田亞汀 張玉平 田小菲 喬海霞 王小榮
(河北北方學院基礎醫學院法醫系,河北 張家口 075000)
環氧化酶(COX)又稱前列腺素(PG)H2合酶、前列腺素內過氧化物合成酶(PTGS),它是花生四烯酸合成前列腺素類物質(PGs)的關鍵性限速酶。COX有2種異構酶,其中COX-1為結構型,而COX-2為誘導型。COX及其產物參與機體的腫瘤新生、血壓調節、炎癥反應、凝血平衡等多種生理和病理過程。本文綜述COX在機體生理及病理狀態下腸道運動過程中的作用。
生理和多種病理狀態下,磷脂酶A2催化細胞膜磷脂水解產生花生四烯酸。花生四烯酸轉化為PGG2,進而在COX催化下轉化為PGH2。PGH2是一種非常不穩定的PG中間體,在相應合酶的催化下迅速轉化成多種 PGs,包括:PGD2、PGE2、PGF2α、PGI2及血栓素 A2(TXA2)〔1〕。COX 包括兩種亞型,COX-1和-2。兩個亞型基本蛋白結構相似、參與相同的催化反應,但大量研究表明COX-1似乎主要介導體內的“管家基因”效應,而COX-2在炎癥、應激、缺血、腫瘤新生等狀態下誘導性表達〔2,3〕。
PGs是20碳不飽和脂肪酸,存在于人體各種組織內,它不僅在炎癥時發揮重要作用,而且還調控許多重要生命活動,如凝血、排卵、分娩、骨骼新陳代謝、神經生長發育、創傷修復、腎臟功能、血管張力、免疫應激等。PGs多樣的生理及病理生理學效應是由自身的化學性質及其不同的作用受體來實現的。不同的PGs有其特異性的作用受體,PGD2作用于D前列腺素(DP)受體、PGE2作用于E前列腺素(EP)受體、PGF2作用于F前列腺素(FP)受體、PGI2作用于I前列腺素(IP)受體而TXA2作用于T前列腺素(TP)受體。EP受體根據其不同的生物學效應和受體后信號轉導過程又有4種亞型:EP1、EP2、EP3和EP4。盡管這些受體及其亞型由不同基因編碼而且結構差別也很大,但都是G蛋白耦聯受體〔4〕。從受體后信號轉導來看,DP、EP2、EP4和IP受體激活后,細胞內cAMP水平上升,引起平滑肌收縮等生物學效應;而FP和TP受體活化后,伴隨著Ca2+動員,平滑肌舒張等生物學效應。研究還發現,EP3還包括幾種不同的亞亞型,因此作用于EP3受體可引起細胞內cAMP增加或降低,或細胞內Ca2+水平升高,但通常表現出對平滑肌的收縮效應〔1〕。
2.1 COX與術后腸運動障礙 腸梗阻是腹部外科手術最常見的并發癥之一,導致病人住院治療時間延長并增加額外經濟負擔。手術操作是術后腸梗阻的主要原因,盡管已經清楚術后特定的時間內發生不同的病理過程,但手術導致的機械性活動損傷在很大程度上仍不明了。術后腸梗阻病人的病理生理改變包括:交感神經反射抑制、非腎上腺素能非膽堿能神經通路的激活、抑制性體液因子釋放、術后藥物效應及腸肌層的局部炎癥反應。最近的研究中,腸外肌層炎細胞浸潤為特征的組織內炎癥反應在腸運動功能障礙中的作用愈發受到重視〔5,6〕。而且研究發現,炎癥刺激可誘導巨噬細胞、淋巴細胞和神經細胞表達COX-2〔7~11〕,因此有理由相信,其催化產生的前列腺素類物質對腸道動力發揮影響〔12〕。
Schwarz等〔10〕研究發現,小腸手術操作可導致空腸肌層內某些神經元亞群、新浸潤而來的單核細胞以及定居巨噬細胞COX-2的表達上調和PGE2釋放增加;并且,這些改變伴隨著空腸平滑肌收縮活性顯著降低。這種情況下,應用COX-2抑制劑雙脫氧尿苷(DFU)可顯著降低PGE2的產生,改善腸道平滑肌的收縮功能。進一步的實驗還發現,腸道手術操作對COX-2基因敲除小鼠的小腸運動活性無明顯影響。這一研究支持了COX-2催化產生的PGs在術后腸梗阻的發生過程中起著決定性作用。Türel等〔13〕研究發現,大腸手術操作后盡管也出現結腸內COX-2表達增加,環形平滑肌收縮活性降低,但是給予DFU后并不能使其改善。隨后,在全腸道手術操作引起的腸運動障礙大鼠模型上發現,COX-2抑制劑對腸運動的改善效應也僅發生在小腸段。這些結果表明,在術后腸梗阻的發生上,COX-2/PGs途徑的活化可能主要發生在小腸段。
Kalff等〔14〕收集各種疾病(除外感染性疾病)的腸切除術中手術早期和晚期的小腸標本,檢測環形肌中COX-2的表達,并進行相應的功能試驗。結果發現,腹部手術后COX-2的表達顯著增加,使用DFU抑制COX-2活性可明顯改善小腸環形平滑肌的自主收縮活性。因此肯定,腹部腸道手術操作活化的COX-2參與了人體內腸運動功能障礙的發生。
