小麥PHY基因家族鑒定及熱脅迫下表達分析

中圖分類號：S512.1 文獻標志碼：A 文章編號：1008-0864（2025）07-0030-14

Identificationof PHYGene Family in Wheat（TriticumaestivumL.） andTheirExpressionAnalysisUnderHeatStress

HU Yi ^1S ，GONG Jie2， ZHAO Wei2，CHENG Rong2，LIU Zhongyu ^1? GAO Shiqing2*，YANG Yazhen1* （1.CollegeofLifeScience，YangtzeUniversity，HubeiJingzhou4345，China;IstituteofHybridWheat，BeijingAcademyf Agriculture and Forestry Sciences，Beijing 1Ooo97，China）

Abstract：Phytochrome（PHY）in plants not only receives light signals as a photoreceptor，but also responds to environmental temperature changes as a temperature sensor. To identify PHY genes in wheat， the bioinformatics methods was used，and their physical and chemical properties，phylogenetic evolution，gene structure，protein conserved domain，promoter cis-acting element and gene expression characteristics were comprehensively analyzed.The resultsshowed that 9 TaPHY genes were identified，which randomly distributed on 6 chromosomes of wheat.And the subcellular localization prediction showed that these proteins were located in the nucleus.Phylogenetic analysis showed that these genes were classified into 3 subclasses， the genes of same subclass had high similarity of gene structure and protein conserved domain，which suggested similar function.Cis-element analysis revealed that the promoter of TaPHY genes had a variety of lightand hormone response elements.Inaddition，tissue expressionanalysis identified significant differences in the expression abundance of TaPHY genes.Combined with the screening results of heat tolerant and fluorescencequantitative analysis，the expression levels of TaPHYA1and TaPHYC2 were first down-regulated and then up-regulated under heat stress condition，while other genes showed diferent degres of downregulation，it showed that TaPHY genes inducedby heat stressand participated in theregulationof heat resistance of wheat. Correlation analysis showed that the expression of TaPHYA3 was significantly negatively correlated with H₂O₂ contentin the heat-resistant material 1-2-3，TaPHYC1 was positively correlated with superoxide dismutase （SOD）activity，TaPHYC3 expression was significantly correlated with SOD activity. Above results provided an experimental basis for further understanding the mechanism of TaPHY involved in heat stress response，and also provided important genetic resources for the screening of heat tolerant wheat lines.

Keywords：wheat；PHY gene family；gene identification；heat stress；correlation analysis

光在植物生長發育與代謝活動中起著重要的調控作用。在漫長的進化過程中，植物形成了精密的光受體系統以完成其光形態建成。目前，植物光受體可分為4類：光敏色素、隱花色素、向光素、UV-B受體。其中，光敏色素存在2種形式：遠紅吸收型（Pfr）和紅吸收型 （Pr） ，這2種形式可以相互轉換，使得植株能夠更好地應對遮蔭和資源競爭策略，這一系列變化被稱為SAR（shadeavoidanceresponse）l3]。小麥phyB突變體表現為節間數和株高增加的莖尖分生組織（shootapicalmeristem，SAM）特征[4]。PIFs是bHLH轉錄因子家族，在介導由Pfr/Pr引發信號網絡中具有樞紐作用[5。此外，光敏色素還能通過與下游調節因子PIF1和FHY3（far-red elongated hypocotyl3）相互作用，調節RVE1（REVEILLE1）和RVE2（REVEILLE2）等下游轉錄因子的生物活性，進而影響植物體內激素水平控制種子萌發]。PHY結構域的作用是調節光敏色素的活性，以及穩定具有生物活性形式的Pfr。對于PHYB來說，羧基端2個連續的PAS結構域，是使其在光照條件下從細胞質定位到細胞核的必要結構，而PHYA則需要借助穿梭蛋白FHY1/FHL進入細胞核；羧基端的另一個功能是促進光敏色素蛋白二聚體的形成。

