牙髓干細胞的生物學特性及其在角膜和視網膜疾病治療中應用的研究進展

［摘要］ 牙髓干細胞（DPSCs） 是一類具有廣泛應用潛力的間充質干細胞。DPSCs 因其多向分化潛能和易獲取的特點成為眼科領域研究的熱點。近年來，DPSCs 在角膜上皮損傷和視網膜退行性病變的治療中表現出潛在的臨床應用前景。DPSCs 可以通過分化為角膜上皮細胞和抑制M1 巨噬細胞，促進角膜上皮再生和重建。此外，DPSCs 也可以分化為視網膜光感受器樣細胞和視網膜神經節樣細胞，替換原有視神經元，分泌神經營養因子介導損傷修復，促進視網膜的再生，改善視網膜原有功能。現系統地回顧近年來國內外相關文獻，就DPSCs 的生物學特性及其在角膜和視網膜疾病治療中應用的研究進展進行綜述，以期為DPSCs 在轉化醫學和眼科相關疾病治療中應用的研究提供思路及策略。

［關鍵詞］ 牙髓干細胞； 眼； 角膜； 視網膜； 旁分泌

［中圖分類號］ R774. 1 ［文獻標志碼］ A

干細胞是一類具有自我更新和多向分化潛能的原始細胞，在特定條件下能夠產生一種或多種特殊細胞類型［1］。根據分化潛能的不同，干細胞可以分為全能干細胞、多能干細胞和單能干細胞［2］。GRONTHOS 等［3］ 首次從成人第三磨牙中分離出快速增殖的單克隆干細胞群，將其移植到免疫功能低下的小鼠背部皮下時， 會產生一種牙本質樣結構，內層為成牙本質細胞，外層包繞著牙髓樣間質組織， 該細胞群被稱為牙髓干細胞（dental pulpstem cells，DPSCs）。與神經干細胞和角膜緣干細胞等單能干細胞不同，DPSCs 具有多向分化能力，在不同的誘導條件下具有向牙本質、神經、骨和脂肪等譜系分化的潛能［4-9］。近年來，DPSCs 在再生醫學和轉化醫學領域受到廣泛的關注。DPSCs 的分化、增殖及旁分泌等特性使其可以促進角膜和視網膜疾病損傷的修復，但國內外相關綜述類報道較少。現對DPSCs 的生物學特性及其在角膜和視網膜疾病治療中的潛在應用價值進行綜述，為DPSCs在相關眼科疾病治療中的應用及轉化提供科學依據。

1 DPSCs 的培養和鑒別

DPSCs 呈梭形， 具有干細胞的一般生物學特性，同時還具備來源廣泛、取材方便和低免疫原性等優點； 其與骨髓間充質干細胞（bone marrowmesenchymal stem cells， BMSCs） 有較多相似之處。二者具有相似的免疫表型， 如CD14 （-）、CD45 （-） 和CD146 （-）， 同時分泌相似的細胞因子，如生肌決定因子（myogenic determingfactor， MyoD）（-）、 神 經 微 絲（-）、 整合素β1 （+） 和基質細胞抗原1 （stromal cellsantigen 1， STRO-1）（+） 等［10-11］。2 種細胞分化途徑相似，DPSCs 分化的成牙質細胞與BMSCs 分化的成骨細胞表達相似的礦化基質蛋白， 且DPSCs 在體外培養時較BMSCs 表現出更高的增殖速率。BMSCs 在體外形成鈣化沉積物的同時還形成豐富的脂肪細胞簇， 而DPSCs 在體外形成的鈣化結節中不含脂肪細胞。DPSCs 和BMSCs 受相似的細胞因子調節，具有相同的蛋白表達譜，但在體外增殖能力和發育潛力方面存在顯著差異。