在體研究同樣支持COX-2參與術后腸運動功能障礙的發生。Josephs等〔15〕研究發現,術前給予COX-2抑制劑NS-398可以防止標準腹部手術和腸道操作后30 min到6 h各個時間點出現的腸道轉運延遲。隨后,Schwarz等〔10〕對大鼠研究也發現,小腸手術操作會引起平滑肌COX-2表達增加及胃腸通過功能下降,給予DFU后,其胃腸通過實驗結果趨向正常。這些結果顯示,手術操作誘導的COX-2表達是術后腸運動功能障礙發生的一個關鍵性步驟。
同時,也有COX-1參與腸道術后腸運動功能改變的證據。Korolkiewicz等〔16〕對不同手術操作對小腸運輸功能影響的研究發現,單純的皮膚切口手術不會影響大鼠的小腸運輸功能,開腹手術或者開腹手術聯合腸道操作才會導致小腸運輸功能顯著降低。選擇性和非選擇性COX-2抑制劑都能夠改善開腹手術中腸道操作引起的腸道運輸功能減退,而選擇性COX-2抑制劑僅能改善單純開腹手術引起的腸運動功能障礙。根據這些發現推測,腹部外科手術過程的不同操作可能活化COX不同亞型,影響腸道的運動功能。而且,可能開腹手術誘導COX-2的表達,腸道操作可以增加COX-1產生PGs,進而負性影響腸道的運動功能。但是這些數據有待更充分的實驗數據證實。
Pihl等〔17〕的研究中,通過對開腹手術大鼠監測十二指腸腔內壓力評價其運動活性,發現術后十二指腸自發性收縮活性顯著下降,COX-2抑制劑羅非昔布和帕瑞考昔能夠明顯使其改善;而COX-1抑制劑SC-560卻沒有這種效應。這一結果提示,在十二指腸,也與小腸末端一樣,COX-2對大鼠術后腸運動異常起著重要的作用。因此推測:COX-2抑制劑可以治療術后腸運動功能障礙。Sim等〔18〕采用隨機、雙盲并設立安慰劑對照的方法觀察了40例結腸切除患者在術前和術后使用COX-2抑制劑對腸道運動功能的影響。通常患者術后出現腸鳴音、腸蠕動、排氣及進食最長需要5 d。而圍術期給予伐地昔布40 mg的患者嗎啡用量明顯降低,并且上述終點事件明顯改善。這些結果顯示,COX-2抑制劑具有改善腸運動功能的作用。
總之,盡管還缺乏更堅實的臨床證據,但目前的結果表明,COX-2參與了術后腸運動功能障礙的發生,運用COX-2抑制劑可為術后腸運動功能障礙的治療打開一片新視野。
2.2 COX在機械性腸梗阻中的作用 腸道腫瘤、術后粘連以及憩室炎癥等多種病理狀態下,經常會出現消化道的機械性梗阻。一旦出現梗阻之后,腸內容物和氣體積聚,腸腔內壓力增高,進而導致近端腸管過度擴張。隨后出現腸運動功能障礙,平滑肌層肥厚。臨床上表現出腹脹、嘔吐、腹部絞痛、便秘等癥狀,甚至腸道衰竭〔19〕。Shi等〔2〕報道COX-2參與了梗阻后腸運動功能障礙的發生。結腸不完全機械性腸梗阻大鼠模型上發現,梗阻近端擴張的腸環行平滑肌收縮活性顯著降低,同時發現COX-2 mRNA和蛋白的表達顯著上調。體外腸平滑肌條和培養平滑肌細胞在拉伸實驗中也出現了COX-2的表達升高;并且應用COX-2選擇性抑制劑NS-398可恢復腸平滑肌條和培養平滑肌細胞的收縮性。而且,COX-2基因缺陷小鼠梗阻后腸運動功能降低的程度顯著減弱。隨后的實驗中發現〔3〕,COX-2的過度表達引起梗阻后腸運動功能障礙的發生主要是通過PGE2實現的。大量產生的PGE2進而通過EP2和EP3受體負性調節腸道的運動功能。給予動物NS-398可以預防和治療機械性腸梗阻大鼠的腸運動功能障礙。但是,免疫組化染色的結果顯示,機械性梗阻誘導的COX-2表達主要集中在腸道平滑肌細胞內〔2〕,這有別于在手術操作、炎癥、缺血/再灌注損傷狀態下COX-2表達于上皮細胞、巨噬細胞、浸潤白細胞和腸神經元的情況。這些結果表明,COX-2/PGE2是導致梗阻后腸運動障礙的重要機制,聚焦COX-2/PGE2途徑以及相關的信號轉導過程可能會找到更好地調控腸道運動功能的新靶點。
