調控離子穩態的機制比我們了解的要更為復雜，故而明確區分植物滲透脅迫和Na+脅迫反應，識別鹽脅迫感知的上游通路和分子過程至關重要［14］。本文以SOS1 的結構、表達調控機制、生物學功能、調控離子穩態平衡及與植物耐鹽性關系等方面的研究為切入點，對其在植物離子穩態平衡中如何發揮作用加以綜述，并對其未來研究方向進行展望，以期為農作物抗逆性遺傳改良提供理論支持和優異基因資源。

1 SOS1 發現、結構和分類

1.1 SOS1發現

Zhu 等［15］通過甲基磺酸乙酯（ethyl methyl sul?fone, EMS）誘變和正交試驗法從擬南芥（Arabidopsis thaliana）種子庫中篩選到鹽超敏感型（salt overly sensitive）突變體sos1。Shi 等［16］采用圖位克隆法鑒定到擬南芥AtSOS1基因，將其轉化到sos1?1突變體中可恢復其鹽敏感表型，并發現AtSOS1與位于細菌和真菌質膜上介導Na+外排活性的Na+/H+逆向轉運蛋白，如粟酒裂殖酵母（Schizosaccharo mycespombe）ShcSOD2、啤酒酵母（Saccharomycescere visiae）Sac?NHA1、大腸桿菌（Escherichia coli）NhaA和產甲烷菌（Methanogens）MetNhaP1等具有很高的同源性。互補實驗進一步證實了編碼該蛋白的基因位于擬南芥第2 號染色體上［17］，SOS1?GFP 融合蛋白的共聚焦成像結果表明SOS1 位于質膜［18］。通過序列分析發現，擬南芥AtSOS1包含23 個外顯子和22 個內含子，編碼1 146 個氨基酸［16］。隨后，人們相繼在棉花（Gossypium hirsutum）［19］、印度南瓜（Cucurbita pepo）［20］、水稻（Oryza sativa）［11,21-22］、小麥（Trit?icum aestivum）［23-24］、甜菜（Beta vulgaris）［25］、蘿卜（Raphanus sativusL）［26］、海馬齒（Sesuvium por?tulacastrum）［27］、菠菜（Spinacia oleracea）［28］、甘蔗（Saccharum officinarum）［29］、 大豆（Glycine m?ax）［30-32］、 文冠果（Xanthoceras sorbifolium）［33］、玉米（Zea mays）［34］、 海島棉（Gossypium barba?dense）［35］等植物中鑒定出編碼SOS1 的基因（表1）。絕大多數SOS1 定位于質膜。不同植物SOS1編碼氨基酸數量差異較大，分布在423-1 169 aa；分子質量在102.50-129.20 kD 之間，等電點在5.85-9.12 之間；親水性平均值（grand average of hydropathicity, GRA?VY）最低為?0.396，最高0.722，絕大多數SOS1 為疏水蛋白。不同植物SOS1 含有6-13 個跨膜結構域（transmembrane domain, TMDs），其中文冠果XsSOS1和黃花草木樨（Melilotus officinalis）MoSOS1 分別含有6 個和8 個跨膜區域。這些結果表明，不同物種SOS1 的結構和理化性質存在一定的特異性，這可能是早期的進化差異所導致的。

1.2 SOS1的結構

SOS1屬于陽離子/H+逆向轉運蛋白（cation/proton antiporter, CPA）超家族，采用電鏡和單粒子重建技術發現該蛋白為同型二聚體［65］。SOS1 結構可分兩個主要區域，一個是疏水N?端的球狀結構，為跨膜（transmembrane, TM）區域，另一個是分布于胞質親水C?端的細長結構化區域（圖2）。在低密度和高密度閾值下的單粒子重建比較表明，SOS1 結構重建的中心區域細分，而在TM 和胞質區域存在一個連續的不透明度，表明該二聚體是通過這兩個結構域的分子間接觸維持穩定［65］。最近研究表明，AtSOS1的TM 結構域包含13 個TM 螺旋（32-450 位氨基酸殘基）（圖2），其二聚體主要是由TM 螺旋之間廣泛的范德華相互作用介導的，這些螺旋中的大多數相關殘基都是疏水的［13］。此外，其胞質結構域被認為是一個中心樞紐，協調不同蛋白的相互作用，以調控細胞應激響應［66］。

圖2 SOS1 蛋白結構示意圖Fig. 2 Structural diagram of SOS1 protein

除了保守的跨膜結構域外，SOS1 的C?末端由3 個結構域組成，包含多達700 個氨基酸殘基，使之成為已知最大的陽離子/H+逆向轉運蛋白，可以與多種逆向轉運蛋白調節因子結合［65］。第1 個結構域跨越526-740 位氨基酸殘基，與擬南芥Na+/H+逆向轉運蛋白AtNHX8 的胞質結構域幾乎相同。第2個結構域為環狀核苷酸結合結構域（cyclic nucleotide binding domain, CNBD）（747-925 位氨基酸殘基），其在植物響應脅迫信號轉導過程中起著重要作用。在無鹽脅迫的情況下，該區域是功能激活區，被C?端（998-1 146 位氨基酸殘基）包圍，折疊區域（925-997 位氨基酸殘基）是無序非保守區域。第3個結構域（998-1 146 位氨基酸殘基）通過一個無序區域連接到第2 個結構域，C?端胞質區域形成了2個具有較高密度閾值的不同區域，這些區域將被重新排列和激活［31,65］。因此，調控區域應該是靈活的，可能是部分無序，而這些轉運體之間的差異主要反映在二聚體上的相互作用模式上。Asn440、Pro740、Ser925、Gln998位氨基酸殘基的C?端末端均具有一個被SOS2?SOS3 復合物識別的保守磷酸化位點（圖2）。在細胞膜上，SOS3 與SOS2 可形成一個復合物，激活SOS1［10］。這些結構域的連接區域對所有物種不一定都是一致的。