2 DPSCs 的生物學特性

2. 1 DPSCs的免疫學特性

聶姍姍等［12］ 發現：在正常狀態下，DPSCs 表達組織相容性復合體（major histocompatibilitycomplex， MHC）- Ⅰ 類分子， 體外培養的第2 代DPSCs中未見MHC-Ⅱ類分子明顯表達。使用γ干擾素（ interferon-γ，IFN-γ）刺激DPSCs后，MHC-Ⅱ類分子表達明顯上調，但淋巴細胞未見明顯增殖，提示DPSCs 可能具有免疫調節功能。采用DPSCs 刺激異體淋巴細胞，異體淋巴細胞不產生增殖反應，表明DPSCs 具有較低的抗原反應性。DING 等［13］發現：DPSCs 不能刺激同種異體T 淋巴細胞增殖，且在與混合淋巴細胞的反應中抑制T 淋巴細胞和B 淋巴細胞增殖。此外， DPSCs 上調白細胞介素（interleukin， IL）-10， 下調IL-2 和IL-17， 并阻礙IFN-γ 的產生。提示轉化生長因子β1 （transforminggrowth factor- β1， TGF- β1） 單克隆抗體可以恢復DPSCs 抑制的T 淋巴細胞增殖，TGF-β1 可能參與了DPSCs 抑制淋巴細胞增殖的過程。同時， 將DPSCs與人外周血單核細胞共培養，調節性T 淋巴細胞的數量明顯增加，輔助性T 淋巴細胞17 （T helpercell 17，Th17） 細胞明顯減少。

巨噬細胞由經典激活的M1 巨噬細胞和選擇性激活的M2 巨噬細胞2 種表型組成。M1 巨噬細胞分泌腫瘤壞死因子α （tumor necrosis factor-α，TNF-α）等促炎細胞因子，具有促炎作用；相反，M2 巨噬細胞分泌IL-10 等抗炎細胞因子，具有抗炎作用。

DPSCs 具有抗炎作用。核因子κB （nuclearfactor kappa-B，NF-κB） 是調節免疫和炎癥反應過程中的經典信號通路，DPSCs 可以部分阻斷NF-κBP65 亞基的表達，下調NF-κB 和P38 絲裂原活化蛋白激酶（mitogen-activated protein kinase， MAPK）信號傳導的激活，導致M1 巨噬細胞分泌TNF-α 減少［14-15］。DPSCs 與巨噬細胞共培養時， DPSCs 通過抑制M1 巨噬細胞分泌TNF-α，對M1 巨噬細胞產生免疫抑制作用。將DPSCs 移植到糖尿病大鼠后肢骨骼肌后， 坐骨神經中M2 巨噬細胞明顯增加，M1 巨噬細胞明顯減少，改善了坐骨神經血供和軸突形態，神經傳導速度得以恢復［16］。

研究［17-18］ 顯示： 干細胞來源的外泌體在調節巨噬細胞極化中發揮重要作用。SHEN 等［14］ 發現：DPSCs 外泌體中的微小RNA（microRNA，miR）-1246表達水平較高，且可以促進巨噬細胞從促炎表型轉化為抗炎表型介導免疫調節。

2. 2 DPSCs和血管重建

功能性血管的形成需要內皮細胞、巨噬細胞和周細胞等不同類型細胞之間相互作用， DPSCs 參與并促進血管生成。DPSCs 不但能夠分化為內皮細胞和周細胞，還可分泌促血管生成因子，如血管內皮生長因子（vascular endothelial growth factor，VEGF）［19-21］。DPSCs 還通過旁分泌途徑分泌VEGF、堿性成纖維細胞生長因子（basicfibroblast growth factor，bFGF） 和血小板衍生生長因子（platelet-derived growth factor，PDGF） 等神經營養因子，以旁分泌方式誘導血管生成［22］。

