精異丙甲草胺及助劑對作物根際微生物的影響

摘要：為探討精異丙甲草胺（S-ME）及其助劑對紅小豆根際微生物群落的影響，選取農業生產中所允許的S-ME施用濃度50mL·hm-2及典型有機硅助劑濃度0.25%和0.5%，通過16S rRNA擴增子測序技術分析了紅小豆根際細菌群落對S-ME及其助劑的響應。結果表明：單獨施用S-ME會導致微生物多樣性降低，尤其是有益微生物如酸桿菌屬（RB41）的豐度顯著下降；而與助劑配施可緩解這種抑制效應，促進鞘氨醇單胞菌（Sphingomonas）和蓋氏菌（Gaiella）等微生物的生長。此外，0.5%有機硅助劑處理顯著增加了芽殖球菌（Blastococcus）和寡養單胞菌（Stenotrophomonas）的豐度，提高了微生物群落多樣性，共現網絡關系也反映了助劑的協同促進作用。研究發現，助劑通過調節根際微環境和促進有益微生物生長，可有效緩解除草劑對根際微生物的毒害效應。

關鍵詞：精異丙甲草胺；有機硅助劑；紅小豆；根際微生物；16S rRNA

中圖分類號：S482.4；S154.3 文獻標志碼：A 文章編號：1672-2043（2025）03-0794-12 doi：10.11654/jaes.2025-0010

使用除草劑控制田間雜草、增加農作物產量是常規的農藝措施。精異丙甲草胺（S-ME）是一種典型的氯乙酰苯胺類除草劑，用于世界范圍內70多種作物的選擇性雜草防控。S-ME的物理和化學性質與甲草胺（ME）相似，但其富含的S-異構體可增加除草劑的活性[1]，在同等劑量下，S-ME的活性是ME的1.4～1.6倍[2]。S-ME在玉米、向日葵、大豆、甘蔗、棉花、甜菜、豆類等作物中施用廣泛[3-5]，主要是通過抑制超長鏈脂肪酸的合成，有效控制苗前及苗后的早期闊葉雜草生長[6-7]。

在農藥制劑中，助劑與除草劑聯合施用可顯著提升除草效果[8]。若在農藥配方設計中僅關注活性成分而忽略助劑等關鍵輔助成分，可能會導致其對非靶標農作物潛在毒性評估不足。有機硅表面活性劑因其優異的擴散性和滲透性，在提高農藥的附著力、潤濕性、展布性和滲透力方面表現出決定性作用。例如，有機硅表面活性劑能夠將滅草松的用量減少至原來的一半而不影響除草效果[9]。此外，相同濃度下的有機硅助劑比礦物油和植物油更能降低烯草酮和喹禾靈兩種除草劑的表面張力，從而提高農藥的滲透能力[10]。因此，有機硅表面活性劑在農藥制劑中的應用不僅提高了除草效果，還減少了化學農藥的使用量，對于實現農業綠色低碳發展具有重要意義。

土壤微生物的新陳代謝活動直接影響土壤的物質和能量循環，是維持土壤肥力的關鍵，是土壤健康和作物生產力的重要指標[11]，植物根際復雜的微生物群落，形成了地球上最具活力的生態位之一[12-13]。除草劑的使用雖能有效控制雜草生長，但也可能對土壤中的微生物群落產生負面影響。許多植物性狀，包括生長、物候以及對非生物脅迫和病原體的抗性，都受到根際微生物組的調節，因此根際微生物的組成和功能的變化可能反映在農作物的適應性和生長上[14]。研究表明，除草劑可通過改變土壤微生物群落結構、抑制特定微生物的生長或增強耐藥微生物的優勢地位，從而影響根際土壤微生物的功能和多樣性[15-16]，或改變真菌與細菌的比例[17-18]。除草劑在發揮作用的同時導致土壤中有益微生物的數量顯著下降，如固氮菌、解磷細菌等，而一些病原微生物則可能因其耐藥性增強在根際環境中占據優勢地位[19]。根際微生物作為植物與土壤之間的重要橋梁，通過影響植物根系形態、抗逆性及免疫力對植物的正常生長發育產生直接影響[12-13]，表現為植株生長受阻、生物量下降以及適應性減弱[20-21]。Ji等[22]調查了不同除草劑（包括丁草胺、草甘膦、芐嘧磺隆和二甲戊樂靈）對土壤健康和作物種植的影響，以及除草劑對土壤微生物群落結構多樣性和生物量的影響，研究表明除草劑導致土壤微生物變化的持續時間較長，可能會影響土壤中的食物網和生物過程，降低土壤微生物的功能多樣性。Jiang等[23]通過研究丁草胺和芐嘧磺隆對旱種水稻土壤微生物的影響，發現兩種農藥對土壤呼吸有輕微促進作用，丁草胺明顯增加N2O的排放與土壤中NH+ 4-N和NO-3 -N含量增加及氨氧化細菌數量增加有關。