2.3 COX在炎性腸病中的作用 潰瘍性結腸炎和Crohn病是2種最典型的炎癥性腸病(IBD),IBD的發病機制仍不清楚,但其發病因素可能與腸道黏膜免疫不恰當的慢性激活有關,臨床表現以腸道運動功能異常為其主要特征。動物模型和人類疾病的研究都表明,腸道運輸功能以及平滑肌收縮活性的改變與各種炎癥狀態的干擾有關。炎性腸病時,腸神經系統發生一系列改變,包括:形態,遞質含量和功能狀態;此外,腸平滑肌細胞受體、離子通道、收縮蛋白也出現某些變化。目前認為上述改變是炎性腸病導致腸運動功能障礙的主要原因。有證據表明,COX的表達增加或活化參與了IBD相關的神經運動功能障礙的發生、發展〔20〕。Roberts等〔21〕發現,IBD 患者手術切除的結腸標本腸肌層神經元細胞中COX-2表達增加。因此推測,其催化生成的前列腺素類物質,通過對炎癥狀態下神經傳遞的調節影響腸道的運動模式。
Linden等〔22〕在三硝基苯磺酸(TNBS)誘發的豚鼠結腸炎動物模型上發現,結腸炎后結腸神經肌肉層中COX-2的表達顯著強,PGE2、TXA2、白三烯(LT)B4釋放增加,并伴隨推進功能顯著降低和肌間神經叢興奮性增強。給予COX-2抑制劑DFU后,結腸炎動物的結腸推進功能和腸神經興奮性恢復正常。但給予COX-1抑制劑SC-560幾乎無改善效應。因此推測,COX-2的激活是腸道炎癥時神經肌肉功能障礙中的一個重要事件。大量的研究也發現,腸道炎癥相關的消化運動功能障礙在炎癥消散后的很長的一段時間內將頑固存在,即炎癥后腸道易激綜合征〔23〕。
Krauter等〔24〕研究發現TNBS結腸炎豚鼠在炎癥消散后腸肌層神經元活性和結腸推進能力改變仍持續存在,并且與早期結腸炎反應十分相似。這種狀態下,從給予TNBS后的第50天開始連續4 d使用選擇性COX-2抑制劑DFU治療,并未對炎癥后腸運動功能障礙產生任何影響。此外,結腸組織PG水平與未發炎癥部位組織相似,并不受DFU影響。因此推斷,腸運動功能改變在結腸炎的活躍期可能是COX-2依賴性的,一旦啟動后則不需要由COX-2/PG來維持了。
通過上述研究,推測COX-2抑制劑可作為治療腸道炎癥時腸運動障礙的代表性藥物,但考慮到炎癥時腸黏膜COX-2表達增加是腸黏膜修復的重要決定因素〔25〕,COX-2抑制劑對腸道炎癥有消極作用,即使用COX-2抑制劑可能損傷腸道黏膜而影響其修復,但這些都是有爭議的,有待更深入的研究。
2.4 COX在內毒素休克中的作用 脂多糖(LPS)存在于革蘭陰性菌胞壁中,是內毒素的主要成分。細菌感染出現的多種損傷性改變都與其有關。LPS誘導的內毒素休克動物伴隨著明顯的腸運動功能障礙〔26〕,但其機制不清楚。研究表明,內毒素休克動物腸肌層中炎細胞浸潤明顯增加。并且有證據顯示,活化的巨噬細胞能夠釋放PGs。因此推測,內毒素休克狀態下存在COX途徑的活化,進而影響胃腸道的運動功能。
Calatayud等〔27〕研究發現,腹腔注射內毒素后胃排空時間明顯延遲;而吲哚美辛或選擇性COX-2抑制劑NS-398都能夠顯著拮抗內毒素的抑制效應。West等〔28〕研究也有類似的發現,LPS注射可使動物胃腔內流體內容物明顯堆積,給予COX-2抑制劑后可明顯改善,而COX-1抑制劑卻沒有這種效應。這些結果表明,COX-2參與內毒素休克腸運動功能障礙的發生。離體研究發現,不管是在體給藥還是離體孵育,LPS可引起兔腸平滑肌條自發性收縮活性和乙酰膽堿誘發的收縮反應性顯著下降,而吲哚美辛可以對抗這種效應,并且PGE2可以在正常平滑肌條上模擬出 LPS的抑制效應〔29〕。進一步的實驗顯示〔30〕,LPS處理的腸平滑肌條COX-2表達與正常腸平滑肌條比較并未增加,但是NS-398顯著逆轉了LPS對腸平滑肌條收縮功能的抑制作用。
雖然COX在內毒素休克中的作用機制不清楚,但初步的數據支持COX參與了內毒素休克時腸運動功能障礙的發生。
總之,COX通過其下游分子參與體內多種生理和病理生理學過程,尤其影響了腸道的運動功能。因此,專注于尋找機體在不同狀態下COX的表達、由此產生的PGs種類、發揮效應的受體以及受體后信號轉導規律,將為腸道運動功能障礙的防治提供新策略。
1 Ruan YC,Zhou W,Chan HC.Regulation of smooth muscle contraction by the epithelium:role of prostaglandins〔J〕.Physiology,2011;26(3):156-70.