在擬南芥中，PHYB不僅參與光信號傳導途徑，在溫度感知方面也起重要作用。隨著轉錄組學分析的應用，在擬南芥中發現了大量參與光介導和植物激素介導通路的熱響應基因。在此過程中，植物受體phyB作為分子開關，在不同光照條件下開啟或關閉多個熱應激（heatstress，HS）反應基因。形態學研究表明，phyB能夠增強植物的熱耐受性，在植物的溫度感知和響應中起重要作用。擬南芥 phyB 突變體在紅光和白光條件下都表現出不同程度的抗凍性[]。通過追蹤phyB核小體的形成，驗證了光敏色素對光和溫度刺激都有反應；通過敲除光敏色素的功能，植物HS反應可以在轉錄和形態水平上發生改變[2]。在作物中光敏色素對抗逆性也有影響；水稻phyB突變體在低溫和干旱條件下具有更好的耐受性，棉花PHYB過表達植株對干旱脅迫的耐受性更強[13]。

綜上所述，光敏色素不僅能夠調節作物的生育周期，提高作物抗逆性，還影響作物產量。光敏色素參與植物生長各個環節，并通過修飾植物的光敏色素信號途徑來改變其生理特性，從而定向調控植物的生長發育，以滿足人們的生產需求。迄今為止，在雙子葉模式植物擬南芥中對光敏色素進行了較為深入的研究，但在單子葉植物方面鮮有報道。禾本科植物中只存在 PHYA，PHYB 和PHYC這3個亞家族的光敏色素基因[14。小麥作為我國最重要的糧食作物之一，其產量直接關系到國家糧食安全問題。然而，在熱脅迫條件下TaPHY基因的相關研究鮮見報道。因此，本研究利用生物信息學方法對小麥中TaPHY基因及其在熱脅迫條件下的表達模式進行鑒定和分析，為進一步揭示光敏色素在小麥耐熱性中的作用機制奠定基礎。

1材料與方法

1.1小麥TaPHY基因鑒定

從Ensembl Plants （https：//plants.ensembl.org/index.html）數據庫中獲取擬南芥（Arabidopsisthaliana）、水稻（OryzasativaL.）、高梁（SorghumbicolorL.）、谷子（SetariaitalicaL.）、玉米（ZeamaysL.）和狗尾草（SetariaviridisL.）PHY氨基酸序列及小麥全基因組編碼序列（coding sequence，

CDS）和氨基酸序列，利用HMMER軟件構建隱馬爾可夫模型，使用SMART（http：//smart.emblheidelberg）、Pfma（https：//pfam.xfam.org/）進行結構域預測。

1.2小麥TaPHY基因理化性質分析

從EnsemblPlants網站獲取相關基因ID、物理位置、基因序列、氨基酸序列以及CDS信息。通過在線程序 Expasy（http：//web.expasy.org/compute_pi/）預測TaPHY蛋白的等電點（isoelectricpoint，pI）、分子量（molecularweight，MW）不穩定系數（instability index，II）以及總平均親水 性（grand average of hydropathicity，GRAVY）等信息。使用Euk-mPLoc2.0server（http：//www.csbio.sjtu.edu.cn/bioinf/euk-multi-2/）網站進行亞細胞定位預測。利用ProtScale網站（https：//web.expasy.org/protscale/）分析TaPHY蛋白的親水性和疏水性。

1.3小麥TaPHY蛋白結構預測分析

利用在線網站 SOMPA（https：//npsa-prabi.ibcp.fr/cgi-bin/npsa_automat.pl？ page L= npsa_sopma.html）和Phyre2（http：//www.sbg.bio.ic.ac.uk/phyre2/html/page.cgi？id=index）通過TaPHY基因的氨基酸序列進行二級結構和三級結構預測。

1.4小麥TaPHY基因的系統進化樹構建

利用EnsemblPlants網站搜索候選基因的同源序列，然后用Pfam網站（http：//pfam.xfam.org/）對同源基因的編碼序列進行保守結構域驗證，保留包含PHY、PAS結構域的蛋白序列。用MEGA11.0的ClustalW程序對小麥TaPHY與擬南芥AtPHYA＼～AtPHYE、水稻OsPHYA＼～OsPHYAC、玉米ZmPHYA1＼～ZmPHYC2、谷子SiPHY1＼～SiPHY4、高粱SbPHYA＼～SbPHYC、狗尾草SvPHYA＼～SvPHYC共7個物種的全長氨基酸序列進行多序列比對，用最大似然法（maximumlikelihood）構建系統發育進化樹，Jones Taylor Thornton模型，Bootstrap值設為 1000 用Evolview2.0網站（http：//www.omicsclass.com/article/671）進行可視化。

