實驗鼠群的健康監測管理

龐萬勇，賀爭鳴，何 誠，朱德生，趙德明

（1.賽諾菲研發中心藥物安全評價和動物實驗部，北京 100022；2.中國食品藥品檢定院實驗動物管理處，北京 100050；3.中國農業大學動物醫學院，北京 100193；4.北京大學實驗動物中心，北京 100876）

近幾十年來，實驗鼠種群的總體健康水平得到了顯著的提高，但還是有很多對人類和/或動物健康以及對動物實驗研究有影響的病原體在實驗鼠群中流行。實驗小鼠大概占到生物醫學領域中所用實驗動物總數的80～90％，尤其基因工程鼠的使用成對數增長。疾病的發生和流行受到遺傳學、環境因素（如飼料、墊料、傳染病等）等的影響。基因工程鼠因為其遺傳改變所以其免疫狀況和對傳染性疾病和其它疾病的易感性和臨床表現都可能和其它普通的實驗鼠不一樣。因此基因工程鼠群的健康管理更復雜更具挑戰性。因為實驗動物的健康狀況會直接或間接地影響到科學研究，所以對任何實驗動物設施而言，動物健康質量控制規劃，或簡單稱之為動物健康監測，都是很重要的。

1 進行實驗鼠群健康監測的必要性

實驗動物的健康狀況會影響到其在科研中的使用，對科研本身、人類健康（如人畜共患病）和實驗動物種群都有可能造成影響。實驗大、小鼠的傳染性病原體一般不會造成明顯的臨床疾病，但多造成亞臨床感染，個別病原體的強毒株除外。亞臨床感染雖然不引起明顯的臨床病癥和死亡，但是這些感染對生理學、免疫學、甚或形態學的影響都可能影響到實驗結果的科學性、真實性和可重復性。例如小鼠肝炎病毒感染，在免疫學方面，因為病毒在巨噬細胞、T細胞和B細胞內增殖所以會影響到這些細胞的功能、可激活自然殺傷細胞并誘導干擾素的生成、可造成免疫刺激或抑制（因感染時機不同而異）、減少脾細胞體外培養時細胞因子的生成、永久性地降低皮膚移植排斥反應、并在疾病恢復后永久性降低T細胞依賴性的抗體應答。在微生物學方面，降低對病毒如仙臺病毒和鼠肺炎病毒的易感性、增強對鼠傷寒沙門氏菌的抵抗性。在生理學方面，改變肝臟酶的水平和蛋白合成、改變外周血計數、增強單核細胞的促凝血活性、降低NOD小鼠糖尿病的發生率。在腫瘤學方面，改變腫瘤傳代間隔和腫瘤侵襲性、污染移植性腫瘤等。亞臨床感染需要用靈敏的和精確的監測方法進行確定。實驗鼠群健康管理的一個首要目標就是確定種群中存在或不存在某些特定的病原體，所以健康監測有時可稱為微生物監測。

現代實驗鼠群存在的有些傳染性病原可能是因為與人類接觸或由野生鼠污染所致，所以一種或多種新的或已從種群中凈化出去的病原體重新入侵的風險依然存在。因此建立并執行全面的種群健康監測對于確保人類健康、動物健康福利、以及實驗研究結果的有效性和可重復性是非常重要的。

2 實驗鼠群健康監測規程的建立

首先要做好風險分析。實驗機構需要了解在其設施里飼養和使用的實驗動物有哪些品種及其健康狀況如何、有無和有哪些基因工程鼠、過去/現在和未來會有什么研究項目涉及到實驗動物的使用和生物材料的使用、實驗設施的類型（屏障或普通環境、以及人流、物流、動物流和氣流等）、生物安全措施（包括實驗動物供應商的遴選、不同種屬的和不同來源的動物分開飼養、隔離檢疫、生物材料的微生物污染監測、蟲害控制措施等）、既往健康問題、實驗動物供應商的動物健康狀況、引入新動物或生物材料的頻度、（單位內外的）動物運輸情況等。然后還要通過文獻查詢、專家咨詢等途徑了解當前在實驗鼠群所流行的疾病，主要側重于傳染性疾病，特別是相關品系或基因工程鼠對相關疾病的易感性、病理學、臨床表現和對科研的影響。這樣才能分析出傳染性病原體入侵實驗動物設施的隱患大小，以及入侵后是否能和如何限制或根除感染。