2 Shi XZ,Lin YM,Powell DW,et al.Pathophysiology of motility dysfunction in bowel obstruction:role of stretch-induced COX-2〔J〕.Am JPhysi-Gastroint Liver Phys,2011;300(1):G99-108.
3 Lin YM,Sarna SK,Shi XZ.Prophylactic and therapeutic benefits of COX-2 inhibitor on motility dysfunction in bowel obstruction:roles of PGE2 and EPreceptors〔J〕.Am JPhysi-Gastroint Liver Phys,2012;302(2):G267-75.
4 Chakraborty R,Pydi SP,Gleim S,et al.New insights into structural determinants for prostanoid TPand IP receptor-G protein coupling〔J〕.Molec Cellul Biol,2013;33(2):184-93.
5 van Bree SHW,Nemethova A,Cailotto C,et al.New therapeutic strategies for postoperative ileus〔J〕.Nat Rev Gastroenterol Hepatol,2012;9(11):675-83.
6 De Jonge WJ,Van Den Wijngaard RM,Ter Beek ML,et al.Postoperative ileus is maintained by intestinal immune infiltrates that activate inhibitory neural pathways in mice〔J〕.Gastroenterology,2003;125(4):1137-47.
7 Schwarz NT,Kalff JC,Türler A,et al.Selective jejunal manipulation causes postoperative pan-enteric inflammation and dysmotility〔J〕.Gastroenterology,2004;126(1):159-69.
8 Kreiss C,Birder L,Kiss S,et al.COX-2 dependent inflammation increases spinal Fos expression during rodent postoperative ileus〔J〕.Gut,2003;52(4):527-34.
9 Gonzalo S,Grasa L,Arruebo MP,et al.Lipopolysaccharide-induced intestinal motility disturbances are mediated by c-Jun NH< sub> 2</sub>-terminal kinases〔J〕.Diges Liver Dis,2011;43(4):277-85.
10 Schwarz NT,Kalff JC,Türler A,et al.Prostanoid production via COX-2 as a causative mechanism of rodent postoperative ileus〔J〕.Gastroenterology,2001;121(6):1354-71.
11 Hu V,Malley S,Dattilio A,et al.COX-2 and prostanoid expression in micturition pathways after cyclophosphamide-induced cystitis in the rat〔J〕.Am JPhysi-Regulat Integ Comparative Phys,2003;284(2):R574-85.
