張 玲, 孫 萌, 史 波, 唐麗麗, 吳存造, 蔡 勇, 夏 鵬, 鄭少玲, 楊亦榮, 陳必成
(溫州醫科大學附屬第一醫院,浙江 溫州 325000)
移植術后糖尿病(post-transplantation diabetes mellitus,PTDM)是實體臟器移植后常見的并發癥之一,嚴重影響移植受者的長期生存率及移植臟器的存活率。據報道,PTDM的發病率因移植臟器的不同而有所差別,范圍波動在4%~50%[1]。大量研究表明[2],免疫調節劑鈣調磷酸酶抑制劑(calcineurin inhibitor, CaNI)的大量運用是PTDM的重要危險因素之一。臨床常用的CaNI以FK506和環孢霉素A(cyclosporin A, CsA)為主, 且FK506比CsA更易誘導PTDM[3]。目前,多數基礎研究主要關注FK506對胰島細胞的損傷及胰島素分泌的影響。也有研究表明[4-5],使用CaNI的移植術后患者早期血胰島素水平普遍會高于正常組。FK506作為胰島移植術后最常用的免疫抑制劑之一,其誘導PTDM的機制存在矛盾之處。本研究通過建立動物模型,嘗試闡述FK506對大鼠脂肪因子分泌譜及其關鍵信號通路PPAR-γ的影響,以進一步揭示FK506誘導糖耐量損傷的機制。
FK506(國藥準字J20090142)購于安斯泰來制藥(中國)有限公司;生理鹽水購于上海麗臣生物科技有限公司;水合氯醛購于上海京索來寶生物科技有限公司;血糖儀及血糖試紙購于長沙三諾生物傳感股份有限公司;Trizol試劑購于Gibco;逆轉錄試劑盒和SYBR Green I熒光定量試劑盒購自東洋紡(上海)生物科技有限公司;實時熒光定量PCR所用引物由上海生工生物技術有限公司合成(引物序列見表1);PPAR-γ、adiponectin、GAPDH兔抗大鼠Ⅰ抗以及辣根過氧化物酶標記山羊抗兔IgG Ⅱ抗購于Abcam;所用熒光定量PCR儀ABI7500購于ABI。