1.5小麥TaPHY基因結構和蛋白保守基序分析

使用在線網站MEME（http：//meme-suite.org/tools/meme）預測小麥TaPHY蛋白的保守基序（motif），數目設置為8，然后利用TBtools繪制小麥TaPHY基因的結構和保守基序圖。

1.6小麥TaPHY基因啟動子順式作用元件預測

從EnsemblPlants數據庫中獲取小麥TaPHY基因起始密碼子上游 2 000bp 序列，使用PlantCARE（http：//bioinformatics.psb.ugent.be/webtools/plantcare/html/）預測順式作用元件，利用TBtools軟件中GeneStructureView程序進行可視化。

1.7小麥TaPHY基因組織表達和非生物脅迫下的表達模式分析

查找并下 載WheatOmics1.0 （http：//wheatomics.sdau.edu.cn/）和 Wheat ExpressionBrowser（wheat-expression.com）小麥表達數據庫中中國春TaPHY基因在不同組織、不同發育時期及各種非生物脅迫處理后的表達量數據，分析它們的表達，使用TBtools軟件中的HeatMap程序繪制表達模式熱圖。

1.8TaPHY基因在不同耐熱性材料中的表達量測定

1.8.1材料的耐熱性鑒定選用創制的40個高代重組自交系材料，在溫室通過耐熱篩盒試驗對其耐熱性進行鑒定。將大小均一、成熟且飽滿的小麥種子播種在等量土壤、大小相同的塑料盆中，設對照組和處理組。待小麥生長至2葉1心時，對照處理（CK）在 正常培養，熱脅迫處理（HT）在 42^°C 培養，記錄熱脅迫后的存活率。分別在處理0、1、5、10和 20h 共5個時間點進行取幼苗葉片，設3次生物學重復，用于測定葉片的過氧化氫 （H₂0₂） 含量和超氧化物歧化酶（superoxidedismutase，SOD）活性。 H₂O₂ 含量和SOD活性生理指標測定方法見參考文獻[15]。

1.8.2TaPHY基因在不同耐熱性材料中的表達模式分析采用RNA提取試劑盒[天根生化科技（北京）有限公司]提取耐熱材料1-2-3和不耐熱材料1-3-4熱脅迫處理（HT）和對照處理（CK）小麥幼苗的總RNA。然后使用TaKaRa反轉錄試劑盒反轉錄獲得cDNA進行qRT-PCR，反應體系為20.0μL ，包括 Hieff UNICON@Universal BlueqPCRSYBRGreenMasterMix[翌圣生物科技（上海）股份有限公司] 10.0μL 上下游引物0 10.0μmol?L^-1） 各 0.4μL， cDNA模板 2.0μL （ 100.0ng） ， ddH₂O7.2μL 。qRT-PCR反應程序為： 95^°C 預變性 3min 95^°C 變性 3s，60^°C 退火

20s，40個循環后增加熔解曲線環節， 95^°C 變性5s， 60°C 退火 30s，95^°C 變性 15s ，擴增曲線和熔解曲線鑒定引物特異性。內參為18SrRNA基因，利用公式 2^-ΔΔCT[16] 計算基因的相對表達量，進行3次生物學重復。PCR引物如表1所示。

1.9 數據分析

采用Excel2010和SPSS16.0對試驗數據進行整理和相關性分析。

2 結果與分析

2.1TaPHY基因家族鑒定及序列分析

從EnsemblPlants數據庫中共鑒定出9個小麥TaPHY基因，基因長度 3355～4630bp ，氨基酸數量885＼～1166，相對分子量97690.63＼～128636.61Da，等電點5.51＼～5.79；不穩定指數48.81＼～52.47，即均為不穩定蛋白；蛋白中的親水性氨基酸多于疏水性氨基酸，為親水蛋白，GRAVY均為負數，表明均屬于酸性親水性蛋白；亞細胞定位表明，TaPHY蛋白均存在于細胞核中；9個TaPHY分布在小麥6條染色體上，其中，4A、4B和4D染色體上均含有2個，其他3條染色體上各有1個（表2）。

進一步分析TaPHY蛋白的氨基酸序列發現，9個TaPHY蛋白中共存在7種結構域（圖1），分別為GAF、PAS_2、PHY、PAS、PAC、HisKA 和HATPase_c，其中，9個TaPHY蛋白中均含有GAF、PAS_2、PHY和2個PAS結構域。TaPHYA1、TaPHYA2和TaPHYA3屬于PHYA亞族，但TaPHYA3的C端多了1個PAC結構域;TaPHYB1、TaPHYB2、TaPHYB3屬于PHYB亞族，這3個成員均比較保守。TaPHYC1、TaPHYC2、TaPHYC3屬于PHYC亞族，其N端比較保守，在C端TaPHYC2較TaPHYC1、TaPHYC3缺少HATPase_c結構域。