目前，大多數研究聚焦于農藥對土壤健康或植物生長的影響，而助劑的存在對除草劑影響根際微生物的研究相對較少，助劑在除草劑影響植物-土壤-根際微生物相互作用中所起的作用并不清楚。在實際農業生產中，部分地區的紅小豆種植過程中遇到在廠家允許施用的S-ME濃度下仍然對大面積紅小豆生長產生不利影響的事件，前期探索發現是由于有機硅助劑的使用增強了S-ME對非靶標農作物的毒害作用所致[24]，這種毒性作用的增強作用可能與根際微生物的功能和結構相關。因此，本研究選擇紅小豆（Vigna angularis）作為受試植物，利用16S rRNA高通量測序技術，分析典型有機硅助劑十六烷基七硅氧烷及其與S-ME聯合施用對紅小豆根際土壤微生物群落結構和多樣性特征的影響，研究有助于理解助劑增強/減弱S-ME對非靶標農作物的毒理機制，也為農業生產過程中除草劑及其助劑合理施用提供支撐。

1 材料與方法

1.1 實驗藥品

S-ME（960 g·L-1乳油）購自先正達（蘇州）作物保護有限公司。紅小豆由德民種子經銷處提供（烏蘭浩特）。十六烷基七硅氧烷（C16H48O6Si7，CASno.541-01-5，純度96%）購自麥克林生化科技股份有限公司。

1.2 試驗植物與土壤

試驗采取土培的方式進行，土壤來自內蒙古自治區興安盟烏蘭浩特市（46°06′ 30.564″ N，122°17′58.948″E）。依據農業生產過程中所允許施用的SME和助劑的濃度設置處理組，即對照組（CK）、0.25%有機硅助劑（V1）、0.5%有機硅助劑（V2）、50 mL·hm-2的S-ME單獨施用（V3）、S-ME聯合0.25% 有機硅助劑（V4）、S-ME 聯合0.5% 有機硅助劑（V5）6 個處理組，每個處理組3個重復。用1%的次氯酸鈉溶液對紅小豆種子進行消毒處理15 min，隨后用純凈水沖洗3次。將紅小豆種子播種在高13.5 cm、直徑23 cm的圓形花盆中，播種深度5 cm，每盆播種12顆種子，在（26±4）℃的溫室、14 h光照/10 h暗光周期的培養室進行培養。播種后1 d在土壤表面噴灑S-ME除草劑及有機硅助劑。

在實際生產中，除草劑的施用時期主要集中在紅小豆的苗前和苗后階段。苗前施用除草劑會直接作用于土壤，對根際微生物群落產生較大影響；而苗后施用的除草劑主要通過葉片吸收，對根際微生物的影響相對較小[25]。本研究中，紅小豆種植10 d后取樣分析根際微生物群落，相當于苗期階段。這一時期的根際微生物群落對外界干擾最為敏感，因此研究結果能夠較好地反映除草劑及助劑對紅小豆根際微生物的早期影響。紅小豆種植10 d后，將紅小豆幼苗小心地連根拔起，然后搖動根部，去除其中的大塊土壤，根系表面的殘土（厚1～3 mm）被認為是根際土壤[11]，每組根際土壤樣本設3次生物學重復。將根際土壤和根系一起轉移到含20 mL 無菌磷酸鹽緩沖溶液（PBS，pH 7.4）的50 mL離心管中，使用軌道振動篩于180 r·min-1振蕩20 min，隨后以4 500 r·min-1離心20 min收集根際土壤。所有根際土壤樣品在-80 ℃保存至檢測分析。

1.3 根際土壤微生物群落16S rRNA測序

16S rRNA 測序主要流程包括樣品準備、DNA 提取與檢測、PCR擴增、產物純化、文庫制備及庫檢以及NovaSeq 測序6 個步驟。根際土壤樣品經預處理之后，通過土壤基因組DNA提取試劑盒（TIANamp SoilDNA Kit）提取土壤樣品中的根際微生物基因組DNA約0.5 g。濃度測定后置于-80 ℃冷凍儲存。針對V3～V4 可變區特異性引物341F（CCTAYGGGRBG?CASCAG）和806R（GGACTACNNGGGTATCTAAT）擴增16S rRNA基因，并在Illumina NovaSeq測序平臺上進行高通量測序。將NovaSeq 測序得到的原始數據進行拼接、過濾，排除干擾數據，得到有效數據。將相似度≥97% 的序列分配給一個OTU，并將OTU 聚類，計算Chao1指數、Observed species指數評估菌群豐富度，用香農指數（Shannon）、辛普森指數（Simpson）表征菌群Alpha多樣性。

1.4 數據分析

利用R軟件進行數據統計分析。通過計算每個樣本的OTU 數量來評估根際微生物群落的豐富度，基于R軟件繪制熱圖。利用QIIME2軟件計算Alpha多樣性指數，包括Observed species、Chao1、Shannon和Simpson指數。使用Perl軟件繪制花瓣圖、進化樹、柱形圖及微生物屬級別的共現網絡關系圖，分析不同微生物之間的共生關系。