隨著進一步的研究，Nú?ez?Ramírez 等［65］提出了一個SOS1 結構調控模型。SOS1 的胞質部分在功能上可分為激活區和抑制區，激活區和抑制區之間的相互作用可以變構調節SOS1 的活性［67］。SOS1實際上由胞質結構域遠端區域連接到TM 結構域的子域構成，該結構模型為信息傳遞提供了基礎，而其二聚體結構提供了一個穩定的、龐大的三維支架，作為整合來自不同途徑的信號并調節Na+轉運的對接平臺［65］，但這種過程的詳細機制仍需要進一步揭示。隨著更深入的研究，Wang 等［13］通過測定擬南芥SOS1 的高分辨率冷凍電鏡（Cryo?electron microscopy, Cryo?EM）結構，揭示了其結構和亞基排列。發現與經典的Na+/H+逆轉運蛋白結構不同，SOS1 包含一個大的細胞內結構域，包括α-CTD（α-helix?rich cytoplasmic domain）（458-722 位氨基酸殘基）、CNBLD（cyclic nucleotide?binding domain?like domain）（732-883 位氨基酸殘基）、β-CTD（β-sheet?rich cytoplasmic domain）（888-972 位氨基酸殘基），最后174 個殘基包含SOS1 的自抑制結構域，在Gryo?EM 圖譜中基本上未被分辨，這進一步表明該片段本質上是無序的［13］。

1.3 SOS1的分類

為探究不同植物SOS1 的保守性和進化關系，采用MEGA 11.0 軟件對植物SOS1 編碼氨基酸序列進行多重比對，并通過鄰接法（neighbor?joining,NJ）構建系統發育樹（圖3）。根據氨基酸序列相似性和結構保守性，可將SOS1 分為I、II 和III 簇，分別含有3、7 和43 個成員。I 和II 簇中成員較少，III 簇成員最多。結果表明，大豆GmSOS1 與綠豆（Vigna radiata）VrSOS1 同源性較高，與黃花草木樨MoSOS1 為第I 簇。灰胡楊（Populus pruinosa）PpSOS1 與胡楊（Populus euphratica）PeSOS1、 葡萄（Vitis vinifera）VvSOS1 與白樺（Betula platyphyl?la）BpSOS1 的同源性很高，它們與木欖（Bruguiera gymnorhiza）BgSOS1、 黃 瓜（Cucumis sativus）Cs?SOS1 和篦麻（Ricinus communis）RcSOS1 同分布在II 簇。甜菜BvSOS1 位于III 簇，與藜麥（Chenopodium quinoa）CqSOS1 同源性很高；陸地棉（Gossypium hirsutum）GhSOS1、海濱錦葵（Kosteletzkya virginica）KvSOS1、白刺（Nitraria tangutorum）NtSOS1 和霸王（Zygophyllum xanthoxylon）ZxSOS1 在進化時間上更早，小麥與節節麥（Aegilops tauschii）AtASOS1 在進化時間上則更晚，獐茅（Aeluropus littoralis）AlSOS1和海草（Cymodocea nodosa）CnoSOS1 在進化上的變化較大。I、II 簇的成員均來自雙子葉植物，III 簇中超過一半的成員為雙子葉植物。對單、雙子葉植物SOS1 蛋白序列同源性分析發現，不同植物物種間SOS1 蛋白存在較大差異；相對于雙子葉植物，多數單子葉植物SOS1 序列同源性更為相近，且全部分布于III 簇。此外，處于同一簇的成員具有更高同源性，其保守結構和功能也較為相似。由此表明，處于同一簇SOS1 蛋白可能在不同植物中發揮相近的功能，各聚類間的分化可能發生在進化的早期。