2.2TaPHY蛋白的系統進化分析

將小麥TaPHY蛋白與擬南芥、水稻、玉米、谷子、高粱、狗尾草以及小麥中的類PHY蛋白進行多序列比對后構建系統進化樹，結果（圖2）顯示，9個TaPHY蛋白分別屬于PHYA、PHYB和PHYC3個亞家族，其中，TaPHYA1、TaPHYA2和TaPHYA3屬于PHYA亞家族，TaPHYB1、TaPHYB2和TaPHYB3屬于PHYB亞家族，TaPHYC1、TaPHYC2和TaPHYC3屬于PHYC亞家族。PHYA和PHYC各為1支;PHYB與PHYD、PHYE聚為1支。TaPHYB1、TaPHYB2、TaPHYB3與OsPHYB聚在同一分支上，表明它們可能具有相似的功能。與擬南芥相比，小麥TaPHY蛋白與谷子、狗尾草、高粱、玉米、水稻的PHY蛋白親緣關系較近，因為小麥、谷子、狗尾草、水稻、高梁、玉米同屬于單子葉禾本科植物，而擬南芥屬于雙子葉植物，推測植物在進化過程中PHY基因發生了生物學功能分化。

2.3 小麥TaPHY蛋白結構預測

進一步對TaPHY蛋白的二級結構進行分析，結果（表3）表明，9個TaPHY蛋白均由 ∝ 螺旋、β轉角、延伸鏈和無規則卷曲等結構組成，其中 ∝ 螺旋和無規則卷曲的占比較高，延伸鏈次之，β-轉角最少；且不同TaPHY蛋白間各類占比相似。對

TaPHY蛋白的三級結構進行預測，結果（圖3）表明，TaPHYC1、TaPHYC2和TaPHYC3的三級結構較為相似;TaPHYA3、TaPHYB2和TaPHYB3的三級結構較為相似；TaPHYA1和TaPHYB1的三級結構較為相似；TaPHYA2的三級結構與其他TaPHY蛋白的結構差異較大。

2.4TaPHY基因的結構特性分析

對小麥TaPHY基因的保守結構域和基因結構進行分析，結果（圖4）表明，TaPHY基因的外顯子數量在2＼～5個，其中，TaPHYA2含有2個外顯子；TaPHYA1、TaPHYB1、TaPHYB2和TaPHYB3基因含有4個外顯子；TaPHYA3、TaPHYC1、TaPHYC2和TaPHYC3基因含有5個外顯子。除TaPHYA3和TaPHYC2外，其他TaPHY基因都含有3'UTR和5'UTR。TaPHYA2、TaPHYB1、TaPHYB2和TaPHYB3中均存在一段較長的內含子區域。對小麥TaPHY的保守基序進行分析發現，共鑒定了8個含有50個氨基酸殘基的motif，9個TaPHY均包含這8個motif，且motif的排順相同、位置相近，這表明小麥TaPHY基因的保守性較高。

2.5 TaPHY基因順式作用元件

對9個TaPHY基因啟動子區域順式作用元件進行分析，共篩選鑒定到12種順式作用元件，主要與光響應、激素響應和植物發育有關（圖5）。其中，光響應元件有40個，在9個TaPHY基因啟動子中均有分布；光反應相關元件有33個，除TaPHYA2外均有分布；激素響應相關元件有80個，包括脫落酸、水楊酸、茉莉酸甲酯、生長素和赤霉素等激素響應元件。植物發育相關元件有13個，包括種子特異性調控、玉米醇溶蛋白代謝調節以及晝夜節律調節等作用元件。9個TaPHY基因中，TaPHYB2基因含有6種響應元件，TaPHYA2基因含有3種響應元件，推測TaPHYB2基因在小麥生長發育過程中可能起重要作用。

2.6基于網站數據庫的TaPHY表達分析

利用WheatOmics1.0網站的轉錄組數據，繪制9個TaPHY基因的組織表達熱圖，結果（圖6A＼～C）顯示，不同TaPHY基因的表達量存在顯著差異，且同一TaPHY基因在不同組織、不同時期的表達量也存在差異。利用WheatExpression