表1 實時熒光定量PCR引物序列
雄性SD大鼠12只,9周齡,購于北京維通利華實驗動物技術有限公司,動物許可證號為SCXK(京)2012-0001,初始體重為(188.65±12.71)g,血糖(4.86±0.44)mmol/L。動物飼養環境:溫度(22±2) ℃,保持通風,自然晝夜節律變化,相對濕度40%~60%。給予動物標準飼料,1只1籠喂養。
大鼠適應性喂養1周后,隨機分為2組(每組6只)。給藥組大鼠給予腹腔注射1 mg·kg-1·d-1FK506 (1 mg溶于2 mL生理鹽水);對照組大鼠給予腹腔注射1 mL·kg-1·d-1生理鹽水。在禁食不禁水8 h后,每天測空腹體重1次。用藥后,用大鼠固定器固定大鼠,斷尾取血,每2 d測空腹血糖(fasting blood glucose,FBG)。
給藥第15天,禁食8 h后,給予10%水合氯醛腹腔注射麻醉(0.3 mL/kg),固定,消毒。經下腔靜脈放血后,取大鼠腹腔內臟脂肪及附睪脂肪組織,以預冷生理鹽水沖洗干凈,濾紙吸干水份后放入凍存管,迅速轉入液氮降溫,-80 ℃長期保存。
用 Trizol試劑盒提取給藥組和對照組大鼠脂肪組織的總RNA。參照逆轉錄試劑盒說明書,吸取2 μg RNA樣本在10 μL體系中進行逆轉錄反應。取逆轉錄產物1 μL進行PCR擴增, PCR擴增體系為:5 μL熒光定量染料2×SYBR熒光定量試劑、2 μL引物(上、下游各1 μL)、2 μL Plus反應液、1 μL cDNA。檢測靶基因包括: 氧化物酶體增殖物激活受體γ (peroxisome proliferator-activated receptor γ,PPAR-γ)、脂聯素 (adiponectin)、抵抗素 (resistin)、瘦素 (leptin)、內酯素 (visfatin)、視黃醇結合蛋白4 (retinol-binding protein 4, RBP4)。擴增程序為:95 ℃ 3 min后,進行95 ℃ 15 s,62 ℃ 15 s,72 ℃ 45 s,共40個循環擴增。得到的Ct值用2-ΔΔCt法計算mRNA表達的變化(結果為倍數關系)。
裂解液(RIPA)提取給藥組與對照組大鼠脂肪組織蛋白。凍融后的脂肪組織100 mg在冰上剪碎,加入1 mL 含1% PMSF的裂解液,作用60 min后吸取提取液; 12 000 r/min 離心30 min,取上清液測蛋白濃度;制備10%聚丙烯酰胺分離膠和5%濃縮膠,樣品5×SDS上樣緩沖液, 設置恒壓100 V, 電泳60 min;設置恒流350 mA,濕法電轉移(脂聯素30 min,PPAR-γ 55 min), 轉膜后的PVDF膜經5% TBST脫脂奶粉室溫封閉2 h;然后加Ⅰ抗(稀釋在Ⅰ抗稀釋液中),4 ℃孵育過夜,加入相應種屬Ⅱ抗,室溫孵育1.5 h,ECL發光液孵育膜5 min,暗室壓片曝光,顯影定影后膠片保存。
數據以均數±標準差(mean±SD)表示, 采用Microsoft Excel 2003統計軟件進行單因素方差分析和IBM SPSS Statistics 19統計軟件進行重復測量設計的方差分析。以P<0.05為差異有統計學意義。
在觀察時間內,大鼠活動正常,各組大鼠未出現死亡現象。2組大鼠在實驗過程中體重緩慢增加,第14天后2組大鼠體重無顯著差異(P>0.05),見圖1。可排除體重對實驗結果的影響。

Figure 1. The changes of body weight in the rats fasted for 8 h.Mean±SD.n=6.
在實驗期間前10 d內,2組大鼠FBG值無明顯差異,見圖2。在第10天后,給藥組大鼠FBG趨勢發生變化,第12天的空腹血糖首次大于7 mmol/L。第13天、第15天連續監測FBG,給藥組大鼠持續≥7 mmol/L,而對照組大鼠血糖始終<6.5 mmol/L。給藥組大鼠FBG顯著高于對照組(P<0.05)。對照組大鼠FBG無顯著變化(P>0.05)。
2組大鼠脂肪組織PPAR-γ mRNA的表達差異顯著(P<0.05)。給藥組大鼠PPAR-γ mRNA的表達量明顯低于對照組(P<0.05),見圖3。

Figure 2. The changes of fasting blood glucose in adult rats observed for 2 weeks.Mean±SD.n=6.*P<0.05 vs normal.

Figure 3. The mRNA expression of PPAR-γ in adipose tissues of the rats treated with FK506 or saline (normal).Mean±SD.n=6.*P<0.05 vs normal.
與對照組相比,給藥組大鼠脂聯素的表達下降到20%,瘦素的表達下降到60%,差異顯著(P<0.05);而內酯素、抵抗素及RBP4的表達相對升高,分別升高至對照組的3倍、2倍及1.6倍(P<0.05),見圖4。
2組大鼠脂肪組織PPAR-γ及脂聯素蛋白表達差異顯著。與對照組相比,給藥組大鼠PPAR-γ蛋白的表達量下降到40%,脂聯素下降到19%(P<0.05),見圖5、6。
FK506是目前在臨床運用最為廣泛的CaNI免疫抑制劑,主要通過calcineurin/NFAT通路,抑制T細胞的免疫應答。目前,多數研究認為,PTDM發生機制主要是FK506在抑制免疫反應的同時,也通過calcineurin/NFAT通路作用于胰島β細胞,抑制胰島素的分泌[6]。也有體外研究表明,FK506可以作用于脂肪細胞,參與下調PPAR-γ的表達[7]。本研究表明,與對照組相比,給予FK506的大鼠FBG明顯升高;內臟脂肪組織的PPAR-γ、脂聯素及瘦素mRNA的表達量降低,內酯素、抵抗素及RBP4 mRNA的表達量升高。通過本實驗證實,FK506能夠調節脂肪組織中PPAR-γ及脂肪因子的表達。

Figure 4. The mRNA expression of adipocytokines in the rats fasted for 8 h and treated with FK506 or saline.Mean±SD.n=3.*P<0.05 vs normal.