2 結果與討論

2.1 紅小豆根際土壤細菌多樣性分析

不同處理下紅小豆根際土壤及對照樣品的微生物Alpha多樣性指數如表1所示。所有樣品的覆蓋度（Coverage）均超過99%，表明當前樣本測序深度足夠，數據能夠真實有效地反映樣品的微生物多樣性。整體而言，有機硅助劑與S-ME的濃度及配施方式在一定程度上影響了紅小豆根際微生物的Alpha 多樣性。V1處理組的Observed species（2 330）和Chao1指數（2 347）較其他處理組低31%～34%，表明低濃度助劑對微生物群落豐度具有顯著的抑制作用。而V2處理組的Observed species（3 380）和Chao1指數（3 433）高于V1，說明高濃度助劑促進了某些微生物的增殖。Shannon指數和Simpson指數則進一步反映了群落的物種多樣性和均勻性，各處理組Shannon 指數與Simpson指數變化趨勢一致，V5處理組的Shannon指數最高（10.78），Simpson指數接近1，說明該處理組的群落均勻性和多樣性達到最高水平，表明高濃度有機硅助劑配施對根際微生物群落具有更強的選擇性作用，從而影響群落的多樣性。相較之下，V1處理組的Shannon指數最低（8.00），表明低濃度助劑對微生物群落的均勻性產生了負面影響。此外，V3處理組的微生物多樣性指標與CK組接近，而S-ME與助劑聯合施用（V4、V5）緩解了單獨施用S-ME導致的微生物多樣性下降問題，特別是V5處理的多樣性指標均接近甚至略高于CK組。分析表明，高濃度助劑具有調節微生物群落結構、促進多樣性恢復的作用，這可能是通過優化根際環境或增強生物降解功能實現的[26]。

基于Weighted Unifrac 距離和Unweighted Unifrac距離進行PCoA分析，并選取貢獻率最大的主坐標組合。在Weighted Unifrac 距離的PCoA 圖（圖1a）中，PC1 解釋了76.00% 的方差，PC2 解釋了7.83% 的方差。在Unweighted Unifrac距離的PCoA圖（圖1b）中，PC1 解釋了16.48% 的方差，PC2 解釋了8.55% 的方差。比較而言，基于Weighted Unifrac距離的PCoA分析樣本組間的分離更明顯，特別是CK組與其他處理組之間的分離。這可能因為Unweighted Unifrac忽略了OTUs的豐度信息，導致其微生物組成差異未能被充分揭示。V1、V2和V3組樣本在兩種分析方法中都有一定的重疊，但基于Weighted Unifrac距離的PCoA分析中V2和V3組的樣本與CK組的分離更為清晰。因此，就Weighted Unifrac距離算法而言，各個處理下種群間微生物群落相似性產生了差異，說明群落朝向不同的方向進行演替。對于較低解釋度的UnweightedUnifrac 距離算法而言，僅是添加助劑的處理與其他處理有較高的分離度，這強調了助劑對于微生物選擇的潛在重要性。

基于組間土壤微生物群落結構差異，利用中性群落模型（圖1c），結果表明確定過程比隨機過程更明顯地影響土壤細菌群落組裝，CK、V1、V2、V3、V4 和V5 組的解釋率（Rsqr）分別為0.346、0.359、0.252、0.358、0.382 和0.373。0.5% 有機硅助劑加入增加了細菌群落確定過程的相對貢獻，這主要是因為高濃度的助劑改變了微生物對原本棲息地的喜好，使微生物群落向確定性方向發展。此外，根據Nm值可知，V2處理組中細菌物種遷移率高于其他處理，受環境限制較小。這說明0.5%有機硅助劑能夠增強紅小豆根際微生物群落演替，是其對細菌特異性選擇的結果。值得注意的是，S-ME聯合有機硅助劑施用后細菌群落的隨機性過程增加，這可能是聯合施用緩解了助劑對微生物存在定向篩選作用造成的壓力。反之也說明，有機硅助劑緩解了細菌群落組裝過程中的擴散限制，對于恢復土壤微生物群落的多樣性具有重要意義。

為進一步研究屬水平物種的系統進化關系，識別不同處理組中對微生物群落差異性貢獻最大的特定物種或分類單元，通過多序列對比得到top100屬的代表序列，圖2展示了各處理組中顯著差異的微生物種群。通過韋恩圖（圖2a）發現處理組間共有的微生物種類為1 613種。然而，在S-ME單獨施用或與助劑配施處理中紅小豆根際特定微生物屬表現出顯著性差異。V1處理組特有微生物種類最少（1 742種），說明有機硅助劑對根際微生物的影響有明顯的濃度依賴性。當有機硅助劑的濃度從0.25%（V1）增加至0.5%（V2）時，特有微生物的種類數量增加至2 664種，在各處理組中種類最多，意味著高濃度有機硅助劑施用條件對特定微生物具有較強的選擇性[27]。此外，V3處理組特有微生物的種類數量為2 308種，而當S-ME與助劑聯合施用時，助劑濃度越高特有微生物種類也越多，這表明有機硅助劑通過誘導特定的微生物生長進而改變微生物群落，且具有濃度效應。