其次是要對監測項目即病原進行選擇。在選擇病原之前，應該了解選擇病原進行監測的標準或理由。理論上講，應該選取可影響到科研以及動物和人的健康的病原（如人畜共患病病原）進行監測，尤其是那些如果檢測到以后可以采取措施控制最好是能根除的病原。可以理解為如果必須監測的病原監測結果為陽性，但是又沒有將其根除的辦法，則可不再監測或減少監測頻度（如果依據法律法規必須強制性監測的話）。另外也應該考慮到所涉及動物的微生物等級。例如，悉生動物應該檢測所有的外源性微生物。無特定病原體動物應該按照相應的標準（在中國主要的依據是現行版的《實驗動物微生物學等級及監測》國家標準）來監測，如不應該有外寄生蟲、多細胞的體內寄生蟲、以及致病性的腸道原蟲。另外不應該有大多數外源病毒感染或沒有針對它們的抗體，因為病毒都寄生于細胞內會影響細胞的代謝和功能并影響機體的防御機制。對細菌的監測要依動物的免疫狀況而定，如無免疫缺陷的動物只要沒有少數的“原發性”細菌病原就可適用于絕大多數的研究，但對于免疫缺陷動物而言則還要監測那些條件性病原菌甚至于監測“正常菌群”中的個別細菌，因為它們可能引起免疫缺陷動物的疾病。關于應該監測或不監測哪些病原，國際上現在尚無統一的標準，這也是實驗動物生產商和使用單位之間經常討論的一個熱點問題。相關病原的監測與否請參考相關指南，如美國國立衛生研究院出版的由日美科學家編撰的“Manual of Microbiologic Monitoring of Laboratory Animals”、歐洲實驗動物學會聯盟（FELASA）的相關指南、美國密蘇里大學實驗動物疾病診斷實驗室（RADIL）和美國Charles River Laboratories的相關網站，可作為參考。北美的大多數研究機構對常見的病毒至少每季度監測一次，然后每年度進行完全的病毒監測，并對細菌進行選擇性監測。對寄生蟲的監測，一般是每季度作內部監測，或使用第三方實驗室做年度檢測。歐洲的情況也大體差不多，或者說對核心的重要的病原的監測在國際上都比較一致。每個單位應該建立一份具有單位特色的清單，列出實驗設施里不應該有的或者說應該排除的病原，即應該進行監測的病原清單。這種清單，不是一成不變的，而應該是與時俱進的，因為不斷有新的病原出現也會有老的病原發生新的變化。因為有很多關于病毒致病性及其對科研影響的文獻，所以病毒的清單一般比較好建立。雖然有的病毒可能不致病，但通行的共識是實驗鼠群不應該有病毒感染。一個問題就是有無必要對一些已經早就從實驗鼠群根除的病毒，如小鼠胸腺病毒、鼠多瘤病毒等，進行監測。比較保險的做法是進行監測，但監測頻率可依監測陰性結果而酌情遞減。關于寄生蟲，對其是否對研究有影響及影響大小知之甚少。但寄生蟲的檢出可揭示動物種群的清潔狀況差，或揭示屏障體系有疏漏或與野鼠有直接或間接的接觸（如非致病性鞭毛蟲如毛滴蟲），因此常常應該監測寄生蟲并從種群中凈化出去。有關細菌的選取則很復雜，與病毒不同的是，我們經常通過評估其能否導致病變或臨床癥狀的能力來認定細菌對于實驗鼠的重要性，這是因為我們對大多數細菌對宿主造成其它影響和干擾研究的“潛能”知之甚少。而且，目前對于眾多的嚙齒類動物的細菌如嗜肺巴氏桿菌和巴氏桿菌屬的其它成員（如鼠放線桿菌、鼠流感嗜血桿菌）的分類和鑒定的認識尚有諸多不足，所以難免造成誤判，而且由于對它們的特性了解不多，因此妨礙了凈化效率。有研究表明鼠的某些生長因子依賴性的巴氏桿菌與副流感嗜血桿菌密切相關（因此其傳播可能源于人類）。尚不清楚是否可以將這些細菌從實驗鼠群中根除，因為屏障設施生產的鼠會接觸到人類，因此有再感染的風險。另外人類是大腸桿菌、克雷伯氏菌、綠膿桿菌、金黃色葡萄球菌等的宿主，所以也會有人將這些細菌傳播給鼠的可能性。有些細菌可能在實驗鼠群中不常見，如念珠狀鏈桿菌，許多設施都監測該菌，這是因為該菌引起一種叫做鼠咬熱的人畜共患病，而且可作為衡量是否有野大鼠污染的標志。再如卡氏肺孢子蟲在實驗大鼠群中存在，而且并不少見，是所謂的“大鼠呼吸病毒”病的真正病原。先前該病原主要通過組織病理學診斷和監測，現在可以通過血清學和PCR監測了。