圖3 植物SOS1 基因家族系統發育樹Fig. 3 Phylogenetic relationship of plant SOS1 gene family

2 SOS1 的調控機制

2.1 SOS1轉錄和蛋白互作調控

SOS1轉錄水平受到不同脅迫因素（如鹽、滲透脅迫等）的影響。在鹽脅迫下，過表達山丹（Lilium pumilum）LpSOS1的擬南芥中與脅迫相關基因（AtSOS2、AtSOS3、AtNHX、AtCIPK8和AtHKT1;1）的轉錄水平顯著高于野生型植株，表明其可通過調控植物生長發育過程中與鹽脅迫相關基因的表達以響應鹽脅迫［62］。小麥經過長時間的人工栽培，多倍體小麥TaSOS1表達量的上調與其耐鹽性變化呈正相關。轉基因植株的轉錄分析和GUS 染色分析結果均表明，與正常條件相比，鹽脅迫下TaSOS1在根和葉片中表達顯著上調［68］。此外，SOS1 受到鹽和滲透脅迫響應的信號分子以及環核苷酸的調控，以調控植物的環境適應性［32］。鹽脅迫下海馬齒SpSOS1的表達上調也受ABA 信號途徑誘導［27］。植物SOS1在NaCl 脅迫下表達上調，但在sos3或sos2突變株中被減弱，表明SOS1 是受SOS3/SOS2 通路調控的［16］。在SOS 信號通路中，SOS3 作為Ca2+受體或靶蛋白，SOS2 作為Ca2+效應因子，蛋白激酶在Ca2+的調控下形成一個精準的調控網絡。SOS 通路是SOS3/ SOS2 調控的重要靶點之一［69-70］，SOS2也是SOS 信號通路的中間樞紐，參與調控植物細胞Na+平衡［71-72］。值得注意的是，SOS1的轉錄受到晝夜節律的調控，在過表達SOS1的轉基因擬南芥中，鹽脅迫下SOS1 蛋白的積累發生在日循環中［73］。這表明，在鹽脅迫響應期間SOS1的表達受晝夜循環和生物鐘的調節，使得植物能夠預測并有效地響應白天蒸騰作用引發的脫水、干旱和鹽脅迫。

除此之外，蛋白質相互作用對SOS1 活性具有調控作用。SOS1 與其他蛋白（WRKY、HIS1?3、PP2C.D6、PP2C.D7 和14?3?3 蛋白家族等）相互作用，可抑制或激活SOS1 活性。例如在NaCl 處理下，木槿花（Hibiscus cannabinus）HcWRKY44轉基因植株中SOS1被正向誘導［74］。最近研究表明，HIS1?3和WRKY1作用于SOS 信號通路上游，WRKY1 誘導3 個SOS表達，而HIS1?3通過競爭SOS1啟動子上的WRKY1結合位點來抑制SOS1和SOS3的表達［75］。由此表明，HIS1?3和WRKY1通過轉錄調控SOS 信號通路來負調控擬南芥的耐鹽性。另外，轉錄因子CabHLH035 可以直接與CaSOS1和CaP5CS啟動子結合，并正向激活其表達［76］。值得一提的是，調控因子PP2Cs（PP2C.D6 和PP2C.D7）通過直接與SOS1 的C?端747-925 位氨基酸區域相互作用，負向調控SOS1［77］。在AXT3K 酵母菌株中，PP2C.D6或PP2C.D7 與SOS1D998共表達，在150 mmol/L NaCl處理下顯著抑制其生長，表明PP2C.D6 和PP2C.D7可以直接抑制SOS1 活性［77］。此外，SOS1 的C?端結構域與一些蛋白發生物理作用，其中大部分屬于14?3?3 蛋白家族。在正常條件下，SOS2 活性被14?3?3 蛋白抑制，阻止其激活SOS1，抑制SOS 信號通路；而在鹽脅迫下，14?3?3/SOS2 復合物解離，SOS2 恢復其催化活性［78］。同樣的，在正常條件下，GIGANTEA（GI）蛋白抑制SOS2 的活性，而鹽脅迫導致GI 蛋白的降解［79］。除了這些激活機制外，SOS信號通路還會使調節系統失活。當鹽脅迫被去除，BIN2 作為一種糖原合成酶激酶3（glycogen synthase kinase?3, GSK3），是油菜素內酯（brassinosteroid,BR）信號通路的中心成分，會磷酸化SOS2 上的Thr172殘基，抑制SOS2 活性，并通過BES1/BZR1介導的轉錄網絡促進植物生長［80］。這些結果表明，SOS1轉錄水平受到不同脅迫條件以及晝夜節律的調控，與其他蛋白相互作用，抑制或激活SOS1 的轉運活性，使得植物能夠識別和有效地響應干旱、鹽脅迫和時間環境變化等。

2.2 Ca2+對SOS1的調控

胞內Ca2+濃度變化是對各種刺激的早期反應之一，Ca2+轉運元件積極地維持這種通量和穩態平衡［81］。胞內高濃度Na+可觸發胞質的Ca2+信號，由SOS3 解碼后以Ca2+依賴的方式與SOS2 相互作用后激活SOS2 的激酶活性（圖1），進而有效調控SOS1活 性［10,82］。OSCA1（hyperosmotic?induced［Ca2+］iincrease 1）是一種Ca2+滲透性陽離子通道蛋白，在高滲應激誘導中起重要作用［83］。與野生型相比，擬南芥osca1突變體胞質Ca2+較低，且其蒸騰作用緩慢及根系發育遲緩［84］。質膜糖基肌醇磷酰神經酰胺鞘脂（glycosyl inositol phosphoryl ceramide sphingolipids, GIPCs）的葡糖醛酸基轉移酶在鹽脅迫下可通過與Na+結合以及調控Ca2+內流通道來感知離子脅迫信號，從而調控胞質中Ca2+濃度增加［85］。SCaBP8 和SOS3 具有相似的功能，均作為Ca2+信號的傳感器和解碼蛋白，可以識別和解碼Ca2+信號，Ca2+結合SOS3 或SCaBP8，激活SOS2 并在質膜上發揮功能［86］。鹽脅迫可誘導SCaBP8的表達增加，但SOS3的表達水平沒有明顯變化，這可能是由于2個基因之間表達位置的差異所致［86］。此外，sos3突變體的鹽敏感表型主要表現在根中，而scaup8突變體的鹽敏感表型為地上部生長明顯受到抑制［87］。高濃度Na+和Ca2+對SOS1 具有激活作用。在鹽脅迫下，水稻和擬南芥SOS1表達量增加；在高鹽環境下小麥TaSOS1轉錄水平增加，細胞內Na+水平升高可觸發胞質Ca2+信號，從而激活SOS1 的Na+/H+轉運活性［24,82］。