3 DPSCs 眼科臨床應用

3. 1 角膜損傷

角膜緣干細胞 （limbal stem cells，LSCs） 可以阻止結膜上皮侵入角膜， 保持角膜組織的透明性， 維持角膜上皮的動態穩定［23］。燒傷、化學損傷、感染和慢性炎癥可導致LSCs 損失或角膜緣生態破壞， 致使角膜緣干細胞缺陷（limbal stem celldeficiency， LSCD）［24-27］。LSCD 可導致持續性上皮缺損、角膜結膜化、新生血管形成、角膜瘢痕和慢性炎癥［28］。傳統的藥物治療可以控制炎癥， 改善淚膜，逐步恢復角膜緣微環境，促進健康角膜上皮細胞的分化。但若LSCD 未改善，則需進行羊膜移植手術， 但單純的羊膜移植手術不能修復嚴重LSCD 丟失的LSCs， LSCD 對角膜的損害仍會持續加重［29-30］。

3. 1. 1 DPSCs 向角膜上皮細胞的分化 KUSHNEREV 等［31］ 刮除人供體角膜的上皮層后， 將DPSCs 轉移至角膜接觸鏡（contact lens，CL） 的角膜接觸面，發現大部分DPSCs 附著在角膜表面，且陽性表達角蛋白（keratin，KRT） 3 和角膜上皮細胞標志物KRT12， 并限制結膜細胞標志物KRT19 陽性細胞向角膜中心遷移。由此可見，DPSCs 可以分化為角膜上皮細胞， 并且能夠限制結膜上皮細胞的侵入，阻止角膜結膜化［32］。

GOMES 等［33］ 將組織工程DPSCs 片移植至輕度化學灼傷（mild chemical burn，MCB） 和重度化學灼傷（severe chemical burn， SCB） 動物模型的角膜床， 結果顯示： 未接受DPSCs 移植的對照組兔角膜完全結膜化和混濁， 接受DPSCs 移植的兔眼角膜透明度有所改善，MCB 組較SCB 組兔的角膜更清晰，新生血管形成也較少。SPILLER 等［34］發現：VEGF 主要由M1 巨噬細胞產生，炎癥反應是血管形成的主要調節因素。DPSCs 既具有直接促進血管重建的作用，又有抑制M1 巨噬細胞延緩新生血管形成的作用。

研究［33］ 發現：MCB 組重建角膜細胞中KRT3和角膜上皮細胞標志物KRT18 染色呈強陽性，表明有角膜上皮細胞生成。ATP 結合家族亞家族G 亞型成員2 （ATP binding cassette subfamily G member 2，ABCG2）、腫瘤蛋白P63和抗人LSCs抗體β1-integrin在角膜上皮基底細胞層陽性表達，證實DPSCs可以向LSCs分化［35］。然而，由于SCB 組重建角膜的化學損傷嚴重，局部微環境的變化較大，KRT3 和P63表達呈陰性。組織工程DPSCs 片的成功移植為LSCD 的治療提供了新的視角， 具有重要的臨床意義。

3. 1. 2 DPSCs 向角膜基質細胞的分化 研究［36-37］發現： 誘導DPSCs 向角膜基質細胞分化后醛脫氫酶3 家族成員A1 （aldehyde dehydrogenase 3 familymember A1，ALDH3A1）、碳水化合物磺基轉移酶6（carbohydrate sulfotransferase 6， CHST6） 和角膜基質細胞特征性基因前列腺素D2 合酶（prostaglandin D2 synthase， PTGDS） 表達上調，4 周后觀察到DPSCs 產生排列整齊的膠原，并誘導出透明的角膜基質樣結構； 將DPSCs 注射到小鼠的角膜基質中，使用光學相干斷層掃描（opticalcoherence tomogrophy， OCT） 評估小鼠角膜的光散射和基質水腫程度，結果與陰性對照組小鼠無明顯差異， 提示DPSCs 移植并不影響角膜透明度，也不誘導免疫排斥反應。由此證實DPSCs 可以向角膜基質細胞進行分化，且在角膜盲的個性化臨床治療中具有巨大的應用潛力。