2.2 紅小豆根際細菌群落組成分析

從圖3a中可以直觀地觀察到不同處理組間的門水平物種組成差異及豐度變化趨勢。主要優勢菌門包括變形菌門（Proteobacteria）、擬桿菌門（Bacteroidota）、厚壁菌門（Firmicutes）和放線菌門（Actinobacteriota），它們在各組中占比較高，但其相對豐度因處理條件的不同而發生顯著變化。在門水平上（圖3b），助劑單獨施用（V1、V2）顯著促進了擬桿菌門和變形菌門的豐度，其中V1 處理組中擬桿菌門豐度較CK 組提升57%，而厚壁菌門的降低幅度達45%，表明低濃度有機硅助劑對厚壁菌門可能具有抑制作用。S-ME 單獨施用對脫硫菌門（Desulfobacterota）、放線菌門和硝化螺旋菌門（Nitrospirota）具有較強的抑制作用，可能是由于S-ME對該類群的抗性微生物或耐藥性較低的微生物產生了選擇壓力，從而導致豐度下降。然而，V3處理可能對革蘭氏菌門（Armatimonadota）和脫茵球菌門（Deinococcota）顯示出較強的促進作用，如革蘭氏菌門的豐度由CK組的3.2%上升至5.9%。然而聯合施用助劑（V4、V5）緩解了這種負面影響，特別是在V5處理組，脫茵球菌門的豐度增加至6.7%，即高濃度助劑施用促進了該微生物的增長。

變形菌門和放線菌門是重要的植物相關細菌，有助于抵抗生物和非生物脅迫[28]。變形菌門的豐度在V1處理組達到64.8%，而在V5處理組中為67.2%，這是因為變形菌門是一個多樣性極高的細菌門，包含許多具有廣泛代謝能力的種類。這些細菌能夠適應多種環境條件，例如不同的pH值、氧化還原狀態以及營養狀況，從而在各組中保持最大占比[29]。擬桿菌門則表現出顯著的濃度依賴性趨勢，豐度隨助劑濃度的增加而顯著提高，表明該菌門可能對有機硅助劑具有適應性或偏好。放線菌門的豐度變化則與助劑和SME配施的濃度密切相關，其豐度在V3下降幅度達到44%，在助劑聯合施用組（V4、V5），豐度恢復至CK組的80%、91%，接近正常水平。這表明助劑與S-ME聯合施用可以緩解S-ME對放線菌門的抑制作用，且該作用呈現濃度依賴性趨勢。該菌門在土壤有機質降解和病原菌抑制中具有重要作用，其豐度的降低可能導致土壤功能受損。有研究表明放線菌能夠產生一系列酶，在有效分解植物殘留中難降解的有機物質如纖維素、木質素的同時，將有機污染物降解為無害物質[30-31]。這表明有機硅助劑和S-ME配施可能促進了土壤中營養循環和有機物分解過程中多樣化的微生物群落的形成，用以加速土壤中的污染物分解，對農作物的生長有重要意義。

在屬水平上（圖3c），各處理組中均觀察到酸桿菌（RB41）、鞘氨醇單胞菌（Sphingomonas）、蓋氏菌（Gaiella）、芽殖球菌（Blastococcus）、土壤紅桿菌（Soll?rubrobacter）的存在，這些菌可以提高土壤肥力，促進植物生長，同時維護土壤健康和生態平衡。其中，酸桿菌是有機硅助劑及其與S-ME配施過程中的優勢菌，可以較高效率地利用土壤中的碳和氮[32]，對土壤碳循環和植物養分供應具有重要作用。此外，在V1處理組土壤中明顯出現了新的寡養單胞菌屬（Steno?trophomomas）、戴爾福特菌屬（Delftia）、無色桿菌屬（Achromobacter）、伯克霍爾德氏相關菌屬（Burkholde?ria - Caballeronia - Paraburkholderia）及黃金桿菌屬（Chryseobacterium）。這些菌可能積極參與了有機硅助劑的代謝和分解，維持了土壤正常肥力，提高了植物對環境脅迫的抵抗力。據報道，寡養單胞菌屬和戴爾福特菌屬參與有機物的降解或轉化，并能產生植物促生物質，有效抑制病原菌活性，提升作物品質和產量；無色桿菌屬與有機物的分解和營養循環有關，對植物病原體有抑制作用；伯克霍爾德氏相關菌屬與緩解作物連作障礙的自毒效應密切相關；黃金桿菌屬可提高植物對環境脅迫的抵抗力[33]。施用0.25%有機硅助劑可能通過改變土壤環境、提升微生物功能、優化微生物群落結構、激活土壤肥力的方式，促進了這些菌屬的生長和繁殖。然而，助劑濃度升高（V2）可能會對微生物產生不利影響，最終導致寡養單胞菌屬等微生物數量減少或消失。優勢菌種的豐度隨施用的有機硅助劑及其與S-ME配施的濃度變化而變化，且物種差異與是否配施助劑密切相關。