在鹽脅迫下胞質Ca2+能有效改變Na+、Ca2+和K+的積累速率，最為明顯的代表是Ca2+促進K+通道的開放和根質膜對K+的吸收，這主要是因為Ca2+能降低質膜對Na+的滲透性，由此減少Na+被動積累［88］。因此，添加一定濃度的Ca2+可以降低植物的細胞毒性，這是減輕鹽脅迫引起的植物損失的最重要的因素［88］。這些結果表明，Ca2+具有調控SOS1活性的作用。

2.3 SOS1磷酸化和自抑制調控

Na+外排是一個能量依賴的過程，由H+?ATPase和焦磷酸酶（pyrophosphatases, H+?PPase）催化增加所驅動蛋白的磷酸化是調節SOS1 活性的主要途徑［89-90］。Ca2+依賴性蛋白激酶SOS2?SOS3 復合物上調SOS1 活性，SOS1 通過一個C?末端自抑制結構域維持在處于具有基礎活性的靜息狀態，該結構域是SOS2?SOS3 的靶點。自抑制結構域與SOS1 相鄰的結構域在分子內相互作用，SOS2?SOS3 磷酸化自抑制結構域后，解除SOS1 的自抑制狀態，而SOS2 磷酸化和識別位點的突變在體內和體外都阻礙了SOS1的激活［66］。

SOS1 的N?端TMD 下游區域包含一個功能域和自抑制域，該部分通過一個連接區域連接，自抑制域和連接區域對于SOS1 活性的調控至關重要［91］。在正常條件下，擬南芥SOS1 和SOS2 均處于自抑制狀態。SOS1 自抑制區通過與功能域相互作用抑制自身活性，保持SOS1 活性抑制水平［65］。當感知到鹽脅迫信號時，SOS2 及其復合物與SOS1 自抑制域Ser1136和Ser1138位保守絲氨酸磷酸化位點結合，解除SOS1 自抑制域對功能域活性的抑制［55,66］。這一過程解除自抑制作用并激活SOS1。在SOS1 序列中被SOS2 磷酸化的Ser1136/Ser1138位點突變為一個Ala殘基，該研究模擬了SOS1 的非磷酸化狀態，表明其保守磷酸化位點的突變也降低了對鹽脅迫的耐受性［86］。SOS1 連接域的缺失會影響蛋白激酶的調控，導致SOS1 活性的部分喪失［87,91-92］。另外，SOS1 的胞質部分包含一個自抑制的C?末端，其被SOS2 靶向觸發其轉運活性，在鹽脅迫下磷脂酸（phosphatidic acid, PA）在胞質中積累并與活性MPK6 結合，反過來磷酸化SOS1 的C?端，從而激活SOS1［35］。最近研究表明，SOS 互作蛋白5（SOS interaction protein 5,SIP5）也可能通過影響SOS1 的磷酸化或去磷酸化過程來調控SOS1 活性［35］，CBL10/SCaBP8 對質膜H+?ATPase 活性也有類似的抑制作用［93］。Wang 等［13］鑒定了SOS1 中兩個由H1007?I1017 和L1030?V1048組成的短片段，根據它們的二級結構，分別稱為C?環和C?螺旋，這兩個片段參與了與α-CTD 和CNBLD 廣泛的分子內或分子間相互作用，協同參與SOS1 活性的調控，而具有大側鏈殘基的C?環和C?螺旋可能對C?端尾部的自抑制調節起重要作用，而且激活的SOS1 具有高度靈活的胞內結構域，而不是在抑制狀態下發現的緊密排列的結構域。因此，SOS1 通過C?端磷酸化、C?端截短和C?環缺失來激活，可能是胞內結構域的分子內和分子間相互作用破壞所導致的［13］。

此外，SOS1 活性的動態調節還通過各種生化過程實現，如改變基因表達、修飾mRNA 穩定性和通過可逆磷酸化的翻譯后修飾［94］。在鹽脅迫下，SOS2通過磷酸化介導SCaBP8 與AKT1（ArabidopsisK+transporter 1）的分離，緩解植物對K+攝取的抑制作用，并穩定質膜SOS2?SCaBP8 蛋白復合物［95］。因此，SOS2 通過與SCaBP8 的磷酸化調控，激活AKT1 和SOS1 的活性，從而調節細胞內Na+/K+的動態平衡。所以，僅單一SOS 成員的缺乏顯著增加了鹽敏感性，磷酸化和去磷酸化是SOS1 活性的重要調控機制。這些結果表明，磷酸化和自抑制調控是SOS1 活性的重要調控方式。