Browser數據庫繪制9個TaPHY基因在3個發育時期、不同器官的表達熱圖，結果（圖6D＼～F）顯示，9個TaPHY基因在幼苗期、營養生長期和生殖生長期的表達量存在差異，總體來看，3個亞族表現為TaPHYCgt;TaPHYBgt;TaPHYA。在干旱、冷和鹽等非生物脅迫條件下，不同TaPHY基因的表達量存在明顯差異。TaPHYB和TaPHYC對溫度變化更加敏感，在熱脅迫1和6h，3個TaPHYC基因的表達量較其他基因的表達量更高，其中TaPHYC1的表達量最高，而3個TaPHYB基因在熱脅迫1h的表達量明顯降低，在脅迫6h時得到了部分恢復，推測小麥在遭遇熱脅迫時，TaPHYB和TaPHYC基因可能發揮重要作用。

2.7 耐熱材料的篩選

從40份高代材料中篩選得到耐熱材料1-2-3和不耐熱材料1-3-4（圖7）。在熱脅迫 20h ，1-2-3的存活率仍高達 90% ，而1-3-4的存活率僅11.11% 。進一步對這2份材料的 H₂O₂ 含量和SOD活性進行測定，結果表明，熱脅迫處理后2份材料的 H₂O₂ 含量均顯著或極顯著高于CK；隨著熱脅迫時間的延長，1-2-3的 H₂O₂ 含量增速較緩，而1-3-4的 H₂O₂ 含量快速升高；2份材料均在熱脅迫5h 時， H₂O₂ 含量最高，隨后逐步降低，在熱脅迫20h 時，1-2-3的 H₂O₂ 含量低于1-3-4。在熱脅迫1h，1-2-3的SOD活性顯著降低，而1-3-4與初始值差異不顯著；熱脅迫處理 5h 后，2份材料的SOD活性均趨于穩定，但1-2-3的SOD活性（1602.07U?g^-1） 高于 1-3-4（1510.05U?g^-1） 。綜上所述，基于存活率和生理指標，1-2-3較1-3-4耐熱性更強。

2.8熱脅迫下TaPHY基因表達分析

進一步分析TaPHY基因在耐熱材料1-2-3和不耐熱材料1-3-4中的表達模式，結果如圖8所示。在耐熱材料1-2-3中，在正常條件下，TaPHYA2基因隨時間的變化表達量上調，且在20h 時的表達量為 ^0h 的1.7倍，而TaPHYA1、TaPHYA3、TaPHYB1、TaPHYB2、TaPHYB3和TaPHYC3基因隨時間的變化表達量總體呈下調趨勢，TaPHYC1在1和5h時的表達量顯著低于初始值，在10和 20h 時的表達量與初始差異不顯著，TaPHYC2基因在 ^10h 的表達量與初始差異不顯著，在其他時間的表達量顯著低于初始值；在熱脅迫下，TaPHYA2基因的表達量變化較小，而TaPHYA1、TaPHYA3和TaPHYC2基因均下調表達，但在 20h 的表達量顯著提高，與初始值差異不顯著。在不耐熱材料1-3-4中，TaPHYA2在熱處理1h時的表達量是 ^0h 的3倍，而其他基因均呈下調表達趨勢。

2.9 H₂O₂ 含量、SOD活性與TaPHYs基因表達的相關性分析

由圖9可知，TaPHYA3在熱處理1-2-3中的表達量與 H₂O₂ 含量呈顯著負相關，推測該基因可能參與 H₂O₂ 代謝過程；TaPHYC3在熱脅迫下的表達量與SOD活性呈顯著正相關；TaPHYC1在熱處理1-2-3和1-3-4中的表達與S0D活性呈顯著或極顯著正相關。由此可見，無論是在耐熱材料1-2-3還是在不耐熱材料1-3-4中，TaPHYC1與SOD活性均表現出顯著正相關性，這可能與TaPHYC1基因參與調節SOD活性有關。