對重要門水平下的屬豐度進行分析，如圖3d所示。V1處理組中富集的重要細菌屬大多屬于變形菌門，如寡養單胞菌屬、戴爾福特菌屬、無色桿菌屬，這說明變形菌門在V1處理組中占據重要的生態位，是發揮作用的功能菌群。變形菌門的重要性也可以從下文的微生物網絡關系得到證實。因此，低濃度助劑對于放大變形菌門的作用，即氮素代謝、有機物分解和土壤修復等重要的生物功能具有顯著的促進作用[34]。然而，放線菌門下的優勢屬蓋氏菌在V1中含量下降（較CK降低34%），在其他處理中含量提升（較CK 提升7%～15%）。有報道稱其可以作為新污染物的潛在標志物[34]，這可能是因為有機硅助劑具有一定的吸附性，低濃度的施加能夠去除土壤中的污染物，而高濃度的助劑和除草劑則成為土壤的外來污染源，促進了降解菌蓋氏菌的富集。在擬桿菌門下，優勢屬黃金桿菌屬在V1處理組中的顯著富集說明其可能是V1處理組中的關鍵核心功能菌。此外，優勢屬土地桿菌屬（Pedobacter）能夠促進固氮作用和植物生長[35]，在V1處理組中得到顯著富集，這說明0.25%有機硅助劑有利于紅小豆根際的發育。在厚壁菌門下，優勢屬芽孢桿菌（Bacillus）在添加S-ME組中得到富集（較CK提升68%～100%），這是因為除草劑能夠作為芽孢桿菌的特異性碳源促進其生命活動[36]。由此可見，助劑和S-ME兩種外源物質對細菌群落的誘導方向和選擇性富集是不同的。因此，二者的聯合施用對于土壤微生物群落的生態平衡和穩定具有重要影響。

土壤微生物多樣性的提升與土壤健康以及作物生長有著密切聯系[37]，有機硅助劑和S-ME單獨施用均降低了微生物群落的豐富度，其中助劑單獨施用的抑制作用更明顯。然而，兩者聯合施用后，根際微生物群落的豐富度反而有所緩解，這可能是因為微生物群落的代謝功能發生了補償性適應。同時，高濃度（0.5%）有機硅助劑對特定微生物類群的選擇性作用更強，促進了一些具有解毒或抗逆功能的微生物的增殖。例如，有益微生物如酸桿菌、芽殖球菌屬及土壤紅桿菌屬等。助劑添加對特定有益微生物群體的促進，對于緩解S-ME對紅小豆根際環境的毒性效應具有重要意義。已有研究表明，助劑能夠通過增加SME的滲透性和吸收效率直接加劇紅小豆植株的生理損傷，加重S-ME對紅小豆幼苗生長、抗氧化系統、葉綠素等產生的不良影響[38-39]。而富集微生物能通過其代謝功能（如抗氧化、降解污染物）調節土壤環境或解毒代謝，對毒性環境產生了保護效應，間接緩解了S-ME 產生的毒性效應。聯合施用在根際微生態與植物生理之間存在的復雜的互作關系也反映了生態系統層面對毒性脅迫的補償性適應，而非直接表明對植株毒性作用的減弱。

2.3 紅小豆根際土壤微生物群落共現網絡分析

通過共生網絡分析來研究微生物群落中細菌OTUs之間的相互作用，結果見圖4。與CK相比，V1、V3和V5處理的網絡關系邊數分別增加34%、10%和9%，微生物之間的協作互營得到加強。在V1 和V3處理中環境不友好的外源性物質的刺激短時間可能會造成微生物群落的破壞，但隨著紅小豆種植時間的延長，群落會做出相關的反應，即被選擇生存。圖密度最高和模塊化程度最低的是V1 處理（0.299 和0.423），但V2處理逐漸回歸于正常（0.196和0.698）。這個結果可能是由于助劑對土壤微生物的選擇性定向刺激作用的影響，從而使特定微生物的相對豐度增加。但隨著助劑濃度的增加，這種方向性篩選作用減弱，使得微生物群落朝著更為均衡的方向發展。除此以外，V3處理的網絡關系表現出較高的相關性（圖密度0.188，模塊化0.734），這可能是S-ME對微生物的毒害導致土壤大多為芽孢桿菌等的特異性功能微生物。這種情況在添加助劑的V4和V5處理中得到改善，原因可能是由于助劑對生物多樣性的恢復。

通過隨機和特定移除節點改變微生物共現網絡的自然連通性振幅，以測試網絡的抗干擾能力（圖4c）。V1處理組的特定去除魯棒性最弱，這意味著微生物群落種間關系不穩定，但微生物的種間協作能力相應上升，原因是功能微生物的選擇性富集導致的土壤特定功能的突出，例如變形菌門等。聯合施用后（V4）魯棒性提高，說明微生物群落結構向著均衡方向發展，雖然特定功能會減弱，但這對于提高土壤的自我調節能力以及紅小豆的根際保護能力具有重要意義。除此以外，V2處理對微生物群落的多樣性促進，使得網絡關系展現出較強的魯棒性。以至于在V5處理中也展現出較好的連通性，這再次強調了高濃度助劑對于生態平衡恢復的重要性。