第三要考慮監測的頻度。微生物監測的頻度應該適宜，以便及時地發現設施里是否有不應該有的病原。監測的頻度主要取決于所要監測的種群的用途、某一或某些病原或污染物對該種群的重要性、病原侵入的風險以及經費上的考慮。例如FELASA建議對重要病原至少每季度監測一次。大多實驗動物生產供應商則監測得更頻繁些，如每4～6周一次。在經常引入新動物的設施，與不常有新進動物的設施相比較，則監測頻度可能要適度地提高。一般性的原則是高頻度的小樣本監測（如每4～6周檢測3～5個動物）比低頻度的大樣本監測（如每3個月監測10個動物）更可靠。對于常見的或對研究有嚴重影響的病原如冠狀病毒、細小病毒、肺炎支原體、蟯蟲等應該頻繁監測，如每季度甚至每月一次；而對于不常見的病原如小鼠巨細胞病毒、仙臺病毒、漢坦病毒等則不必頻繁監測，如可每半年甚至每年一次。對于隔離器中飼養的無菌動物或悉生動物來說，應該更頻繁地監測細菌（環境微生物）而不是病毒和寄生蟲，因為一旦屏障出現問題，細菌侵入的風險更大。例如可在一年中的第1、2和3季度送哨兵鼠的血清進行常見病原的血清學檢測，在第4季度則送檢活體哨兵鼠進行全面的檢測。

第四要考慮健康監測的內容和范疇。如果動物種群中至少有一個動物存在有某病原體，那么健康監測的目的就是在抽的樣本中檢測出有該病原的存在。反之亦然，即如果在抽樣中沒檢測出病原則種群中不存在該病原。健康監測體系包含以下范疇：對種群中的動物進行監測或對哨兵動物進行監測，后者可稱為哨兵鼠計劃，也是我們通常所說的（狹義的）健康監測。其次，是對新引進的動物進行監測或作檢疫監測。第三是對將用于鼠的生物材料進行監測。單位一般都有一個實驗鼠的健康準入標準，即供應商所提供的健康報告應該包括必檢的項目和不能有特定病原的存在。

新引進動物的監測：單位可以多訂購一定數量的鼠，在接收后立即安樂死進行檢測或送到第三方實驗室檢測，以便核實供應商的健康報告，減少污染設施的風險。需要注意的是，該做法必須通過單位的倫理審查委員會的審核批準才能實施。現在的實驗動物供應商一般都有較完備的健康監測計劃，一般都可提供不同的屏障或房間的健康報告。一般可以通過嚴格評估選定一個或少數幾個實驗動物供應商，開始合作時可能需要核實其健康報告，但良好的互信的合作關系建立后可不執行此計劃或抽檢即可。如果動物來自科研院所則情況有所不同，其健康監測計劃各不相同，所以以防萬一可以采用此方法進行核實。