2.4 離子轉運載體與SOS1協同調節離子穩態平衡

鹽脅迫下，植物通過激活多種信號通路和離子轉運體來調控離子動態平衡［69,96］，離子轉運體如NHX、AKT1 和HKT 與SOS1 協同調節離子穩態平衡。當植物將胞質Na+水平保持在10-50 mmol/L 時，首先是通過質膜H+?ATPase 產生質子動力驅動SOS1，將胞質中Na+排出到環境中［90］。越來越多證據表明，HKT1 和SOS1 的相互作用對賦予植物的耐鹽性至關重要［97］。在鹽生植物中，SOS1 與HKT1;5 協同作用，將Na+轉移到地上部；在甜土植物中，HKT1;5調控Na+外排，與SOS1 功能相匹配，以減少木質部中Na+裝載［98］。小花堿茅（Puccinellia tenuiflora）鹽敏感突變體sos2和sos3中，HKT1突變可以部分恢復鹽敏感表型，表明HKT1 可能與SOS 通路一起調節細胞內Na+/K+穩態［64］。而維持K+/Na+穩態，可以減輕細胞損傷和生長抑制［99］。另外，用150 mmol/L NaCl 處理8 和12 h 不同品種甜高粱（Sorg?hum bicolor）時發現，其NHX和SOS1轉錄水平顯著增加，但AKT1轉錄下降，由此推測AKT1 和SOS1協同促進甜高粱Na+穩態對鹽濃度升高的響應［100］。Li 等［25］研究發現，BvAKT1、BvHAK5、BvHKT1;5、BvSOS1 和BvNHX1 在整株水平協同調控K+和Na+穩態中起重要作用。另外BvNHX5 與CBL 和CIPK相互作用，表明BvNHX5 可能是鹽脅迫下參與CBL?CIPK 途徑的主要NHX［71］。這些結果表明，SOS1 與離子轉運體協調調控植物體內的離子穩態。

3 SOS1 的生物學功能

3.1 SOS1介導Na+外排

介導Na+外排是SOS1 的重要功能。本質上，SOS 信號通路依賴于SOS1、SOS2和SOS3的協同作用，以有效地外排和區隔化過多Na+［29］。而SOS1顯著高表達與調控不同鹽脅迫條件下Na+的卸載和裝載來抵抗Na+毒性有關［101］。擬南芥AtSOS1優先在根尖表皮細胞表達，其介導Na+外排的功能對保護根分生組織至關重要［18］。由此說明，不耐鹽植物SOS1 在應對鹽脅迫時，外排Na+可能作為優先策略。番茄（Solanum lycopersicum）SlSOS1 能夠介導Na+外排，鹽脅迫下slsos1突變株系根和葉中大量積累Na+［102］。同樣地，小麥TaSOS1在耐鹽幼苗根中的表達水平高于鹽敏感型［24］，這可能是因為植物根系需要排出更多的Na+。Fraile?Escanciano 等［89］研究表明，小立碗蘚（Physcomitrella patens）PpSOS1介導Na+外排是由其膜內外建立的ΔpH 驅動，與AtSOS1 一樣，PpSOS1 介導Na+/H+逆向轉運，這一結果進一步支持了“SOS1 介導植物細胞中Na+外排”的結論。另外，SOS1 必須至少在成熟根的一些外周組織中發揮作用，以使Na+從根尖胞質擴散到成熟根胞質，從而降低根尖Na+濃度［2］。有證據表明，GmSOS1 功能的缺失導致大豆植株對鹽脅迫超敏感，這與根系中Na+的過量積累有關［32］，栽培水稻Na+外排則依賴于SOS1 的介導［103］。然而，與單獨表達SpSOS1或SpAHA1（一種PM H+?ATPase）的轉基因植株和野生型植株相比，共表達SpSOS1和SpAHA1的擬南芥根具有更高的Na+和H+逆向交換活性，表明SpSOS1 和SpAHA1 協同作用增加Na+外排［104］。此外，水稻經過長時期的人工選擇，具有多種優良特性。耐鹽栽培稻品種比野生稻品種在更大程度上依賴質膜Na+外排機制來抵御鹽脅迫，并且OsSOS1在根細胞的Na+外排作用更加顯著，耐鹽栽培水稻品種主要依靠細胞Na+外排來調節離子穩態，而野生水稻則依靠Na+外排和液泡Na+區隔化作為應對過量Na+的有效策略，這可能是耐鹽栽培稻品種與野生稻品種的SOS1 在結構及功能上的差異所致，但仍須進一步驗證［21］。在六倍體小麥中，鹽脅迫下TaSOS1?D轉錄水平在地上部受到抑制，而在根中誘導，這是因為TaSOS1?D在根系中的表達增強并將Na+外排到外部土壤環境中，為六倍體小麥對Na+的吸收提供第一個屏障［68］。這些研究表明，SOS1 通過介導質膜上的Na+/H+轉運，將細胞內過量的Na+外排以減少其在細胞內的積累，從而維持細胞的離子穩態平衡。