紅小豆根際土壤微生物群落之間的共現網絡可以反映出不同微生物群體之間的協同效應或競爭壓力。圖5a分析結果表明，變形菌門和放線菌門處于核心位置，是承擔土壤生態功能的關鍵菌，對植物生長有益。并且二者之間表現出顯著的正相關關系，說明其可能在同一生態位中協同工作，共同促進植物生長。變形菌門通常包括許多有益菌，能夠促進植物根際環境的改善和土壤修復，從而為其他微生物的生存提供環境。放線菌門則通常參與有機物的分解和養分循環，對于植物緩解有機硅助劑和S-ME帶來的環境壓力具有重要意義。在V3處理組中放線菌受到強烈抑制，在聯用助劑后（V4、V5）豐度恢復，并且變形菌門的豐度也在助劑的選擇下得到富集。這說明有機硅助劑能夠促進兩個群落之間的協同作用，改善土壤結構和根際養分循環。與之類似的情況也出現在酸桿菌屬中（圖5b），助劑也緩解了S-ME對其的反向篩選和敏感性，在根際環境中助劑可能通過競爭或直接拮抗S-ME來保護植物免受環境侵襲。酸桿菌屬是重要的氮代謝和固氮功能菌屬，作為重要的網絡節點，代表著土壤的突出性特異功能。與之進行協同合作的是鞘氨醇單胞菌和霍氏菌，他們在生態系統中共享生存條件，在助劑的添加下明顯富集。這些菌屬可能積極參與了S-ME的代謝和分解，可維持土壤正常肥力，提高植物對環境脅迫的抵抗力。這一作用對于優化紅小豆根際微生物群落、增強作物抗逆性和恢復土壤健康具有重要意義。

2.4 紅小豆根際土壤微生物群落功能預測

基于Tax4Fun的功能預測結果，不同處理組中紅小豆根際微生物群落的功能呈現出相似的模式，功能分類主要集中在代謝相關功能上。在KEGG功能分類的一級、二級注釋中（圖6），代謝功能（Metabolism）是紅小豆根際微生物的主要功能模塊，其相對豐度在樣本中占比最高，達54.6%～58.3%，其中碳水化合物（15.3%～17.2%）和氨基酸（12.8%～14.1%）代謝占據了較高比例，這表明紅小豆根際微生物在維持根際生態系統物質循環和能量代謝中具有重要作用[12，40]。遺傳信息處理（Genetic information processing）占比10.5%～12.2%，環境信息處理（Environmental informa?tion processing）占比8.4%～10.1%，與代謝功能相比兩者的相對豐度較低。

與CK組相比，V3處理組代謝功能的豐度降低約8.7%（圖6a），特別是在碳循環相關功能模塊中表現尤為突出，其中糖代謝豐度下降1.5%，氨基酸代謝豐度下降1.3%（圖6b），這種下降主要與放線菌門和變形菌門豐度減少有關，這兩個菌門是參與碳循環的重要功能菌群，兩者豐度下降導致碳水化合物和氨基酸代謝活性下降，從而削弱了土壤的養分轉化效率[23]。有研究指出，S-ME通過抑制重要功能菌群如放線菌門和變形菌門，削弱了土壤微生物的降解能力，進而影響土壤肥力。另外硝化功能顯著下降，其豐度相比CK組下降了18.2%，這可能會影響氮素的有效性，進而影響作物生長[19]。有機硅助劑的加入緩解了S-ME對代謝功能的抑制效應，尤其是在V5處理組，代謝功能的豐度恢復至57.1%（圖6a），碳水化合物代謝豐度恢復至16.5%，氨基酸代謝豐度恢復至13.9%，這可能與助劑通過優化根際微環境如提高氧氣供應、改善pH 值來促進微生物功能恢復有關[11]。此外，助劑還可能通過刺激某些抗逆功能菌群如寡養單胞菌屬和芽殖球菌屬的生長，從而增強根際微生物群落的解毒和適應能力[28]。

盡管在不同處理組間功能注釋的整體分布模式相似，但S-ME及其助劑的處理對一些功能模塊的相對豐度產生了調控作用。與CK 組相比，信號傳導（Signal transduction）在助劑處理組（V1、V2）中的相對豐度略高，為0.5%和0.8%，這可能是微生物對環境脅迫的一種應激性代償響應。然而，過高濃度的助劑可能對某些菌群產生毒性效應，甚至導致群落功能的重新分配和生態失衡[35]。進一步分析顯示，糖代謝和氨基酸代謝的活性變化與葡萄糖代謝和纖維素分解途徑的豐度提升相關，與CK組相比糖代謝和氨基酸代謝功能的相對豐度分別增加18.2%和14.7%。同時，多酚降解途徑的增強可能是因為提供額外的碳源促進了這些功能模塊的協同作用[30]。

3 結論

（1）精異丙甲草胺（S-ME）單獨施用導致紅小豆根際微生物多樣性降低，特別是有益微生物的豐度顯著下降，進而影響紅小豆的生長發育和生產力。

（2）當S-ME 與有機硅助劑聯合施用時，微生物多樣性有所恢復，特別是高濃度（0.5%）有機硅助劑與S-ME聯合施用，表明有機硅助劑的濃度對微生物多樣性有顯著影響。

（3）低濃度（0.25%）助劑抑制了微生物群落的豐富度，而高濃度助劑則促進了微生物多樣性的恢復，這可能與高濃度助劑優化根際環境或增強生物降解功能有關，特別是在變形菌門和放線菌門的豐度上，這些微生物群落的變化可能與農作物生長和抗病性相關，其對農作物的適應性和生產力有重要影響。

參考文獻：

[1] ZEMOLIN C R， AVILA L A， CASSOL G V， et al. Environmental fate of

S-metolachlor：a review[J]. Planta Daninha， 2014， 32（3）：655-664.