3. 1. 3 DPSCs 向角膜內皮樣細胞的分化 WAGONER 等［38］ 先將誘導性多能干細胞（induced pluripotent stem cells， IPSCs） 分化為神經嵴細胞，再誘導神經嵴細胞分化為角膜內皮樣細胞。BOSCH 等［39］ 據此提出了DPSCs 兩步誘導方案， 先誘導DPSCs 分化為神經嵴干細胞， 再誘導其分化為閉鎖小帶蛋白1 （zonula occludens-1，ZO-1）、Na+/K+ATP 酶α1 亞基（ATPase Na+/K+transporting α1 polypetide，ATP1A1）、Ⅳ型膠原蛋白α2 （collagen type Ⅳ alpha2，COL4A2） 和角膜內皮細胞特異性蛋白Ⅷ 型膠原A2 （collagen type Ⅷalpha2，COL8A2） 上調的角膜內皮樣細胞，該細胞具有與角膜內皮細胞相同的特征性六邊形結構，證實DPSCs 可以分化為角膜內皮樣細胞， 為角膜內皮損傷治療提供了新的思路。

DPSCs 可以分化為角膜內皮樣細胞、角膜基質細胞、角膜上皮細胞和LSCs 等。移植的DPSCs可恢復受損角膜組織的透明性， 將DPSCs 應用于角膜重建具有一定的可行性，但其具體機制尚未完全闡明。DPSCs 可能分化為單一種類的角膜細胞或同時分化為幾種角膜細胞參與角膜重建，并可通過DPSCs 抑制M1 巨噬細胞促進角膜上皮再生。DPSCs 減少輕度化學灼傷眼新生血管形成的機制和利用DPSCs 分化的角膜細胞制作有功能性的全層角膜方法也是需要探索的問題。

3. 2 視網膜退行性疾病

視網膜退行性疾病主要包括青光眼、年齡相關性黃斑變性、糖尿病性視網膜病變和視網膜色素變性［40-44］。目前針對以上幾種視網膜退行性疾病的治療方法主要是對癥治療，從而緩解視網膜細胞變性及凋亡的進展，尚缺乏有效的促進視網膜細胞再生的方法。

3. 2. 1 DPSCs 向視網膜光感受器樣細胞的分化 DPSCs 與小鼠視網膜Müller 細胞在條件培養基共培養后，神經膠質細胞標志物膠質纖維酸性蛋白（glial fibrillary acidic protein， GFAP） 和神經前體細胞標志物多聚唾液酸神經細胞黏附分子（ polysialicacid neural cell adhesion molecule， PSA-NCAM）雙陽性的細胞數量增加，約44% 的DPSCs 視紫紅質編碼基因視錐-視桿細胞同源異形框基因（conerodhomeobox containing gene， CRX） 上調且陽性表達視紫紅質和神經視網膜亮氨酸拉鏈（neuralretina leucine zipper， NRL） 蛋白， 腦源性神經營養因子（brain-derived neurotrophic factor， BDNF）表達明顯增加。提示DPSCs 能夠對不同的視網膜條件培養液作出反應， 誘導出神經膠質樣細胞和視網膜光感受器樣細胞， 且具有分泌BDNF 的能力［45］。

3. 2. 2 DPSCs 向視網膜神經節樣細胞的分化 ROOZAFZOON 等［46］ 將DPSCs 分化的視網膜神經節樣細胞置于3D 支架中培養，結果顯示：與常規二維細胞培養比較， 配對盒轉錄因子6 （pairedbox 6， Pax6）、無調性bHLH 轉錄因子7 （atonalbHLH transcription factor 7，Atoh7） 和視網膜神經節細胞特異性標記基因大腦特異性同源盒/POU 結構域3B （brain specific homeobox/POU domainprotein 3B，Brn3B） 在3D 結構中的表達分別增加了2. 307 倍、1. 624 倍和3. 140 倍，提示3D 纖維蛋白支架更有利于DPSCs 向視網膜神經節樣細胞分化，更接近自然的組織特性，為視網膜神經節細胞的體外培養和利用提供了參考。