3.2 SOS1介導Na+長距離運輸

SOS1 另外一重要功能是介導Na+從根到地上部的長距離運輸［18］。Na+進入木質部潛在機制有兩種：（i）位于木質部-營養組織界面的Na+滲透離子通道介導的被動裝載；（ii）SOS1 介導的主動裝載Na+［105］。Shi 等［18］根據AtSOS1表達模式和其突變植株的生理特性研究發現，AtSOS1 調控Na+長距離轉運。在重度鹽脅迫下，SOS1 從木質部汁液中卸載Na+；而輕度鹽脅迫下，SOS1 將Na+裝載到木質部［18］。Olías 等［102］發現木質部薄壁細胞中較高Na+濃度和相對去極化的質膜更加有利于Na+進入木質部，這說明Na+進入木質部可能是由離子被動負載引起的。Foster 等［2］建立的數學模型發現，低鹽脅迫下并不需要通過SOS1 逆向轉運Na+，而且在任何模擬的外部NaCl 濃度下都未發現SOS1 能夠從木質部蒸騰流中卸載Na+的證據，這也可以用Shi 等［18］發現的SOS1 在根系不同區域的競爭功能來解釋他們提出的可逆裝載Na+的結論。盡管缺乏直接的實驗證據，但通過SOS1 逆向轉運Na+的解釋仍然得到更多的認可。在水稻sos1功能缺失突變體表現出異常的鹽敏感性，這與過量的Na+攝入和木質部Na+裝載功能損傷相關［22］，表明SOS1 控制根Na+凈吸收和長距離運輸到地上部。此外，在耐鹽植物中，SOS1 響應鹽脅迫的機制可能更偏向于介導Na+長距離輸運，進而將Na+區隔化至液泡。Li 等［25］發現，在高鹽脅迫下嗜鹽作物甜菜BvSOS1四倍體表現出比二倍體更強的Na+從根到地上部長距離轉運能力。這些結果表明，SOS1 在Na+的長距離運輸過程中起著重要的作用。

3.3 SOS1參與氧化應激

鹽脅迫會破壞活性氧（reactive oxygen spe?cies, ROS）的穩態，導致植物中ROS 的過量產生，從而損害蛋白質、脂質和DNA［7］。植物已進化出一系列抗氧化防御系統來保護其免受氧化損傷，如超氧化物歧化酶（superoxide dismutase, SOD）、過氧化氫酶（catalase, CAT）和過氧化物酶（peroxidase,POD）可降解細胞中ROS，從而保護細胞膜，避免脂質過氧化［35］。

RCD1（radical?induced cell death 1）是一種響應ROS 的重要蛋白，涉及葉綠體和線粒體的氧化還原信號，并與植物發育過程或響應脅迫的轉錄因子相互作用，如與SOS1 互作參與氧化脅迫響應，清除ROS 相關基因的表達也受到RCD1 和SOS1 的調控［106］。Katiyar?Agarwal 等［106］通過遺傳學證實了SOS1 在調節氧化應激反應中的作用，atsos1突變體植株在鹽脅迫下表現出ROS 的過度積累，并對外源施加H2O2更為敏感，通過酵母雙雜交試驗分析發現，在應激條件下SOS1 與RCD1 相互作用。進一步研究發現，AtSOS1 在氧化應激中的作用主要由AtRCD1介導，在鹽和氧化脅迫下，AtSOS1 通過其胞質C?端與AtRCD1 相互作用［62,107］。在鹽脅迫或氧化應激條件下，RCD1 的亞細胞定位發生了改變，一些與氧化應激耐受性相關的基因同時受到RCD1 和SOS1的調控，而rcd1和sos1突變體對耐鹽表型表現出疊加效應，在2 個突變體中，ENH1（enigma homolog 1）和SOD基因表達的變化至少部分解釋了突變體對H2O2敏感性的增強［106］。

雖然沒有證據表明SOS1 能直接調控ROS 水平以及抗氧化酶活性，但SOS1 能響應氧化脅迫并在此過程中發揮重要作用。如在海馬齒中，SpSOS1 除增加Na+外排來維持K+穩態外，還能顯著保護質膜免受氧化損傷［104,108］。另外，與atsos1和WT 植株相比，在擬南芥中過量表達LpSOS1能大幅降低丙二醛（malondialdehyde, MDA）的積累量，而且SOD、CAT 和POD 活性顯著升高，這表明LpSOS1和TaSOS1在氧化應激反應中起著重要作用［62,107］。此外，采用DCFDA（dichlorofluorescin diacetate）分析WT 和OsSOS1轉基因植株根系的外質體ROS 水平發現，野生型植株在鹽脅迫下積累了高水平的ROS，轉基因株系根細胞中的ROS 更少，相關的氧化損傷更低［11］。這可能是Na+吸收減少使轉基因植株的根具有更佳的離子穩態，從而減少ROS 的產生。另外，在鹽處理下，gbsos1沉默海島棉植株中H2O2的積累多于對照植株，在高濃度NaCl 條件下，沉默植株的SOD、POD 和CAT 活性顯著降低，表明降低海島棉植株中GbSOS1的表達會影響其抗氧化系統［35］。這些結果表明，SOS1 通過調控抗氧化酶相關基因的表達及抗氧化酶活性以響應氧化應激。