12 Fornai M,Antonioli L,Colucci R,et al.Emerging role of cyclooxygenase isoforms in the control of gastrointestinal neuromuscular functions〔J〕.Pharmacol Therap,2010;125(1):62-78.
13 Türler A,Moore BA,Pezzone MA,et al.Colonic postoperative inflammatory ileus in the rat〔J〕.Ann Surg,2002;236(1):56-66.
14 Kalff JC,Türler A,Schwarz NT,et al.Intra-abdominal activation of a local inflammatory response within the human muscularis externa during laparotomy〔J〕.Ann Surg,2003;237(3):301-15.
15 Josephs MD,Cheng G,Ksontini R,et al.Products of cyclooxygenase-2 catalysis regulate postoperative bowel motility〔J〕.J Surg Res,1999;86(1):50-4.
16 Korolkiewicz RP,Ujda M,Dabkowski J,et al.Differential salutary effects of nonselective and selective COX-2 inhibitors in postoperative ileus in rats〔J〕.JSurg Res,2003;109(2):161-9.
17 Pihl L,Nylander O.Products of cyclooxygenase-2 depress duodenal function in rats subjected to abdominal surgery〔J〕.Acta Physiol,2006;186(4):279-90.
18 Sim R,Cheong D,Wong K,et al.Prospective randomized,double-blind,placebo-controlled study of pre-and postoperative administration of a COX-2-specific inhibitor as opioid-sparing analgesia in major colorectal surgery〔J〕.Colore Dis,2007;9(1):52-60.
19 Thompson JS.Overview of etiology and management of intestinal failure〔J〕.Gastroenterology,2006;130(2 Suppl 1):3-4.
20 Okayama M,Hayashi S,Aoi Y,et al.Aggravation by selective COX-1 and COX-2 inhibitors of dextran sulfate sodium(DSS)-induced colon le-sions in rats〔J〕.Digest Dis Sci,2007;52(9):2095-103.
21 Roberts P,Morgan K,Miller R,et al.Neuronal COX-2 expression in human myenteric plexus in active inflammatory bowel disease〔J〕.Gut,2001;48(4):468-72.
22 Linden DR,Sharkey KA,Ho W,et al.Cyclooxygenase-2 contributes to dysmotility and enhanced excitability of myenteric AH neurones in the inflamed guinea pig distal colon〔J〕.JPhys,2004;557(1):191-205.
23 Cremon C,Gargano L,Morselli-Labate AM,et al.Mucosal immune activation in irritable bowel syndrome:gender-dependence and association with digestive symptoms〔J〕.Am J Gastroenterol,2009;104(2):392-400.
24 Krauter E,Strong D,Brooks E,et al.Changes in colonic motility and the electrophysiological properties of myenteric neurons persist following recovery from trinitrobenzene sulfonic acid colitis in the guinea pig〔J〕.Neurogastroenterol Motil,2007;19(12):990-1000.
25 Wallace JL,Devchand PR.Emerging roles for cyclooxygenase-2 in gastrointestinal mucosal defense〔J〕.Brit Pharmacol,2009;145(3):275-82.
26 Hernández LV,Gonzalo S,Castro M,et al.Nuclear factor κB is a key transcription factor in the duodenal contractility alterations induced by lipopolysaccharide〔J〕.Exp Physi,2011;96(11):1151-62.
27 Calatayud S,García-Zaragozá E,Hernández C,et al.Downregulation of nNOSand synthesis of PGs associated with endotoxin-induced delay in gastric emptying〔J〕.Am J Phys-Gastrointestinal Liver Phys,2002;283(6):G1360-G7.
28 West SD,Suliburk JW,Smith GS,et al.Effects of lipopolysaccharide on gastric stasis:role of cyclooxygenase〔J〕.Diges Dis Sci,2006;51(4):754-65.
29 Rebollar E,Arruebo M,Plaza M,et al.Effect of lipopolysaccharide on rabbit small intestine muscle contractility in vitro:role of prostaglandins〔J〕.Neurogastroenterol Motil,2002;14(6):633-42.
30 Grasa L,Arruebo M,Plaza M,et al.A downregulation of nNOSis associated to dysmotility evoked by lipopolysaccharide in rabbit duodenum〔J〕.J Phys Pharmacol,2008;59(3):511-24.