3. 2. 3 DPSCs 在視網膜退行性疾病動物模型中的應用 DPSCs 移植到視神經鉗夾模型大鼠玻璃體后，可旁分泌腦源性神經因子、神經生長因子和神經營養因子3 等細胞因子，促進視神經損傷后神經營養因子介導的視網膜神經節細胞（retinalganglion cells， RGCs） 修復和軸突再生［47-49］ 。MEAD 等［50］ 將DPSCs 移植至RGCs 損傷大鼠玻璃體中，5 周后RGCs 存活率為95%，而對照組存活率為67%，證實DPSCs 可以保護RGCs 及其軸突，維持RGCs 功能， 提示應用DPSCs 可以成為治療青光眼的新途徑。

ALSAEEDI 等［51］ 將DPSCs 注射至視網膜變性大鼠的玻璃體內，結果顯示：與對照組比較，注射DPSCs 組大鼠b 波振幅減小程度較輕， 表明DPSCs 在視網膜中起保護作用，可以減輕碘酸鈉對視網膜組織的毒性， 但其保護作用是由于DPSCs分化細胞的替代作用或由分泌的神經營養因子發揮神經保護作用尚需進一步探討。

DPSCs 在治療視網膜退行性疾病方面同樣具有巨大潛力，目前對其可能的作用機制有以下幾種觀點：①DPSCs 通過分化為視網膜光感受器樣細胞和視網膜神經節樣細胞以替代病變部位的細胞［46］；② DPSCs 通過旁分泌途徑分泌營養因子， 保護神經元存活， 促進軸突再生和視網膜功能恢復［47］；③ 細胞分化和營養因子同時作用， DPSCs 分化的神經膠質細胞可以作為支持細胞并分泌營養因子，進而改善原有功能［52］。

神經干細胞在視網膜退行性疾病方面的作用機制包括替換原有視神經元及分泌神經營養因子介導損傷修復，與DPSCs 的作用機制相似［53］。DPSCs是否先分化為神經干細胞，再對視網膜退行性疾病進行修復， 尚需進一步研究。同時， DPSCs 分化后的細胞在替代病變部位的光感受器細胞和視網膜神經節細胞后是否具有正常的細胞功能且如何安全地利用細胞分化或旁分泌途徑分泌神經營養因子也需進一步探討。

4 小結與展望

DPSCs 具有分化為角膜內皮樣細胞、角膜基質細胞和角膜上皮細胞等能力，移植后可恢復角膜透明性， 具備角膜重建的潛力。此外， DPSCs 可能通過細胞替代或分泌營養因子在治療視網膜退行性疾病方面展現出潛在的臨床前景。盡管研究人員已經取得了部分研究進展，但仍然需要更多的實驗和臨床研究來進一步驗證和探索牙髓干細胞在眼科相關疾病治療方面的機制、療效及安全性。

利益沖突聲明：所有作者聲明不存在利益沖突。

作者貢獻聲明：劉翔宇參與論文選題、文獻整理和論文撰寫，張夢迪參與論文審校，王霽雪參與論文審校和論文撰寫指導，徐春玲參與論文選題和論文撰寫指導。

[參考文獻]

［1］ LU H J， LI J， YANG G D， et al. Circular RNAs in

stem cells： from basic research to clinical

implications［J］. Biosci Rep， 2022， 42（1）： BSR20212510.

［2］ ZAKRZEWSKI W， DOBRZY?SKI M，

SZYMONOWICZ M， et al. Stem cells： past， present，

and future［J］. Stem Cell Res Ther， 2019， 10（1）： 68.

［3］ GRONTHOS S， BRAHIM J， LI W， et al. Stem cell

properties of human dental pulp stem cells［J］. J Dent

Res， 2002， 81（8）： 531-535.

［4］ DELLE MONACHE S， PULCINI F， SANTILLI F，

et al. Hypoxia induces DPSC differentiation versus a

neurogenic phenotype by the paracrine mechanism［J］.

Biomedicines， 2022， 10（5）： 1056.

［5］ IRFAN M， KIM J H， MARZBAN H， et al. The role

of complement C5a receptor in DPSC odontoblastic

differentiation and in vivo reparative dentin formation［J］.