3討論

光敏色素由多基因編碼，且其編碼基因屬于小基因家族，不同植物體內的家族成員數量和拷貝數不同。擬南芥存在PHYA、PHYB、PHYC、PHYD和PHYE共5種光敏色素，而在禾本科植物水稻、玉米和小麥中只存在PHYA、PHYB和PHYC共3種光敏色素，但它們的拷貝數存在差異，水稻中是單拷貝，玉米中為雙拷貝，小麥中為3個拷貝。擬南芥PHYD蛋白亞族的結構與PHYB蛋白亞族相近，且二者均可響應避光調節，表明植物中天然存在PHYD-1突變現象[18]。在不同光下，PHYD基因的轉錄和表達較穩定，但其對擬南芥幼苗光形態建成的調控作用較微弱。研究表明，在自然條件下，許多植物的PHYD基因可能為非必需基因[19]。本研究通過生物信息學的方法從小麥中共鑒定出9個TaPHY基因，分布在4A（2個）4B（2個）4D（2個）和5A（1個）5B（1個）5D（1個）染色體上。基因編碼的結構域是蛋白質結構和功能單元，參與植物基因轉錄、翻譯調控和信號轉導等生命過程，而光對植物的生長發育及化學成分調節是通過特異基因的調控來實現[20]。

本研究發現，TaPHYA1、TaPHYA2、TaPHYA3、TaPHYB1、TaPHYB2、TaPHYB3、TaPHYC1、TaPHYC2和TaPHYC3的N端均具有光敏色素典型的PAS和GAF結構域，除TaPHYA2和TaPHYC2外C端均具有HisKA和HATPase_c結構域。3個TaPHYA由于存在結構域差異，可能導致基因表達模式不同。TaPHYC1、TaPHYC2、TaPHYC3的N端結構域高度相似，但在C端上TaPHYC2缺少了1個HATPase_c結構域。總體上，小麥、擬南芥、水稻PHY蛋白具有相似的結構，表明光敏色素在進化過程中具有保守性。光敏色素蛋白是植物自身合成的水溶性蛋白，在植物體內通常以二聚體活性形式存在和發揮功能。每個光敏色素單體分為2個結構域，N端和C端結構域，其中N端的光感受結構域可共價結合生色團，與光敏色素的光化學特性相關；而C端的光調節結構域主要參與光敏色素二聚體的形成及下游信號轉導過程2]。在擬南芥中，PHYC蛋白需要借助PHYB蛋白維持自身穩定，PHYC蛋白只能與家族內的其他光敏色素形成異源二聚體發揮功能[22]。在小麥中，PHYC蛋白不僅能形成同源二聚體發揮功能，在長日照及黑暗條件下PHYC的表達量高于PHYB[23]。小麥PHYB和PHYC均能促進開花，缺失突變體均表現出不同程度的晚花表型，但在擬南芥中PHYB及PHYC均抑制開花[24]。研究發現，在擬南芥中光敏色素介導的光信號與脫落酸代謝途徑相互作用，光敏色素作用因子PIFs參與植物激素信號轉導[25]。本研究對小麥TaPHY基因啟動子順式作用元件進行分析，共鑒定出17類順式作用元件，其中，光響應元件和激素類響應元件數量最多，推測小麥TaPHY基因可能受光和激素的調節。

光敏色素B不僅起著光受體的作用，還起著溫度受體的作用。遠紅光和適度高溫會使光敏色素B失活2，而擬南芥PhyB突變體的耐熱性增強[3]，這表明PHYB基因在植物適應高溫環境過程中起重要作用。光敏色素是一種由多基因編碼的光溫二受體，植物對光照和溫度的響應存在耦聯關系，光信號和溫度信號通路間的復雜串擾是植物在自然環境中生長和發育的基礎；植物PHY基因作為重要的光信號受體蛋白編碼基因，對于植物的生長發育、形態建成、次生代謝及抗逆性起重要作用。PHYB蛋白不僅作為光受體感受光信號，還作為傳感器感知外界溫度的變化[]。高溫下PHYB促進PIF4蛋白的積累，從而調控與熱響應有關基因的表達[2；在高溫和高紅光或遠紅光時，PIF4和PIF7上調表達，但它們都受cryl和PHYB的抑制28]。本研究對TaPHY熱脅迫侯選基因的表達模式進行分析發現，9個TaPHYs基因均受熱脅迫誘導，在2個不同耐性材料中呈現出不同的表達模式。在耐熱材料1-2-3中，TaPHYA1和TaPHYC2在熱脅迫后呈現先下調后上調的表達模式；在不耐熱材料1-3-4中，TaPHYA2、TaPHYB2和TaPHYAC2受熱脅迫后均呈上調表達趨勢；但TaPHYC2受熱脅迫后在耐熱和不耐熱材料中表達量均上調。結合WheatOmics 1.O 網站和WheatExpression Browser數據庫中熱脅迫下的表達數據，9個TaPHYs基因在熱脅迫短期內，表達量均呈現下調，推測這可能是由于在不同材料中不同基因受熱脅迫誘導的表達程度不同。