Figure 5. The expression of PPAR-γ detected by Western blotting.Mean±SD.n=3.*P<0.05 vs normal.

Figure 6. The expression of adiponectin detected by Western blotting.Mean±SD.n=3.*P<0.05 vs normal.
早在2007年,Hernandez-Fisac等[8]用一定劑量的FK506成功建立PTDM大鼠模型,來研究FK506對胰島素基因表達的影響。本實驗以此為參考,在排除大鼠體重對實驗的干擾下,得到的FK506大鼠FBG明顯高于對照組。這充分說明,FK506是影響大鼠空腹血糖變化及胰島素對血糖變化調節能力的獨立因素。FK506對血糖的影響,不僅僅是因為抑制胰島素的分泌,也有可能是誘導了胰島素抵抗。有研究證實[5]胰島素抵抗存在于PTDM患者血糖升高之前,并貫穿全過程。所以,胰島素抵抗可能是PTDM的始發因素。因為,胰島素抵抗容易引起胰島素的積聚,高濃度的胰島素會降低胰腺β細胞對血糖的敏感性,引起血糖升高。而高血糖會抑制胰腺細胞的增殖,導致胰島素分泌不足,最終共同引起血糖的升高。所以,FK506可能首先影響的是胰島素對血糖的調節能力,最終導致血糖變化。
目前,PPAR-γ在脂肪組織的胰島素抵抗方面起到了重要作用。研究表明[9],PPAR-γ主要與調節脂肪組織脂肪因子分泌有關。脂肪因子是脂肪組織分泌的一類細胞因子,可以直接作用于胰島素信號通路,調節血糖水平,可以改善胰島素抵抗。脂肪因子主要包括:脂聯素、瘦素、抵抗素、內酯素和RBP4等。其中,脂聯素具有增加脂肪酸氧化、提高葡萄糖攝取量、改善胰島素抵抗和抗炎的作用,具有胰島素增敏作用。人體實驗證明[10]脂聯素與機體胰島素敏感性之間有很強的相關性。瘦素可以抑制下丘腦的進食中樞,減少食物的攝取量,促進能量的消耗。但是,抵抗素、內酯素及RBP4可以抑制細胞對葡萄糖的攝取,誘導高血糖狀態及胰島素抵抗。從本實驗也可以看出,空腹血糖較高的 FK506處理大鼠,脂聯素及瘦素表達明顯降低,而抵抗素、內酯素及RBP4明顯升高。同時,又有研究表明PTDM患者血清脂聯素低于正常[11],而高水平脂聯素對PTDM起到了很好的保護作用。所以,FK506對脂肪因子的調變作用可以影響血糖的變化。
目前,普遍認為脂肪因子的分泌主要與脂肪組織上的PPAR-γ通路有關。激活的PPAR-γ,與維甲酸類受體或糖皮質激素受體形成異二聚體,結合于特異性的DNA序列而使得靶基因激活,從而發揮轉錄調控脂肪因子分泌的作用。多數文獻報道,PPAR-γ激動劑促進脂聯素[12]及瘦素分泌[13],抑制抵抗素及內酯素分泌,改善胰島素抵抗。本實驗也發現:FK506處理大鼠PPAR-γ表達量明顯降低,同時出現了脂聯素、瘦素的表達降低和內酯素、抵抗素的表達明顯升高,影響了正常的血糖調節機制,導致FBG明顯升高。可以看出,PPAR-γ與脂肪因子的表達有著明顯的一致性。FK506可以通過抑制PPAR-γ的表達,影響脂肪因子的分泌,誘導糖耐受損傷。
研究表明,leptin的表達與胰島素的抵抗呈正向關系[14],高濃度的leptin可能會抑制脂肪細胞PPAR-γ的表達[15-16]。這可能是與島素的抵抗程度及研究的組織有關系,也說明PPAR-γ及leptin之間存在負反饋調節,具體機制有待進一步研究。
[參 考 文 獻]
[1] Montori VM, Basu A, Erwin PJ, et al. Posttransplantation diabetes: a systematic review of the literature[J]. Diabetes Care, 2002, 25(3):583-592.
[2] Roland M, Gatault P, Doute C, et al. Immunosuppressive medications, clinical and metabolic parameters in new-onset diabetes mellitus after kidney transplantation[J]. Transpl Int, 2008, 21(6):523-530.
[3] Chien YS, Chen YT, Chuang CH, et al. Incidence and risk factors of new-onset diabetes mellitus after renal transplantation[J]. Transplant Proc, 2008, 40(7):2409-2411.
[4] Sahay M, Sahay RK, Narayan G, et al. New-onset diabetes after transplantation - Role of oral glucose tolerance test for diagnosis and study of risk factors[J]. Saudi J Kidney Dis Transpl, 2013, 24(5):897-902.