Int J Oral Sci， 2022， 14（1）： 7.

［6］ MAITY J， BARTHELS D， SARKAR J， et al.

Ferutinin induces osteoblast differentiation of DPSCs via

induction of KLF2 and autophagy/mitophagy［J］. Cell

Death Dis， 2022， 13（5）： 452.

［7］ PATIL S ， ALAMOUDI A ， ZIDANE B ， et al.

Dose-dependent effects of melatonin on the viability，

proliferation， and differentiation of dental pulp stem

cells（ DPSCs）［J］. J Pers Med， 2022， 12（10）： 1620.

［8］ LOTT K， COLLIER P， RINGOR M， et al.

Administration of epidermal growth factor （EGF） and

basic fibroblast growth factor （bFGF） to induce neural

differentiation of dental pulp stem cells （DPSC）

isolates［J］. Biomedicines， 2023， 11（2）： 255.

［9］ KUMAR A， RAIK S， SHARMA P， et al. Primary

culture of dental pulp stem cells［J］. J Vis Exp，

2023（195）： 1-16.

［10］LABEDZ-MASLOWSKA A， BRYNIARSKA N，

KUBIAK A， et al. Multilineage differentiation potential

of human dental pulp stem cells-impact of 3D and

hypoxic environment on osteogenesis in vitro［J］. Int J

Mol Sci， 2020， 21（17）： 6172.

［11］GRONTHOS S， MANKANI M， BRAHIM J， et al.

Postnatal human dental pulp stem cells （DPSCs） in

vitro and in vivo［J］. Proc Natl Acad Sci U S A， 2000，

97（25）： 13625-13630.

［12］聶姍姍， 劉 佳， 張瑞涵， 等. 牙髓干細胞MHC 分子

表達與體外混合淋巴細胞的增殖［J］. 中國組織工程

研究， 2014， 18（50）： 8162-8167.

［13］DING G， NIU J Y， LIU Y. Dental pulp stem cells

suppress the proliferation of lymphocytes via

transforming growth factor- β1［J］. Hum Cell， 2015，

28（2）： 81-90.

［14］SHEN Z S， KUANG S H， ZHANG Y， et al. Chitosan

hydrogel incorporated with dental pulp stem cell-derived

exosomes alleviates periodontitis in mice via a

macrophage-dependent mechanism［J］. Bioact Mater，

2020， 5（4）： 1113-1126.

［15］LEE S， ZHANG Q Z， KARABUCAK B， et al.

DPSCs from inflamed pulp modulate macrophage

function via the TNF-α/IDO axis［J］. J Dent Res， 2016，

95（11）： 1274-1281.

［16］OMI M， HATA M， NAKAMURA N， et al.

Transplantation of dental pulp stem cells suppressed

inflammation in sciatic nerves by promoting macrophage

polarization towards anti-inflammation phenotypes and

ameliorated diabetic polyneuropathy ［J］. J Diabetes

Investig， 2016， 7（4）： 485-496.

［17］CAI G F， CAI G L， ZHOU H C， et al. Mesenchymal

stem cell-derived exosome miR-542-3p suppresses

inflammation and prevents cerebral infarction［J］. Stem

Cell Res Ther， 2021， 12（1）： 2.

［18］LIU C， HU F Q， JIAO G L， et al. Dental pulp stem

cell-derived exosomes suppress M1 macrophage

polarization through the ROS-MAPK-NFκB P65

signaling pathway after spinal cord injury［J］.

J Nanobiotechnol， 2022， 20（1）： 65.

［19］SASAKI J I， ZHANG Z， OH M， et al. VE-cadherin

and anastomosis of blood vessels formed by dental stem

cells［J］. J Dent Res， 2020， 99（4）： 437-445.

［20］ZOU T， JIANG S， DISSANAYAKA W L， et al.

Sema4D/PlexinB1 promotes endothelial differentiation

of dental pulp stem cells via activation of AKT and

ERK1/2 signaling［J］. J Cell Biochem， 2019， 120（8）：

13614-13624.