檢疫期監測：絕大多數情況下，來自高品質的實驗動物供應商的、用有高效濾膜的運輸盒運輸的、且運抵時運輸盒完整的實驗鼠對設施里的動物造成污染的風險很低，一般不需要隔離而可直接運至設施內的動物房。在這種情況下，接收時應該仔細檢查運輸盒是否完整、拒收運輸盒有破損的動物、細心地拿放運輸盒并對其表面進行消毒，以減少其表面污染對設施所造成的危害。對于其他來源的實驗鼠，一般其生產質量控制、裝運等都不太嚴格，執行適宜的檢疫可能很重要。這些動物可能多為特殊的模型/基因工程小鼠，因此其提供方的健康監測計劃可能是針對這些特定的動物的，可能不能完全符合接收設施的健康監測規程。而且這些動物多為“稀缺”動物，所以對其接收和接收后的檢疫工作等應該進行精心準備。檢疫期通過前應該視它們為可疑的感染源，因此應該遵循檢疫期的相關操作規程。檢疫期的動物和別的動物應該隔離開，最好是房間水平的隔離，但如果空間有限可使用隔離器等設備。另外，如果對動物供應商的品質不懷疑，但對動物的運輸有疑慮，可對動物進行監測以排除運輸過程中的污染。如果使用血清學方法進行檢測，則不能在接收時立即安樂死動物監測，可將其置于檢疫期一定時間后再監測。因為動物如果在運輸過程中感染/污染，至少需要大約一周的時間才能產生抗體。也可在到達后第3天，從每只鼠采集糞便樣本（注意盡量“無菌”操作），每10個動物的樣本混合后可采用PCR的方法檢測常見的腸道病原。或者從每一動物采集糞樣、口腔拭子或鼻/肺沖洗物、和無毛動物的皮膚拭子，10只動物的樣本按不同的類型分別混合，進行鼠常見傳染病原的PCR檢測。也可采糞樣、肛周膠帶粘貼取樣、毛發等進行寄生蟲的檢測。

生物材料的監測：生物材料如細胞培養物和腫瘤組織/細胞等的微生物污染可危及實驗動物設施的生物安全以及對動物實驗研究造成負面影響。所有的生物材料在接種實驗鼠之前都應該進行檢測以確定沒有外源性微生物（主要是鼠的一些傳染病病原體）污染。可通過將生物材料接種鼠，4～6周后檢測是否有相關抗體產生。現多用PCR的方法檢測。

直接從種群中隨機抽取動物進行監測：嚙齒類動物體型小、能采集的血樣少，所以不可能用大動物（如豬、犬、猴等）的疾病監測方法諸如采血樣檢測等來進行動物群體健康監測。一般的鼠群的健康監測都得安樂死動物并采集足夠的血樣和組織樣品。可直接隨機從動物群中選取動物作為群體的代表來檢測。用這種監測模式不需要在種群中引入哨兵鼠，因此可以避免通過哨兵鼠而引入感染。另外的一個優點時在需要進行監測時，一般可立即從種群中選取所需要數目的鼠進行采樣，而使用哨兵鼠時則需要把哨兵鼠置于種群中一定的時間以確保其獲得機會來暴露給種群中存在的病原并產生感染。直接抽取動物檢測的前提是選取的動物已經盡可能地暴露給了存在于種群中的病原微生物。例如可以使用開放性籠蓋的鼠籠、甚或采用與哨兵鼠相似的“臟墊料”法，即轉移最可能有感染的墊料至預先選定的鼠籠。如果使用血清學方法監測，則選取的動物必須能產生抗體。因為基因工程鼠的免疫學狀況未知或很難確定，所以選取基因工程鼠進行監測時有很多的不確定因素，即這些動物能否產生有效的抗體水平。如果某些動物有免疫缺陷，則不適于血清學檢測（可造成假陰性結果），但如果運用得當，采用直接檢測病原的方法如PCR、細菌學和寄生蟲學，則也能很好地應用免疫缺陷動物來進行動物種群的健康監測，因為這些免疫缺陷的動物對寄生蟲和細菌的抵抗力較弱，一般可長時間的乃至終生的保持活動性感染。選取動物時應該在一個動物房內多點取樣，以盡可能的監測出僅在局部分布（如某個籠架）的感染，這也因房間通風方式以及使用的籠具體系等的不同而異。如果一個動物房內有不同的品系或封閉群的動物，則應該各選取其代表動物進行監測。在動物年齡的選擇上，應該盡量選取年幼的和老的動物，但要避免使用年齡過大的動物，因為寄生蟲多寄生于年幼鼠，而年老的鼠則有最大的可能暴露給設施內的微生物從而產生血清陽轉。但是年老的特別是無免疫缺陷的鼠可能對感染其的病原產生了免疫反應進而部分或全部地把大多數的寄生蟲或病毒等都清除了，所以這些鼠用直接檢測病原的方法來檢測的話很可能會是陰性的。太小的鼠因為其母源抗體的存在可能也會影響到血清學的檢測。對于繁殖種群而言，最好的是選取因年老而淘汰的種鼠和過剩的斷奶鼠。例如，選擇4～5周齡的鼠檢測腸道原蟲最好、8～10周齡檢測蟯蟲最好、10～12周齡監測卡氏肺孢子蟲最好，但是超過幾月齡的鼠則對細小病毒不易感。健康監測的目的是準確地檢測出在一個種群中是否有某（些）病原體的存在（即在某種群中至少有一例陽性），而不是準確地確定感染或疾病的流行率（即多少動物感染了）。理論上講，樣本的量是依賴于種群中的病原的流行率的。運用統計學的原理和公式，有不同的作者或機構制定了樣本大小的指南，如可用log（1-置信度）/log（1-預期的流行率）來計算樣本大小。例如，一個鼠群某病原的流行率估計為30％，置信度為95％時，則樣本量為8～10；若流行率為10％，則需要25～30個樣本。另外可參考現行的《實驗動物微生物學等級及監測》國家標準。顯而易見，對于流行率低的病原，如果使用獨立通風籠具則使病原傳播率更低，因此需要采集的樣本數量很大，所以大多設施采用哨兵鼠來進行健康監測。