參考文獻

[1]王富剛，張靜，張雄，等.光敏色素與植物的光形態建成[J]. 基因組學與應用生物學，2017，36（8）：3167-3171. WANG FG， ZHANG J， ZHANG X， et al. Phytochromes and plan photomorphogenesis [J].Genomics Appl. Biol.，2017，36（8）：3167- 3171.

［2］王靜，王艇.高等植物光敏色素的分子結構、生理功能和進 化特征[J].植物學通報，2007，24（5）：649-658. WANGJ，WANG T. Molecular structure，physiological function and evolution of phytochrome in higher plants [J].Chin. Bull. Bot.，2007，24（5）：649-658.

[3]SONG B，ZHAO H，DONG K，et al..Phytochrome Ainhibits shadeavoidance responses under strong shade through repressingthebrassinosteroid pathwayin Arabidopsis[J].Plant J.，2020，104（6）：1520-1534.

[4]KIPPES N， VANGESSEL C， HAMILTON J， et al. Effect of phyB and phyC lossof-function mutations on the wheat transcriptome under short and long day photoperiods [J/OL]. BMC Plant Biol.，2020，20（1）：197 [2024-07-10].htps：//doi.org/ 10.1101/2020.04.07.030197.

[5]XU P，LIAN H，XU F，et al..Phytochrome B and AGB1 coordinatelyregulatephotomorphogenesisbyantagonistically modulatingPIF3stabilityin Arabidopsis[J].Mol.Plant，2019， 12（2）：229-247.

[6]YANG L，JIANG Z，JING Y，et al. PIF1 and RVE1 form a transcriptional feedback loop to control light-mediated seed germination in Arabidopsis[J].J.Integr.Plant Biol.，2020，62（9）： 1372-1384.

[7]LIU S，YANG L，LI J，et al. FHY3 interacts with phytochrome Band regulates seed dormancy and germination [J].Plant Physiol.，2021，187（1）：289-302.

[8］張芳，張曉楓，王進征，等.植物光敏色素PHYA、PHYB研究 進展[J].生物學通報，2011，46（1）：11-14. ZHANG F，ZHANG XF，WANG JZ，et al..Research advances on thephytochromesAandB[J].Bull.Biol.，2011，46 （1）：11-14.

[9]SONG J， LIU Q，HUB，et al..Photoreceptor PhyB involved in Arabidopsistemperatureperceptionandheat-tolerance formation [J/OL]. Int.J.Mol. Sci.，2017，18（6）：E1194[2024-07- 10]. https：//doi.org/10.3390/ijms18061194.

[10]JIANG BC，SHI YT，PENGY，et al..Cold-induced CBF-PIF3 interaction enhances freezing tolerance by sstabilizing the phyB thermosensor in Arabidopsis[J].Mol.Plant，2020，13（6）： 894-906.

[11]LEGRIS M，KLOSE C，BURGIE E S，et al..Phytochrome B integrates light and temperature signals in Arabidopsis[J]. Science，2016，354（6314）：897-900.

[12]JUNG JH，DOMIJAN M，KLOSE C，et al..Phytochromes function as thermosensors in Arabidopsis [J]. Science，2016， 354（6314）：886-889.

[13]HE Y，LIY，CUIL，et al.Phytochrome B negativelyafets cold toleranceby regulating OsDREB1 gene expression through phytochrome interacting factor-like protein OsPIL16 in rice [J/OL]. Front.Plant Sci. 2016，7：1963 [2024-07-10]. https：//doi.org/ 10.3389/fpls.2016.01963.

[14]GAO Y，JIANG W，DAI Y，et al..A maize phytochromeinteractingfactor3improves drought and salt stress tolerance in rice[J].Plant Mol.Biol.，2015，87（4/5）：413-428.

[15]李敏，蘇慧，李陽陽，等.黃淮海麥區小麥耐熱性分析及其鑒 定指標的篩選[J].中國農業科學，2021，54（16）：3381-3393. LIM，SUH，LIYY，etal..Analysisofheat toleranceofwheat with different genotypes and screening of identification indexes in Huang-Huai-Hai region [J]. Sci.Agric. Sin.， 2021， 54 （16）： 3381-3393.