[2] WO?EJKO E， KACZY?SKI P， ?OZOWICKA B， et al. Dissipation of

S-metolachlor in plant and soil and effect on enzymatic activities[J].

Environmental Monitoring and Assessment， 2017， 189（7）：355.

[3] RANGANI G， NOGUERA M， SALAS-PEREZ R， et al. Mechanism of

resistance to S-metolachlor in palmer amaranth[J]. Frontiers in Plant

Science， 2021， 12：652581.

[4] FIORINO E， SEHONOVA P， PLHALOVA L， et al. Effects of

glyphosate on early life stages：comparison between Cyprinus carpio

and Danio rerio[J]. Environmental Science and Pollution Research

International， 2018， 25（9）：8542-8549.

[5] PLHALOVA L， BLAHOVA J， DIVISOVA L， et al. The effects of

subchronic exposure to NeemAzal T/S on zebrafish（Danio rerio）[J].

Chemistry and Ecology， 2018， 34（3）：199-210.

[6] TANETANI Y， FUJIOKA T， KAKU K， et al. Studies on the inhibition

of plant very-long-chain fatty acid elongase by a novel herbicide，

pyroxasulfone[J]. Journal of Pesticide Science， 2011， 36（2）：221-228.

[7] KURT-KARAKUS P B， BIDLEMAN T F， MUIR D C G， et al.

Comparison of concentrations and stereoisomer ratios of mecoprop，

dichlorprop and metolachlor in Ontario streams， 2006—2007 vs. 2003—

2004[J]. Environmental Pollution， 2010， 158（5）：1842-1849.

[8] IDZIAK R， SOBCZAK A， WALIGORA H， et al. Impact of

multifunctional adjuvants on efficacy of sulfonylurea herbicide applied

in maize（Zea mays L.）[J]. Plants， 2023， 12（5）：1118.

[9] AL-KHATIB K， KADIR S， LIBBEY C. Effect of adjuvants on bentazon

efficacy in green pea（Pisum sativum）[J]. Weed Technology， 1995， 9

（3）：426-431.

[10] DARIO G， DEL BEM L Jr， FERRARI J L， et al. Surface tension，

spray deposition and volunteer RR? corn control by clethodim and

quizalofop associated with adjuvants[J]. Revista Ceres， 2023， 70（3）：

12-20.

[11] BHARDWAJ L， REDDY B， JYOTI NATH A， et al. Influence of

herbicide on rhizospheric microbial communities and soil properties

in irrigated tropical rice field[J]. Ecological Indicators， 2024， 158：

111534.

[12] PHILIPPOT L， RAAIJMAKERS J M， LEMANCEAU P， et al. Going

back to the roots：the microbial ecology of the rhizosphere[J]. Nature

Reviews Microbiology， 2013， 11（11）：789-799.

[13] MISHRA S， ZHANG X X， YANG X D. Plant communication with

rhizosphere microbes can be revealed by understanding microbial

functional gene composition[J]. Microbiological Research， 2024， 284：

127726.

[14] RUUSKANEN S， FUCHS B， NISSINEN R， et al. Ecosystem

consequences of herbicides：the role of microbiome[J]. Trends in

Ecology amp; Evolution， 2023， 38（1）：35-43.

[15] QIAN H F， ZHU Y C， CHEN S， et al. Interacting effect of diclofopmethyl

on the rice rhizosphere microbiome and denitrification[J].

Pesticide Biochemistry and Physiology， 2018， 146：90-96.

[16] LIU W Y， ZHAO Q Q， ZHANG Z Y， et al. Enantioselective effects of

imazethapyr on Arabidopsis thaliana root exudates and rhizosphere

microbes[J]. Science of the Total Environment， 2020， 716：137121.

[17] ZHANG C P， XU J， LIU X G， et al. Impact of imazethapyr on the

microbial community structure in agricultural soils[J]. Chemosphere，

2010， 81（6）：800-806.

[18] WANG Y H， DU L W， LIU H J， et al. Halosulfuron methyl did not

have a significant effect on diversity and community of sugarcane

rhizosphere microflora[J]. Journal of Hazardous Materials， 2020， 399：

123040.

[19] ZENG J Y， MENG M L， QI L， et al. Environmental risks in swine

biogas slurry-irrigated soils：a comprehensive analysis of antibiotic

residues， resistome， and bacterial pathogens[J]. Environment

International， 2024， 191：108954.

[20] LE BELLEC F， VéLU A， FOURNIER P， et al. Helping farmers to

reduce herbicide environmental impacts[J]. Ecological Indicators，

2015， 54：207-216.

[21] JIANG H， HAN M Q， DONG Z， et al. Two new species of Petrocosmea

（Gesneriaceae） from Yunnan， China[J]. Nordic Journal of Botany，

2020， 38（12）：38.