［21］DELLE MONACHE S， MARTELLUCCI S，

CLEMENTI L， et al. In vitro conditioning determines

the capacity of dental pulp stem cells to function as

pericyte-like cells［J］. Stem Cells Dev， 2019， 28（10）：

695-706.

［22］ZHOU Y， GU K， SUN F Y， et al. Comparison of the

angiogenic ability between SHED and DPSC in a mice

model with critical limb ischemic［J］. Tissue Eng Regen

Med， 2022， 19（4）： 861-870.

［23］KUMAR A， YUN H M， FUNDERBURGH M L，

et al. Regenerative therapy for the Cornea［J］. Prog Retin

Eye Res， 2022， 87： 101011.

［24］SAGHIZADEH M， KRAMEROV A A， SVENDSEN C N，

et al. Concise review： stem cells for corneal wound

healing［J］. Stem Cells， 2017， 35（10）： 2105-2114.

［25］SANGWAN V S， SHARP J A H. Simple limbal

epithelial transplantation［J］. Curr Opin Ophthalmol，

2017， 28（4）： 382-386.

［26］LIANG L Y， LUO X H， ZHANG J， et al. Safety and

feasibility of subconjunctival injection of mesenchymal

stem cells for acute severe ocular burns： a single-arm

study［J］. Ocul Surf， 2021， 22： 103-109.

［27］NIETO-NICOLAU N， MARTíNEZ-CONESA E M，

VELASCO-GARCíA A M， et al. Xenofree generation

of limbal stem cells for ocular surface advanced cell

therapy［J］. Stem Cell Res Ther， 2019， 10（1）： 374.

［28］WANG Y H， HU X D， YANG K， et al. Clinical

outcomes of modified simple limbal epithelial

transplantation for limbal stem cell deficiency in Chinese

population： a retrospective case series［J］. Stem Cell Res

Ther， 2021， 12（1）： 259.

［29］SABATER A L， PEREZ V L. Amniotic membrane

use for management of corneal limbal stem cell

deficiency［J］. Curr Opin Ophthalmol， 2017， 28（4）：

363-369.

［30］TSENG S C， PRABHASAWAT P， BARTON K，

et al. Amniotic membrane transplantation with or without

limbal allografts for corneal surface reconstruction in

patients with limbal stem cell deficiency ［J］. Arch

Ophthalmol， 1998， 116（4）： 431-441.

［31］KUSHNEREV E， SHAWCROSS S G，

SOTHIRACHAGAN S， et al. Regeneration of corneal

epithelium with dental pulp stem cells using a contact

lens delivery system［J］. Invest Ophthalmol Vis Sci，

2016， 57（13）： 5192-5199.

［32］TAKáCS L， TóTH E， BERTA A， et al. Stem cells

of the adult cornea： from cytometric markers to

therapeutic applications［J］. Cytometry A， 2009， 75（1）：

54-66.

［33］GOMES J A， GERALDES MONTEIRO B， MELO G B，

et al. Corneal reconstruction with tissue-engineered cell

sheets composed of human immature dental pulp stem

cells ［J］. Invest Ophthalmol Vis Sci， 2010， 51（3）：

1408-1414.

［34］SPILLER K L， ANFANG R R， SPILLER K J， et al.

The role of macrophage phenotype in vascularization

of tissue engineering scaffolds［J］. Biomaterials， 2014，

35（15）： 4477-4488.

［35］徐麗娜， 何宇茜， 張 妍， 等. 角膜緣干細胞標志物的

研究進展［J］. 國際眼科雜志， 2020， 20（12）： 2064-2069.

［36］SYED-PICARD F N， DU Y Q， LATHROP K L，

et al. Dental pulp stem cells： a new cellular resource for

corneal stromal regeneration ［J］. Stem Cells Transl

Med， 2015， 4（3）： 276-285.

［37］DU Y Q， SUNDARRAJ N， FUNDERBURGH M L，

et al. Secretion and organization of a cornea-like tissue in

vitro by stem cells from human corneal stroma［J］. Invest

Ophthalmol Vis Sci， 2007， 48（11）： 5038-5045.