[16]REI S， MICAEL P， VIEIRA C， et al. Fold change in regucalcin expressionafter chill-coma recovery （ChCR） obtained by qRT-PCR using the 2^-ΔΔCT method[J]. Methods，2001，25 （4）：402-408.

[17］王璐璐.玉米光敏色素基因的克隆與苗期光暗條件下表達 分析[D].沈陽：沈陽農業大學，2017. WANG L L.The cloning of phytochrome gene in maize and the expression analysis in the light and dark conditionsat theseeding stage[D]. Shenyang： Shenyang Agricultural University，2017.

[18]AUKERMAN M J， HIRSCHFELD M，WESTER L，et al..A deletion in the PHYD gene of the Arabidopsis Wassilewskija ecotype definesa role for phytochrome Dinred/far-red light sensing[J]. Plant Cell，1997，9（8）：1317-1326.

[19]李建平，楊建平，宋梅芳，等.擬南芥光敏色素D（AtphyD）在不 同光質下的表達特性分析[J].新疆農業科學，2014，51（2）： 305-310. LIJP，YANGJP，SONGMF，etal..Differential patternsof expression of the Arabidopsisphytochrome D under different light conditions [J]. Xinjiang Agric.Sci.，2014，51（2）：305-310.

[20]陳由，王亞琴.水稻光敏色素A基因克隆及其在光形態建 成中的作用[J].華南師范大學學報（自然科學版），2014， 46（1）：71-76. CHENY，WANGYQ. Cloning and Function Analysis of rice Phytochrome A gene in photomorphogenesis [J].J. South China Norm.Univ.（Nat.Sci.），2014，46（1）：71-76.

[21]丁武思，陳士瞻，劉磊，等.2個玉米光敏色素C基因的克隆及 功能驗證[J].河南農業科學，2021，50（1）：16-26. DINGW S，CHEN SZ，LIU L，et al..Cloning and function verification of two phytochrome C genes in Zea mays [J].J. Henan Agric.Sci.，2021，50（1）：16-26.

[22]SANCHEZ-LAMAS M，LORENZO C D，CERDAN PD.Bottomup assembly of the phytochrome network [J/OL].PLoS Genet.， 2016，12（11）：e1006413 [2024-07-10]. https：//doi.org/10.1371/ journal.pgen.1006413.

[23]CHEN A，LI C X，HU W，et al.Phytochrome C plays a major role intheaccelerationofwheat floweringunderlong-dayphotoperiod [J].Proc.Natl.Acad.Sci.USA，2014，111（28）：10037-10044.

[24]PEARCE S，KIPPES N， CHEN A， et al.. RNA-seq studies usingwheat PHYTOCHROME B and PHYTOCHROME C mutants reveal shared and specific functions in the regulation offlowering and shade-avoidance pathways [J/OL].BMC Plant Biol.，2016，16（1）：141 [2024-07-10]. https：//doi.org/10.1186/ s12870-016-0831-3.

[25]李丹陽，張曉花，劉靈芝，等.光敏色素互作因子OsPIL15基 因對水稻磷、氮吸收利用的影響[J].河南農業科學，2021， 50（5）：24-31. LIDY，ZHANGXH，LIUL Z，et al..Effects of phytochrome interacting factor OsPIL15 gene on absorption and utilization ofphosphorus and nitrogen in rice [J].J.Henan Agric. Sci.， 2021，50（5）：24-31.

[26]SUN JJ，LUJ，BAI MJ，et al.Phytochrome-interacting factors interact with transcription factor CONSTANS to suppress flowering in rose[J].Plant Physiol.，2021，186（2）：1186-1201.

[27]QIU YJ，LI M N，KIMRJA，et al..Daytime temperatureis sensedbyphytochromeB in Arabidopsisthrougha transcriptional activator HEMERA[J/OL].Nat.Commun.，2019， 10（1）：140 [2024-07-10]. https：//doi.org/10.1038/S41467-018- 08059-Z.

[28]BURKOY，WILLIGEBC，SELUZICKI A，et al..PIF7 is a master regulator of thermomorphogenesis in shade [J/OL].Nat. Commun.， 2022，13（1）：4942 [2024-07-10].htps：//doi.org/10.1038/s41467-022- 32585-6.