[22] JI X H， YAO X F， LI X X， et al. Responses of soil microbial

community to herbicide atrazine contamination[J]. Water， Air， amp; Soil

Pollution， 2023， 234（4）：255.

[23] JIANG J Y， SUN Q， CHEN L M， et al. Effects of the herbicides

butachlor and bensulfuron-methyl on N2O emissions from a dryseeded

rice field[J]. Nutrient Cycling in Agroecosystems， 2014， 100

（3）：345-356.

[24] ZHAO Q， YANG Z D， ZHOU Z Y， et al. Toxicity mechanism of

organosilicon adjuvant in combination with S-metolachlor on Vigna

angularis[J]. Journal of Hazardous Materials， 2024， 480：135978.

[25] BELFRY K， SIKKEMA P H. Weed management in adzuki bean：a

review[J]. Canadian Journal of Plant Science， 2018， 98（6）：1221-

1233.

[26] LIN F Y， MAO Y F， ZHAO F， et al. Towards sustainable green

adjuvants for microbial pesticides： recent progress， upcoming

challenges， and future perspectives[J]. Microorganisms， 2023， 11（2）：

364.

[27] 張裕豐， 趙淑玲， 胡紫瑩， 等. 土壤微生物的新棲息地：塑料際發生

及其生態風險研究進展[J]. 華中農業大學學報， 2024， 43（4）：102-

111. ZHANG Y F， ZHAO S L， HU Z Y， et al. New habitats for

microorganisms in soil：progress on studying occurrence and

ecological risks of plastisphere[J]. Journal of Huazhong Agricultural

University， 2024， 43（4）：102-111.

[28] PALANIYANDI S A， YANG S H， ZHANG L X， et al. Effects of

Actinobacteria on plant disease suppression and growth promotion[J].

Applied Microbiology and Biotechnology， 2013， 97（22）：9621-9636.

[29] YANG W H， ZHANG X T， WU L Q， et al. Short-term application of

magnesium fertilizer affected soil microbial biomass， activity， and

community structure[J]. Journal of Soil Science and Plant Nutrition，

2021， 21（1）：675-689.

[30] 熊憫梓， 鈔亞鵬， 趙盼， 等. 不同生境馬鈴薯根際土壤細菌多樣性

分析[J]. 微生物學報， 2020， 60（11）：2434-2449. XIONG M Z，

CHAO Y P， ZHAO P， et al. Comparison of bacterial diversity in

rhizosphere soil of potato in different habitats[J]. Acta Microbiologica

Sinica， 2020， 60（11）：2434-2449.

[31] 隋鵬祥， 廉宏利， 王崢宇， 等. 旋耕和秸稈還田方式對棕壤微生物

群落特征的影響[J]. 生態學雜志， 2023， 42（9）：2049-2060. SUI P

X， LIAN H L， WANG Z Y， et al. Effects of rotary tillage and straw

incorporation on microbial community of brown soil[J]. Chinese

Journal of Ecology， 2023， 42（9）：2049-2060.

[32] CONRADIE T A， JACOBS K. Distribution patterns of Acidobacteriota

in different fynbos soils[J]. PLoS One， 2021， 16（3）：e0248913.

[33] LI Q S， WU L K， CHEN J， et al. Biochemical and microbial properties

of rhizospheres under maize / peanut intercropping[J]. Journal of

Integrative Agriculture， 2016， 15（1）：101-110.

[34] DU M， ZHENG M G， LIU A F， et al. Effects of emerging contaminants

and heavy metals on variation in bacterial communities in estuarine

sediments[J]. Science of the Total Environment， 2022， 832：155118.

[35] YIN C T， CASA VARGAS J M， SCHLATTER D C， et al. Rhizosphere

community selection reveals bacteria associated with reduced root

disease[J]. Microbiome， 2021， 9（1）：86.

[36] LI Y， LI X J， SUN Y， et al. Cathodic microbial community adaptation

to the removal of chlorinated herbicide in soil microbial fuel cells[J].

Environmental Science and Pollution Research International， 2018， 25

（17）：16900-16912.

[37] 謝小雨， 劉順莉， 陳遠學， 等. 減磷配施有機肥對叢枝菌根真菌群

落的復雜度和穩定性的短期效應[J]. 微生物學報， 2023， 63（10）：

3793 - 3810. XIE X Y， LIU S L， CHEN Y X， et al. Short-term

effects of application of reduced phosphorus fertilizer combined with

manure on the community complexity and stability of arbuscular

mycorrhizal fungi[J]. Acta Microbiologica Sinica， 2023， 63（10）：

3793-3810.

[38] ABUKARI I A. S-metolachlor phytotoxicity in sweetpotato[D].

Starkville：Mississippi State University， 2014.

[39] GAO S， LIU Y Y， JIANG J Y， et al. Protective responses induced by

chiral 3-dichloroacetyl oxazolidine safeners in maize（Zea mays L.）

and the detoxification mechanism[J]. Molecules， 2019， 24（17）：3060.

[40] DELGADO-BAQUERIZO M， OLIVERIO A M， BREWER T E， et al.

A global atlas of the dominant bacteria found in soil[J]. Science， 2018，

359（6373）：320-325.

（責任編輯：潘淑君）