使用哨兵鼠進行鼠群健康檢測：現在的實驗鼠設施多使用小隔離器、層流架、獨立通風籠具等使得疾病傳播率很低（流行率多低于30％）而且流行或分布不均一。另外從動物群中抽取動物要做到真正隨機的話則不影響到科研究很難。這些都使得隨機抽取動物進行健康監測的方法不太適用。可以在鼠群中放置哨兵鼠，盡可能地讓這些鼠暴露給動物設施中的微生物，然后通過檢測這些鼠來反推出種群的健康狀況或者其微生物感染狀況。可從哨兵鼠采血、取樣、甚至安樂死來進行檢測，而不干擾在研的動物實驗。原則上哨兵動物應該是免疫健全的年輕成年鼠（多為6～8周），多在3～5周齡時引入并在種群中放置足夠長的時間以讓這些哨兵鼠充分地暴露給種群中和/或動物房間中的病原，一般為至少4～6周，以便檢測抗體和寄生蟲。也應避免使用太老的動物作為哨兵鼠，因為可能導致血清學假陰性。哨兵鼠的品系/封閉群的選擇也要慎重。使用和所要檢測的種群相同品系的動物較好如可以多購買幾只作為哨兵鼠使用，因為這樣可以避免因哨兵鼠而引入感染的風險。但也要考慮到所要檢測動物的免疫學狀況，如免疫有缺陷的動物就不適用這一方法。一般選用封閉群的鼠作為哨兵鼠，如CD小鼠和SD大鼠，因為它們對病原易感但不發病、能產生很好的免疫學應答，而且價格不貴。有些近交系的鼠對有些病原部分或完全不易感，因此應該酌情避免使用，例如C57BL/6對小鼠細小病毒MPV不易感、SJL對小鼠肝炎病毒的呼吸道株（多器官親嗜性）不易感等。還有DBA/2小鼠的抗體應答緩慢，也應避免使用。引入哨兵鼠的風險也有很多。例如，要考慮到由哨兵鼠本身的感染而污染/感染其它動物的可能性。但這種風險可以通過對哨兵鼠來源的慎重選擇而降低，例如可從高品質的實驗動物供應商購買動物作為哨兵鼠（并確定沒有針對要檢測的病原的抗體）。也可以在將哨兵鼠引入種群之前對新購進哨兵鼠進行適宜的隔離檢疫，以弄清其微生物狀況。可以使用設施里生產的鼠，但一般不提倡，因為這樣會涉及到很多額外的生物安全問題。有種做法是盡量只使用來源自隔離器中飼養的微生物學狀況清楚的動物，如可使用無免疫缺陷的雜合子的裸鼠來作為哨兵鼠。