3.4 SOS1調節細胞內pH值平衡和維持植物的晝夜節律

細胞內離子穩態和pH 平衡是維持植物正常生長發育和響應環境脅迫的基礎。為了更好地適應環境變化，植物進化出復雜的內源性計時系統，稱為生物鐘，其在不同的植物脅迫反應中起著不可或缺的作用［82,109］。pH 穩態紊亂嚴重影響細胞器的形態結構和功能活性，細胞代謝、蛋白質穩定性、離子通道活性和囊泡運輸等都依賴于胞內穩定的pH 環境［110］。與野生型相比，擬南芥atsos1突變體導致胞質和液胞的pH 降低［111］，敲除SOS1可導致質膜Na+/H+交換活性降低，H+流入細胞質的能力減弱，進而引起胞質堿化［112］。另外，SOS1 介導Na+外排的同時，引起胞外H+流入胞質導致pH 降低，而細胞質酸化有利于代謝活動的正常進行［112］。然而，當SOS1突變或其Na+/H+的轉運活性被抑制時，擬南芥根部H+內流受到抑制，其pH 值升高和細胞質堿化［113］。在NaCl 脅迫下atsos1細胞質pH 值顯著高于液泡，細胞中與pH 值調節相關的基因AHAA1和AHA2的表達量均明顯下降［111］。這表明SOS1 可以通過調控細胞中與pH 調節相關基因的表達來維持細胞的pH 穩態。

值得注意的是，植物耐鹽性還受到晝夜循環的調控。GIGANTEA（GI）是植物生物鐘的核心成分，SOS1 與其相互作用，在每日波動的鹽脅迫水平下實現植物生物鐘的周期補償［114］。每天波動的鹽脅迫水平會反饋到植物的生物鐘。植物通過調節SOS1表達來調控鹽脅迫響應過程中的生物鐘依賴過程［73］。通過免疫共沉淀（co?immunoprecipitation,Co?IP）、雙分子熒光互補（bimolecular fluorescence complementation, BiFC）和Pull?down 技術分析表明，SOS1 與GI 以鹽依賴的方式相互作用，鹽脅迫水平的升高會促進這種作用［114］。這種相互作用使GI 保持穩定，從而防止GI 在升高但非應激鹽脅迫水平下的降解。這些結果表明，SOS1 能調控根細胞中與pH 值調節相關基因的表達，從而調控細胞pH 值穩態，并介導GI 的穩定以維持植物的生物鐘適當基礎波動。

4 SOS1 與植物的耐鹽性

鹽脅迫嚴重抑制植物的生長和發育。高濃度Na+造成土壤溶液高滲透性，抑制植物對水分和礦質營養的吸收［10,115］。胞內Na+積累會產生離子毒性，使植物生長停止甚至細胞死亡，通過增加Na+的外排可以抵抗高鹽脅迫［75］。植物受到鹽脅迫后，Na+毒性被認為是主要的限制因子，而K+作為一個重要的營養元素，在植物生長中起著不可或缺的作用［62］。

植物耐鹽的重要策略是對胞內Na+和K+穩態平衡的調控。鹽脅迫下，Na+拒絕、再分配和區域化等機制與其外排協同作用，調控植物體內Na+平衡。植物從胞質中排除過量的Na+以及維持K+穩態是維持細胞內離子穩態的重要一步，也是不同植物耐鹽性的關鍵決定因素［21,116］。由于Na+和K+之間的理化相似，Na+可以與K+競爭細胞質中生理生化過程的重要結合位點，過量的Na+可以抑制細胞質中與K+相關的酶活性［104］。因此，植物在鹽脅迫下的存活需要維持細胞質中較高的K+/Na+比，限制Na+流入細胞可促進植物在鹽脅迫下的生長。

SOS1 和SOS2 是對維持細胞內Na+和K+穩態至關重要的2 個耐鹽性決定因素［117-118］。首先，SOS1具有介導Na+外排和長距離運輸的功能，有利于維持鹽脅迫下植株中的Na+離子穩態。此外，根組織中SOS1 的活性對于將Na+排除在根細胞質之外至關重要。Foster 等［2］發現，鹽脅迫下SOS1 將Na+裝載到木質部蒸騰流中，除了增加Na+向地上部的輸送外，Na+的裝載確保水向地上部的輸送增加，以抵消與高鹽漬土壤的滲透脅迫。Che 等［19］研究結果表明，與野生型植株相比，GhSOS1?VIGS 轉化棉花植株對鹽脅迫更敏感，根、莖和葉片生長減緩、根系活力不足、Na+含量和Na+/K+比值升高；過表達硬粒小麥（Triticum turgidum）TrSOS1的植株通過維持較高的根活力和葉片相對含水量（relative water content, RWC），降低根、莖、葉的Na+含量和Na+/K+比值，提高了具有GhSOS1?VIGS 幼苗的耐鹽性。