[5] 王 振,石炳毅,鄭慧麗,等. 腎移植術后糖尿病的發病機制[J].中國醫學科學院學報,2009,31(3):292-295.
[6] Heit JJ, Apelqvist AA, Gu X, et al. Calcineurin/NFAT signalling regulates pancreatic beta-cell growth and function[J]. Nature, 2006, 443(7109):345-349.
[7] Holowachuk EW. Nuclear factor of activated T cell (NFAT) transcription proteins regulate genes involved in adipocyte metabolism and lipolysis[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2007, 361(2): 427-432.
[8] Hernandez-Fisac I, Pizarro-Delgado J, Calle C, et al. Tacrolimus-induced diabetes in rats courses with suppressed insulin gene expression in pancreatic islets[J]. Am J Transplant, 2007, 7(11):2455-2462.
[9] Terauchi Y, Kadowaki T. PPAR and diabetes[J]. Nihon Rinsho, 2005, 63(4): 623-629.
[10] Yadav A, Kataria MA, Saini V, et al. Role of leptin and adiponectin in insulin resistance[J]. Clin Chim Acta, 2013, 417:80-84.
[11] Bayes B, Lauzurica R, Granada ML, et al. Adiponectin and risk of new-onset diabetes mellitus after kidney transplantation[J]. Transplantation, 2004, 78(1): 26-30.
[12] Chen L, He T, Han Y, et al. Pentamethylquercetin improves adiponectin expression in differentiated 3T3-L1 cells via a mechanism that implicates PPARgamma together with TNF-alpha and IL-6[J]. Molecules, 2011, 16(7): 5754-5768.
[13] Bastard JP, Hainque B, Dusserre E, et al. Peroxisome proliferator activated receptor-gamma, leptin and tumor necrosis factor-alpha mRNA expression during very low calorie diet in subcutaneous adipose tissue in obese women[J]. Diabetes Metab Res Rev, 1999, 15(2): 92-98.
[14] Silha JV, Krsek M, Skrha JV, et al. Plasma resistin, adiponectin and leptin levels in lean and obese subjects: correlations with insulin resistance[J]. Eur J Endocrinol, 2003, 149(4):331-335.
[15] Rhee SD, Sung YY, Jung WH, et al. Leptin inhibits rosiglitazone-induced adipogenesis in murine primary adipocytes[J]. Mol Cell Endocrinol, 2008, 294(1-2): 61-69.
[16] Cabrero A, Cubero M, Llaverias G, et al. Leptin down-regulates peroxisome proliferator-activated receptor gamma (PPAR-gamma) mRNA levels in primary human monocyte-derived macrophages[J]. Mol Cell Biochem, 2005, 275(1-2):173-179.