哨兵鼠都是以間接的方式來暴露給病原，如通過采集種群中其它鼠使用過的墊料即臟墊料，特別是疑似感染的動物的臟墊料，放置到哨兵鼠籠。這種方法是標準的方法，適用于獨立通風籠具飼養的鼠、免疫缺陷鼠等的健康監測。但也可使用直接接觸法來感染哨兵鼠，即將哨兵鼠和種群中其它的鼠合養（也就是直接接觸），多適用于檢疫期，這樣做的風險在于哨兵鼠可感染其它的鼠或造成遺傳學污染或打斗，而且很難采集很多籠的鼠進行檢測。這種情況下，可選用毛色上和種群中的其它動物不同的哨兵鼠。臟墊料法也存在諸多缺陷，例如纖毛相關呼吸道桿菌和乳酸脫氫酶增高癥病毒就不通過臟墊料傳播，仙臺病毒和螺旋桿菌則不能很好地通過墊料傳播。通常的做法是在每次換墊料時，盡可能多的把種群中動物的臟墊料（每籠取5～15mL）轉到哨兵鼠籠。一般不添加新的墊料，因為新的墊料會稀釋臟墊料中可能含有的病原，使其達不到最低感染劑量。一個折中的辦法是，如果使用筑巢材料作為一種豐富環境的措施，則可放置新的筑巢材料于哨兵鼠籠。動物排毒會隨著病毒感染過程的推進而減弱直至感染結束。采樣作血清學檢測的時間和哨兵鼠最后接觸臟墊料的時間應該間隔2～3周（3～4周可能更好），因為對于大多的病原來說，哨兵鼠需要7～14d的時間來產生抗體。但是針對鼠諾瓦克病毒的血清陽轉則可能需要8周的時間。然而，哨兵鼠放置在種群中的時間不宜超過3個月，主要是因為鼠對小鼠細小病毒這個小鼠最常見的病毒的易感性隨年齡增長而下降。

哨兵鼠和其所“代表”的種群動物的比例也要適當，但是沒有相關的正式指南。如1個有2～3只哨兵鼠的籠子可用來檢測50～80籠的動物。依據所希望保持的微生物學狀態、飼養方式、籠具系統等的不同，這個比例會有不同。大多獨立通風籠具在籠架的每側都放置一哨兵鼠籠。應該平衡一下風險和費用的關系。例如，如果1個哨兵鼠籠代表50～80籠鼠，如果哨兵鼠檢測陽性，為找出是哪籠鼠除了問題則可能需要對50～80個籠的動物分別檢測。如果同樣的50～80籠鼠，設置兩籠哨兵鼠，如果其中一籠檢測陽性，則只需要檢測其所代表的那25～40籠鼠。一般每季度采樣檢測，這種安排最適于血清學檢測。因同年齡的鼠放在一個籠子里，其微生物狀態會大致一致，所以不用對哨兵鼠籠的所有動物都進行檢測，一般每籠檢測一只。在樣本（哨兵鼠和/或血清等）送檢后，即可引入新的哨兵鼠，這些新的動物可以去接觸已有的感染并作為橋梁來承上啟下即對那些上批哨兵鼠尚未發生血清陽轉的病原產生免疫應答。當結果出來時，可對“老”的哨兵鼠實施安樂死，一來可以去驗證那些陽性結果，二來可以采樣用于檢測其它感興趣的但尚未檢測的病原（即未列在上次檢測計劃中的病原等）。因為可能不是所有的哨兵鼠都會對小鼠細小病毒發生血清陽轉，所以要注意的是如每籠哨兵鼠只檢測一只可能會降低微生物監測的靈敏度，但這樣做可省錢，或者對剩余的哨兵鼠只進行細小病毒檢測。

哨兵鼠籠的放置位置應考慮盡量增大這些動物的感染機會。如和種群中的動物接近、放在籠架底層、離出風口近等。另外可固定在某些位置，這樣能引起飼養人員和科研人員的注意。哨兵鼠多為雌性，一來可減少動物的打斗，二來可避免對種群因計劃外的交配而造成遺傳學污染。

哨兵鼠計劃有以下內在的缺陷：一是對微生物的檢測是間接的（即不是對種群中的動物直接檢測）而且有時間上的滯后。制約因素有哨兵鼠必須易感、種群中的動物是否處在排毒的活動期、某些病原在環境中易滅活（所以要使用新鮮臟墊料）、哨兵鼠能否暴露給足夠量的病原（臟墊料的量要夠而且要混合均勻）、哨兵鼠必須血清陽轉或開始排毒（滯后1～8周）等。二是如果哨兵鼠檢測為陽性，則不易判斷其感染的來源。感染可能源自哨兵鼠本身、哨兵鼠經由其它意外的途徑（如飲水、飼料、試驗處理、籠具清洗等）而感染，而且感染可能來自任何一個該哨兵鼠所代表的鼠籠。