鹽脅迫下單獨過表達SOS1， 如SbSOS1、GhSOS1和AtSOS1的轉基因煙草植株體內維持較高的K+/Na+比，促進植株的生長；而SOS1 缺失會減緩K+從根到地上部的轉運，gmsos1突變體大豆根系中Na+和K+失衡，其脅迫響應機制受損或無法產生對鹽度的全面響應，表明除了Na+外排外，SOS1還有助于維持不同器官的Na+分布，并間接影響其他轉運蛋白的活性，進而提高轉基因植株的耐鹽性［12,32,40,61,119］。花花柴KcSOS1沉默株系生長受到鹽的嚴重影響。沉默KcSOS1破壞了Na+運輸系統，導致在200 mmol/L NaCl 條件下，沉默株系的Na+外排降低，并表現出K+積累的下降，這是由于根木質部汁液對K+的凈吸收降低所致［39］。gbsos1沉默的海島棉植株積累了更多的Na+，對Na+超敏感，而對Li+和K+不敏感；過表達GbSOS1提高了擬南芥和海島棉植株的耐鹽性［35］。這些結果表明，SOS1 是植物鹽分泌和維持K+/Na+穩態的關鍵系統調節因子，對提高轉基因植株的耐鹽性有至關重要的作用。

此外，SOS1 對鹽脅迫下植物細胞的功能、細胞膜完整性及膜轉運活性具有一定的保護作用。鹽脅迫下馬鈴薯（Solanum tuberosum）的光合作用、水分狀態屬性和離子含量與StSOS1表達水平升高有關［120］。通過過表達OsSOS1水稻中的葉綠素含量、細胞膜透性、細胞活力等指標的研究表明，過表達OsSOS1的轉基因水稻植株具有更好的耐鹽性［121］。El Mahi 等［22］的研究進一步證明了SOS1 從木質部薄壁細胞輸出Na+到木質部，從而促進Na+在地上部積累以進行滲透調節。Rao 等［122］研究表明，水楊酸通過調節SOS1轉錄水平，改善番茄植株各種生長、生理參數和抗氧化酶系統，減輕鹽脅迫造成的不利影響。另外，當用RsSOS1和SpSOS1轉化擬南芥時，其NaCl 耐受性提高［26,108］。同樣地，在擬南芥中過表達玉蘭（Magnolia denudata）MdeSOS1顯著提高其耐鹽性［123］。這表明SOS1 使植株具有更健康的特性和更強的耐鹽能力。此外，SOS1 還通過參與氧化應激，使植株具有更強的耐鹽性。在鹽堿環境中植物的光合作用速率降低，導致ROS 的形成，過量的ROS 積累會導致氧化應激［10］。而在鹽脅迫下，SOS1轉基因植株具更高的鹽敏感性和更強的去除ROS 的能力［62,107］，SOS1 提高相關抗氧化酶的活性并減輕氧化損傷，從而減輕鹽毒性［104,108］。值得注意的是，自然變異也會影響SOS1 的活性或表達。SNP?334 和SNP?335 位于具有CCGAC 核心序列的CRT/DRE 順式作用元件中，包含該順式作用元件的啟動子可被CBF/DREB 轉錄因子識別和激活，SlDREB2 是番茄中已知的鹽誘導DREB 轉錄因子，其識別CRT/SRDRE 基序并誘導靶基因的表達［124］。番茄SlSOS1 啟動子的自然變異破壞了SlDREB2 結合的順式作用元件，導致SlSOS1的表達下調，在馴化過程中其鹽敏感性增加［59］。這些結果表明，SOS1是參與植物對鹽脅迫響應的關鍵蛋白，其在維持細胞中Na+穩態，使植物獲得耐鹽性方面起著重要作用。

5 展望

鹽脅迫下，SOS1 在維持植物體內離子穩態中扮演關鍵角色。然而，學術界對SOS1 的功能和調控機理認識還很有限，諸如SOS1 涉及信號通路間的串擾和相互協調機制尚不清楚。另外，SOS1 在不同抗逆性作物品種中的表達模式是否存在差異，其通過調控哪些下游靶標基因來維持植物體內離子穩態及對抗逆性有何影響等問題，尚需深入研究。鑒于此，建議今后SOS1 研究可從以下3 個方面著手：（1）利用基因工程技術和模式植物過表達系及敲除突變體系進行遺傳學研究，以確定SOS 信號通路與其他信號通路之間的調控關系；（2）采用比較基因組學、蛋白質組學和轉錄組學等方法深入探索其上游調控因子的調控機制，揭示其在不同類型植物耐鹽性中的功能；（3）以已知SOS1 的結構與功能為基礎，有效的利用生物技術和基因工程手段在植物中表達過度活躍的耐鹽相關基因、共表達SOS 信號通路基因或提高SOS1 的活性，以獲得耐鹽作物新品種。SOS 信號通路的最終輸出是多維、多通路調控的疊加效應，具有高效、準確和高度復雜的特點。隨著生物技術的發展，SOS1 調控離子穩態和響應逆境脅迫的信號轉導通路及作用機制將被闡明，有望為提高鹽脅迫研究提供新的參考，并為提高作物耐受性提供新的探索和理解。