［38］WAGONER M D， BOHRER L R， ALDRICH B T，

et al. Feeder-free differentiation of cells exhibiting

characteristics of corneal endothelium from human

induced pluripotent stem cells ［J］. Biol Open，

2018， 7（5）： bio032102.

［39］BOSCH B M， SALERO E， Nú?EZ-TOLDRà R，

et al. Discovering the potential of dental pulp stem

cells for corneal endothelial cell production： a proof of

concept［J］. Front Bioeng Biotechnol， 2021， 9： 617724.

［40］KAARNIRANTA K， BLASIAK J， LITON P， et al.

Autophagy in age-related macular degeneration ［J］.

Autophagy， 2023， 19（2）： 388-400.

［41］KAUR G， SINGH N K. Inflammation and retinal

degenerative diseases［J］. Neural Regen Res， 2023，

18（3）： 513-518.

［42］MIAO Y Y， ZHAO G L， CHENG S， et al. Activation

of retinal glial cells contributes to the degeneration of

ganglion cells in experimental glaucoma［J］. Prog Retin

Eye Res， 2023， 93： 101169.

［43］TAN T N， WONG T Y. Diabetic retinopathy： looking

forward to 2030 ［J］. Front Endocrinol， 2023， 13：

1077669.

［44］JU W K， PERKINS G A， KIM K Y， et al.

Glaucomatous optic neuropathy： Mitochondrial

dynamics， dysfunction and protection in retinal ganglion

cells［J］. Prog Retin Eye Res， 2023， 95： 101136.

［45］BRAY A F， CEVALLOS R R， GAZARIAN K， et al.

Human dental pulp stem cells respond to cues from the

rat retina and differentiate to express the retinal neuronal

marker rhodopsin ［J］. Neuroscience， 2014， 280：

142-155.

［46］ROOZAFZOON R， LASHAY A， VASEI M， et al.

Dental pulp stem cells differentiation into retinal

ganglion-like cells in a three dimensional network［J］.

Biochem Biophys Res Commun， 2015， 457（2）： 154-160.

［47］MEAD B， LOGAN A， BERRY M， et al. Intravitreally

transplanted dental pulp stem cells promote

neuroprotection and axon regeneration of retinal ganglion

cells after optic nerve injury［J］. Invest Ophthalmol Vis

Sci， 2013， 54（12）： 7544-7556.

［48］SAKAI K， YAMAMOTO A， MATSUBARA K， et al.

Human dental pulp-derived stem cells promote

locomotor recovery after complete transection of the

rat spinal cord by multiple neuro-regenerative

mechanisms［J］. J Clin Invest， 2012， 122（1）： 80-90.

［49］NOSRAT I V， WIDENFALK J， OLSON L， et al.

Dental pulp cells produce neurotrophic factors， interact

with trigeminal neurons in vitro， and rescue

motoneurons after spinal cord injury［J］. Dev Biol，

2001， 238（1）： 120-132.

［50］MEAD B， HILL L J， BLANCH R J， et al.

Mesenchymal stromal cell-mediated neuroprotection and

functional preservation of retinal ganglion cells in a

rodent model of glaucoma［J］. Cytotherapy， 2016，

18（4）： 487-496.

［51］ALSAEEDI H A， KOH A E H， LAM C， et al. Dental

pulp stem cells therapy overcome photoreceptor cell

death and protects the retina in a rat model of sodium

iodate-induced retinal degeneration ［J］. J Photochem

Photobiol B， 2019， 198： 111561.

［52］MEAD B， LOGAN A， BERRY M， et al. Concise

review： dental pulp stem cells： a novel cell therapy for

retinal and central nervous system repair［J］. Stem Cells，

2017， 35（1）： 61-67.

［53］MEAD B， BERRY M， LOGAN A， et al. Stem cell

treatment of degenerative eye disease［J］. Stem Cell

Res， 2015， 14（3）： 243-257.