3 實驗鼠群健康監測的方法

實驗鼠群健康檢測所涉及的方法學有很多，如剖檢前的檢查（如環境檢測數據、飼養管理情形、種群的大小、動物品種、遺傳學背景、免疫學狀況、動物標識等）、大體剖檢、血清學、細菌培養、分子生物學診斷技術如PCR、寄生蟲學檢查、組織病理學、和其它的一些診斷方法。最常用的還是血清學和PCR。詳盡的方法學恕不詳述。要注意的是對樣本及樣本的處理過程進行適宜的質控、以及陰、陽性對照的合理使用。

4 實驗鼠群健康監測的樣本采集原則

因擬定使用的檢測方法的不同和/或檢測的病原的不同采集的樣本也有所不同。如采用血清學方法，則要采集血液分離血清。血清可用PBS進行適度稀釋，如1份血清加入4份PBS。如對生物安全3級實驗室內的鼠進行健康檢測，則血清應該進行滅活如加熱滅活。另外，對生物安全3級實驗室，可使用經福爾馬林固定的組織/糞便樣品等來進行PCR檢測、寄生蟲檢測和組織病理學檢測。

合并樣品（把不同動物的樣品混合在一起作為一個樣品檢測）可減少需要檢測的樣本數量，從而可以減少費用。但是需要滿足以下兩個條件。一是檢測的方法要足夠靈敏（即可檢測出僅存在于混合樣品中的某一樣品中的微量微生物或其成分），一般適用于PCR和寄生蟲糞檢，不適用于血清學。二是在經濟上要合理，即假設要混合X個樣品成一個混合樣，只有少于（X-1）/X的混合后樣品為陽性時，在經濟上才是合理的。例如有100個樣品，10個混為一個（即上述公式中的X），即有10個混合樣。如果混合樣一旦為陽性，則可能需要檢測其混合前的每一樣品。按照這樣的推理，如果有（10-1）/10即10個混合樣中有9個為陽性，則總共的檢測次數為100，和不混合樣品一樣。如果10個樣中有8個為陽性，則總共的檢測次數為90，比較經濟。

最好是和檢測實驗室聯系，咨詢如何取樣及樣品處理等問題。運送活體動物和相關樣本應該按照國際國內的相關法規和標準來進行。

另外，如果鼠群中有動物死亡，也可多剖檢和診斷，這可以作為常規健康檢測計劃的一個很有益的補充甚至組成部分。

5 實驗鼠種群健康檢測結果的解讀及應對措施

應該由負責該動物種群健康的相關專家來解讀健康檢測結果，看是否有異常的或意外的結果。如果沒有異常結果，可以按照相關要求對結果進行數據管理或對報告進行歸檔。如果檢出陽性，建議在采取措施之前，聯系診斷實驗室，確定陽性結果以及其可能的意義，然后啟動相應的應對措施。診斷實驗室可以給出他們對陽性結果的看法，如屬強陽性還是弱陽性、是否某檢測方法常有假陽性結果、或者說某病原很少見所以其檢測結果為陽性的意義不大等。另外診斷實驗室還可就如何最快最好確證陽性結果提供建議。在對某陽性結果采取措施之前，要將檢測結果知會單位內部的動物倫理審查委員會和其他相關的部門和人員。單位要及時地對健康檢測的結果進行匯總和分析，進而可以對監測計劃進行修訂，如增/減檢測的病原、對個別病原增/建檢測頻率、采用新的檢測方法等。

總之，沒有一成不變的健康監測計劃，也沒有一個放諸四海而皆準的健康監測規程。讀者在了解上述的一些有關實驗鼠群健康監測的基本原理之后，在制訂監測計劃時，可參考前文有關“如何建立實驗鼠群健康監測規程”一節的內容，充分用好互聯網等資源，對國內外一些著名大學、科研機構的相關資料進行仔細研究和推敲，結合我國的實情，建立并在實踐中逐步完善富有單位特色但確實行之有效的實驗鼠群健康管理體系。

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